Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Electroretinogram Analyse van de Visual Response in zebravis Larven

15.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/52662

⸱

16 maart 2015

 ,  , 
1Department of Cell Biology and Physiology, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Ophthalmology, Duke University

In dit artikel

Samenvatting

We presenteren een methode voor de elektroretinografische (ERG) analyse van zebravislarven met behulp van micromanipulatie en elektroretinografietechnieken. Dit is een eenvoudige en duidelijke methode voor het testen van de visuele functie van zebravislarven in vivo.

Samenvatting

De electroretinogram (ERG) is een niet-invasieve elektrofysiologische methode voor het bepalen van retinale functie. Door het plaatsen van een elektrode op het oppervlak van de cornea, elektrische activiteit gegenereerd in reactie op licht kan worden gemeten en gebruikt om de activiteit van retinale cellen in vivo te evalueren. Dit manuscript beschrijft het gebruik van de ERG om de visuele functie te meten in de zebravis. Zebravis zijn al lange tijd gebruikt als een model voor gewervelde ontwikkeling als gevolg van het gemak van het gen onderdrukking door morfolino- oligonucleotiden en farmacologische manipulatie. 5-10 dpf, alleen kegels zijn functioneel in de larvale retina. Daarom is de zebravis, in tegenstelling tot andere dieren, is een krachtig model voor de studie van kegel visuele functie in vivo. Dit protocol maakt gebruik van standaard anesthesie, micromanipulatie en stereomicroscopie protocollen die gangbaar zijn in de laboratoria die de zebravis onderzoek uit te voeren. De geschetste methoden maken gebruik van standaard elektrofysiologie equipment en een weinig licht camera om de plaatsing van de opname micro-elektrode te begeleiden op de larvale hoornvlies. Tenslotte tonen we hoe een commercieel verkrijgbaar ERG stimulator / recorder oorspronkelijk ontworpen voor gebruik met muizen gemakkelijk worden aangepast voor gebruik bij zebravis. ERG van larvale zebravis biedt een uitstekende methode voor het bepalen van kegel visuele functie bij dieren die zijn gewijzigd door morfolino- oligonucleotide injectie, alsook nieuwere genoom engineering-technieken zoals Zinc Finger Nucleasen (ZFNs), transcriptie Activator-Like Effectorcellen Nucleasen (Talens), en Regelmatig Gegroepeerde afgewisseld met korte Palindromic Repeats (CRISPR) / Cas9, die allemaal sterk verhoogde de efficiëntie en effectiviteit van gen targeting in zebravis. Bovendien benutten we het vermogen van farmacologische middelen aan zebravis larven de moleculaire componenten die bijdragen aan de photoresponse evalueren dringen. Dit protocol beschrijft een opstelling die kan worden gemodificeerd en gebruikt door onderzoekersmet diverse experimentele doelen.

Inleiding

De elektroretinogram (ERG) is een niet-invasieve elektrofysiologische werkwijze die uitgebreid is gebruikt in de kliniek voor de bepaling van de functie van de retina bij de mens. De elektrische activiteit in reactie op een stimulus licht wordt gemeten door opname elektroden op het buitenoppervlak van de cornea. De kenmerken van de stimulus paradigma en de respons golfvorm hier de retinale neuronen bijdragen aan de respons. Deze werkwijze is aangepast voor gebruik met een aantal diermodellen zoals muizen en zebravissen. De typische gewervelde ERG response vier hoofdcomponenten: de a-golf, een cornea-negatieve potentiaal afkomstig van fotoreceptorcellen celactiviteit; de b-golf, een hoornvlies-positieve potentiële afgeleid van de ON bipolaire cellen; de d-golf, een cornea-positieve potentiaal geïnterpreteerd als de activiteit van de UIT bipolaire cellen; en de C-golf, die enkele seconden plaatsvindt na de B-golf weerspiegelt activiteit Müller glia en retinal pigment epitheel 1-4. Extra referenties voor het begrijpen van de geschiedenis en beginselen van ERG analyse bij de mens en het model dieren zijn de online leerboek, WebVision, van de Universiteit van Utah en teksten zoals de Principles and Practice of Clinical Electrofysiologie van Vision 4, 5.

Danio rerio (zebravis) is al lang favoriet als een model voor gewervelde ontwikkeling, vanwege de snelle rijping en transparantie, die het mogelijk maakt voor niet-invasieve morfologische analyse van orgaansystemen, gedrags-assays en zowel vooruit als achteruit genetische screens (voor een overzicht, zie Fadool en Dowling 6). Zebravis larven zijn zeer vatbaar voor genetische en farmacologische manipulatie, die, in combinatie met hun hoge vruchtbaarheid, maken ze een uitstekend diermodel voor high-throughput biologische analyses. De hogere verhouding kegels te staven larvale zebravis - ongeveer 1: 1 in vergelijking met muizen (~ 3% cones) - hen bijzonder bruikbaar voor de studie van conus functie 7-9.

In de gewervelde netvlies, kegeltjes ontwikkelen voordat staven 10. Interessant, zebravis kegels zijn werkzaam zo vroeg als 4 dpf, waardoor voor selectieve elektrofysiologische analyse van kegels in die fase 6, 11,12. Daarentegen ERG reacties in staven staan ​​tussen 11 en 21 dpf 13. Daarom zebravis larven op 4-7 dpf dienen functioneel als een all-conus netvlies. Echter, de inheemse photopic ERG reactie van 4-7 DPF larven gedomineerd door de b-golf. Toepassing van farmacologische middelen, zoals L - (+) - 2-amino-4-fosfono-boterzuur (L-AP4), een agonist voor de metabotrope glutamaat (mGluR6) receptor door expressie ON bipolaire cellen blokkeert effectief de generatie van de b-golf en onthult de geïsoleerde kegel massa receptor potential, (de "a-wave") 14-17.

Hier beschrijven we een eenvoudige en reliable werkwijze voor ERG analyse met behulp van commercieel verkrijgbaar ERG materiaal bestemd voor gebruik met muizen die zijn aangepast voor gebruik met zebravis larven. Dit systeem kan worden gebruikt op zebravis larven van verschillende genetische achtergronden, evenals die behandeld met farmacologische middelen, onderzoekers helpen bij de identificatie van signaalroutes die bijdragen aan de visuele gevoeligheid en lichte aanpassing 16. De experimentele procedures die in dit protocol onderzoekers begeleiden bij het gebruik van ERG analyse van verschillende biologische vragen over visie beantwoorden, en tonen de constructie van een flexibele ERG setup.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierlijke onderhoud en experimentele protocollen werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comités van de Universiteit van North Carolina in Chapel Hill, en voldoen aan alle eisen van de NIH Bureau van Laboratory Animal Welfare en de Vereniging voor evaluatie en accreditatie van Laboratory Animal Care International.
OPMERKING: Om larven voor ERG analyse te verkrijgen, gepubliceerde protocollen voor standaard zebravis veeteelt en onderhoud in dienst waren 18. Larven worden verkregen door middel van natuurlijke fokken en gehuisvest onder een 14 uur licht / 10 uur donker cyclus. Dit protocol is geoptimaliseerd voor larven aan 5-7 dagen na de bevruchting (dpf), maar zouden idealiter uitgevoerd op oudere vis met kleine aanpassingen aan de procedure. Hier, gebruik maken van de TL stam van wild-type zebravis larven op 5 DPF.

1. Micropipet Production

  1. Trek een aantal micropipetten behulp 1,5 x 0,86 mm (buitendiameter door binnendiameter) brand gepolijst borosilicaatglas haarvaten metfilament (smelttemperatuur, 821 ° C) en een P-97 Flaming / Brown Micropipet Puller uitgerust met doos warmte gloeidraad. Met het programma kneden micropipetten in tabel 1 beschreven.
  2. Controleer elke micropipet onder een microscoop met een passende rasterplaat liniaal om ervoor te zorgen dat de tips zijn 10-15 micrometer in doorsnede en heeft een gladde tip opening (dat wil zeggen, zonder gekartelde randen).
  3. Zorgvuldig te slaan micropipetten te tip schade en blootstelling aan stof te voorkomen. Opslag opties omvatten petrischaaltjes met lab tape, schuim gevoerde dozen, of in de handel verkrijgbare micropipette opslagcontainers.
    OPMERKING: Andere micropipet trekkers en glas capillairen zolang de juiste diameter van de micropipet en een hoge kwaliteit tip bereikt worden.
Druk Hitte Trek Snelheid Tijd
500 560 - 30 200
500 450 - 30 200
500 410 55 40 200

Tabel 1: Programma voor de productie van micropipetten met een P-97 Flaming / bruin Micropipet Trekker voorzien van een vat verwarmd filament Micropipetten worden gemaakt onder toepassing van 1,5 x 1,0 mm2 (buitendiameter door binnendiameter) vuur gepolijst borosilicaatglas capillairen met gloeidraad. (smelttemperatuur, 821 ° C).

2. Buffer Voorbereiding

  1. Gebruik gefiltreerd geoxygeneerde goudvis Ringer buffer 19 in de micro-elektrode capillair en de polyvinylalcohol (PVA) spons waarop de larven worden geplaatst experimenten verzadigen. U kunt ook gebruik maken van de E3 embryomedium of Hank's Balanced Salt Solution.
  2. Pesticide 10x goudvis Ringer zoals beschreven in Tabel 2. Stel de pH 7,8 en gesteriliseerd met een 0,22 urn filter en bewaar de 10x voorraad bij 4 ° C.
  3. Maak een werkoplossing op de dag van het experiment door verdunning van de 10x Ringer's oplossing tot 1x met gedeïoniseerd, gedestilleerd water. Filteren met een 0,22 pm filter systeem. Oxygenate door borrelen met 95% O 2/5% CO 2 gas voor 10 minuten. Cap strak daarna dat de oplossing is zuurstof.
NaCl 1.25 M
KCl 26 mM
CaCl2 25 mM
MgCl2 10 mM
glucose 100 mM
HEPES 100 mM
jove_content "> Tabel 2: Voorbereiding van de oplossing 10x goudvis Ringer's.

3. electroretinogram Platform

  1. Voer ERG experimenten op antivibratietafel in een Faraday kooi de signaal-ruisverhouding te verbeteren. Bevestig een aangepaste stalen platform om de anti-vibratie tafel met behulp zeskantmoeren. Plaats een beweegbaar kunststof platform met een visco-elastische urethaan polymeer schokabsorberende bodem op de tafel onder de lichtbron.
  2. Plaats de camera met een gemagnetiseerde stand, naar beneden gericht op de beweegbare kunststof platform. Plaats de micromanipulator met een tweede gemagnetiseerde stand rechts van het beweegbare kunststof platform (die de opname micro-elektrode houdt). Zorg ervoor dat de camera en micromanipulator niet gestoord worden door de beweging van andere apparatuur en dat zij geen verlichting van de lichtbron hoeft te blokkeren.
  3. Sluit de camera aan op een video-monitor en de positie van het aan het oog van de te bekijkenlarve voor het plaatsen van de elektrode in de juiste positie.
  4. Zorg ervoor dat de installatie goed geaard is met koperdraad. Om het geluid te controleren, plaatst u de referentie-elektrode en de punt van de opname micro-elektrode in een 35 mm petrischaal gevuld met Ringer-oplossing. Controleer de elektrische geluidsniveaus van de setup met een oscilloscoop of een ingebouwde functie van de ERG apparaat. Geluidsniveau mag niet meer dan ± 10 mV ten opzichte van baseline zijn.

4. Spons Voorbereiding

  1. Snijd een kleine rechthoek van droge PVA spons die goed past in een 35 mm petrischaal. De dikte van de spons niet groter dan de diepte van de schotel. Gebruik een mes met een schone scheermesje voor het snijden.
  2. Een aanvullend gesneden in de spons met de referentie-elektrode geschikt (een ondiepe snede lengterichting op de bodem van de spons of een vlinder die verticaal door een van de kleinere uiteinden).
  3. Gebruik een chemisch resistente markereen kleine stip op de spons (waar de larven worden geplaatst) die kunnen worden gebruikt voor het positioneren van de camera te markeren.
  4. Week de PVA spons in Ringer-oplossing tot verzadiging. Verwijderen en dep snel op een papieren handdoek 2-3 keer. Plaats de spons in een schone 35 mm petrischaal.
  5. Plaats de petrischaal met de spons op de plastic platform zodanig dat het merkteken kan worden gevisualiseerd door de camera.

5. Elektrode Voorbereiding

OPMERKING: De zebravis opstelling bestaat uit een referentie-elektrode in contact met Ringer-oplossing verzadigd PVA spons en een registratie-elektrode in contact met de cornea. De referentie-elektrode bestaat uit een Ag / AgCl pellet. De registratie-elektrode is een getrokken glas micropipet gevuld met Ringer-oplossing en in het bezit van een micro-elektrode houder met daarin een Ag draad.

  1. Chloride de elektroden door weken in 6-9% natriumhypochloriet (bleek) gedurende 5 min (de opname microelectrode draad) of 15 min (de referentie-elektrode). Lucht drogen op een Kimwipe voor 5 min.
    1. Afhankelijk van het soort snede gemaakt in stap 4.2, plaatst de Ag / AgCl pellet van de referentie-elektrode in (voor verticale vlinder cut) of onder (de ondiepe snede lengte onderaan) de spons. Bevestig de referentie-elektrode leiden tot de opname-systeem.
    2. Als alternatief, als de ERG setup heeft beperkte ruimte of zijn er bijzonder sterk fotovoltaïsche artefacten uit de Ag / AgCl elektrode, sluit de referentie-elektrode naar de spons via een agar zout brug naar de elektrode uit het lichtpad te verplaatsen.
  2. Hechten ~ 40 cm van de juiste maat slang aan op een 5 ml lock niet-Luer spuit. Vul de spuit met Ringer-oplossing. Micro-elektrode houders bezitten druk poorten worden doorgaans geleverd met adapters om slangen met een binnendiameter van 1/16 tegemoet ", 3/32", 1/8 "en 5/32".
  3. Vul een 1 ml niet-Luer lock spuitRinger-oplossing en, met behulp van een Micro-fil, aandachtig en vullen de micro-elektrode houder. Voorkomen de vorming van bellen.
  4. Maak de spuit 5 ml de drukpoort van de micro-elektrode houder buizen en gebruiken zodat de micro-elektrode houder vol Ringer's oplossing. Met behulp van de Micro-fil en 1-ml injectiespuit gevuld met Ringer-oplossing, vul het micropipet glas uit de tip en zorgen dat er geen luchtbellen aanwezig zijn.
  5. Bevestig de glazen micropipet om de micro-elektrode houder, let daarbij goed op de elektrode draad recht te houden. Eenmaal bevestigd, gebruikt de spuit 5 ml Ringer's oplossing door de micro-elektrode voorzichtig dwingen tot een kleine hoeveelheid oplossing is zichtbaar op de tip. Incidenteel toepassing van druk op de spuit (indien niet toegepast op cornea) zal de vorming van luchtbellen, en occlusies vanwege stof of zout ophoping voorkomen in de micropipet tip.
    1. Als de oplossing naar buiten komt als een stroom, vervang dan de glass micropipet, de punt opening te groot of beschadigd.
  6. Plaats voorzichtig de opname micro-elektrode in de micromanipulator en bevestig de kabel aan op de opname-systeem.

6. electroretinogram Analyse

LET OP: Door de kegel dominantie van de larvale netvlies, kan een hoge kwaliteit ERG resultaten worden verkregen wanneer de voorbereidingen voor de opname worden uitgevoerd onder lage niveaus van indirecte wit licht (<1 lux) of met korte periodes (<1 min) van hogere intensiteit ( ≤250 lux) werkverlichting. Een korte periode van aanpassing aan het donker is nog steeds nodig voorafgaand aan de opname (zie stap 6.7). Echter, experimenten bij weinig rood of infrarood licht worden uitgevoerd met een infrarood gevoelige camera. Alle experimenten werden in steriel gefiltreerd (0,22 pm) systeem water uit de UNC zebravis aquacultuurvoorziening maar alternatieve embryo media kunnen worden gebruikt.

  1. Snijd papieren handdoek vierkanten van ongeveer 1cm2.
  2. Als het meten van geïsoleerde kegel massa receptor potential, incubeer 3-5 larven in het systeem water met 500 uM (±) -2-amino-4-phosphonobutyric zuur (APB) gedurende 5 minuten.
    Opmerking: hoewel APB is een racemisch mengsel van de actieve (L) en inactieve (R) vormen van AP4, is even effectief als L-VA4 en goedkoper.
  3. Verdoven 3-5 larven in het systeem water met 0,02% (w / v) tricaïne totdat reageert, ongeveer 1-2 minuten.
  4. Gebruik een Pasteur pipet en pipetpomp individuele larven zorgvuldig overbrengen op papier handdoek pleinen onder een dissectie stereoscoop met minimale verlichting (≤250 lux voor <1 min). Controleer de positie van elke larve en kiezen voor een kandidaat die is dorsale zijde omhoog met een unoccluded oog.
    1. Voor langere opnames (> 30 min), houden de larve vochtig door verglazing van het lichaam tot aan, maar niet met inbegrip van het hoofd met 3% methylcellulose met een fijn kameelharen borstel.
  5. Met behulp van een tang, overdracht van de papieren handdoek square met de larve van de vochtige PVA spons.
    1. Voor langere opnames (> 30 min), toepassen van een continue stroom van waterverzadigde 100% O2 gas over de larve door doorleiden het gas door een uitstroomsteen in een zijarm kolf met gedestilleerd water. Plaats de slang de kolf zijarm dat de bevochtigde zuurstof in de buurt van het hoofd van de larve straalt verlaten.
      OPMERKING: Stap 6.4.1 en 6.5.1 stap zal de levensduur verlengen van de vis 16.
  6. Onder minimale verlichting, gebruik dan de micromanipulator en camera aan de micro-elektrode tip positioneren in het midden tussen de neus en de caudale uiteinden van het oog en druk voorzichtig op de dorsale grens van het hoornvlies.
    OPMERKING: verkeerd gerichte van de elektrode naar het verre distale gebieden van het hoornvlies kan resulteren in ERG golfvormen van omgekeerde polariteit.
  7. Laat larve tot donker-passen voor 5-10 min.
  8. Recordtestwinnaar flash reacties op licht voorzien van een LED-lichtbron of optische stimulator met behulp van de beschiketiket stimulatie en opnameapparatuur. Pas protocol parameters zoals flitsintensiteit, flash lengte, flash kleur, achtergrond intensiteit en kleur en filter instellingen om het experiment te passen.
  9. Wanneer u klaar bent met het experiment, euthanaseren larven volgens AVMA / IACUC richtlijnen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Gewoonlijk ERG worden geregistreerd van zebravis larven 5 dpf, aangezien een aantal studies ERG opnames gepubliceerd in dit stadium 9, 16,20. Larvale reacties werden gemeten onder donker aangepaste voorwaarden zonder achtergrond verlichting met behulp van een 20 msec stimulans van wit LED licht. We gebruik gemaakt van een in de handel verkrijgbaar ERG systeem dat bestaat uit een Ganzfeld licht stimulator en computer controller / recorder. De stimulator gebruikt een strak eigen pulsbreedtemodulatie (PWM) syste...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit protocol een eenvoudige procedure voor ERG opnames van larvale zebravis is gedetailleerd. Deze procedure zorgt voor een snelle en uitgebreide analyse van de visuele function.There zijn verschillende kritische stappen tijdens de hele procedure die moet in gedachten worden gehouden. De zebravis larven moeten gezond zijn voor het experiment te overlijden tijdens potentiële behandelingen met medicijnen te voorkomen en te zorgen voor langdurige levensonderhoud tijdens de ERG opnames. Bovendien is het belangrijk dat de...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Geen belangenconflicten verklaard.

Dankbetuigingen

We danken de leden van de UNC Zebrafish Aquaculture-faciliteit voor het onderhoud van de zebravis. We willen ook Diagnosys, LLC bedanken voor hun hulp bij de installatie van het ERG-apparaat. Bijzondere dank gaat uit naar Dr. Portia McCoy en het laboratorium van Dr. Ben Philpot voor hun hulp bij elektrofysiologische methoden. We willen ook Lizzy Griffiths bedanken voor haar illustratie van een larvale zebravis. Dit werk werd ondersteund door National Institutes of Health-awards F32 EY022279 (aan J.D.C) en R21 EY019758 (aan E.R.W).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Faraday kooi80/20 IncaangepastOp maat gemaakt aluminium "Industrial Erector Set" voor kooi frame
PVA-sponsAmazonB000ZOWG1CBiedt een zachte, vochtige platform voor het plaatsen van zebravislarven
150 ml steriele filtersystemenCorning431154Filteroplossingen om te voorkomen dat kleine artikelen micropipetten blokkeren
Espion E2Diagnosys, LLCcontactModulaire elektrofysiologie systeem dat in staat is om visuele stimuli voor elke stimulator te genereren en digitale opname en analyse van reacties met behulp van propriëtaire software, meer informatie op http://www.diagnosysllc.com
ColordomeDiagnosys, LLCcontactLichtstimulator met RGB LED en Xenon lichtbronnen voor Ganzfeld ERG, meer informatie op http://www.diagnosysllc.com
MicromanipulatorDrummond3-000-024-RHet vasthouden en positioneren van de opname microelektrode
Magneetring standaardDrummond3-000-025-MBHet vasthouden en positioneren van de camera en referentie elektrode
LeidingverlengstukkenGrass TechnologiesF-LXReserve vrouwelijke naar mannelijke 1.5 mm leidingkabels voor het aansluiten van elektroden
Mannelijke Pin naar Vrouwelijke SAFELEAD AdaptorGrass TechnologiesDF-215/10Verbinden van 2 mm pinnen naar 1.5 hoofdbord pinnen
Venster scherm frame (metaal) en spleetLowes of Home DepotdiverseVoor het bevestigen van koperen gaas aan het Faraday kooi frame
Steriflip 50 ml filtersMilliporeSCGP00525Filteroplossingen om te voorkomen dat kleine artikelen micropipetten blokkeren
BNC adapterMonoprice4127Camera aansluiten op BNC kabel
BNC kabelMonoprice626Camera aansluiten op video adapter
Camera lensNavitar1582232Visualiseren van de positie van de opname microelektrode op de larvale cornea
Camera koppelingNavitar1501149Visualiseren van de positie van de opname microelektrode op de larvale cornea
Luna BNC naar VGA + HDMI ConverterSewellSW-29297-PROBNC naar VGA adapter waardoor de camera afbeelding op computer monitor kan worden geprojecteerd
APBSigmaA1910mGluR6 agonist, blokkeert b-golf waardoor analyse van het geïsoleerde kegel massa receptor potentieel mogelijk is
BorosilicaatglasSutterBF-150-86-10Met vlam gepolijst borosilicaat glas (smelttemperatuur = 821°C) met gloeidraad en afmetingen van 1.5mm x 0.86 mm (buitendiameter door binnendiameter) 
P97 Flaming/Brown pullerSutterP97Voor het trekken van glazen micropipetten
Sorbothane plaatThorlabsSB12ASynthetisch viscoelastisch urethaan polymeer, geplaatst onder Passieve Isolatie Mounts en ERG platform om schokken te absorberen en glijden te voorkomen, kan op maat worden gesneden
BreadboardThorlabsB2436FVibratie isolatie platform voor ERG stimulator en zebravis specimen
Passieve Isolatie MountsThorlabsPWA074Zorgt voor vibratie isolatie voor breadboard
Koper gaasTWP022X022C0150W36TOm Faraday kooi te bekleden
PipetpompeVWR53502-233Gebruikt met Pasteur pipetten om voorzichtig zebravislarven over te brengen
Pasteur pipettenVWR14672-608Gebruikt met Pipetpompe om voorzichtig zebravislarven over te brengen
CameraWatecWAT-902BVisualiseren van de positie van de opname microelektrode op de larvale cornea
Tricaine (MS-222)Western ChemicalTricaine-SFarmaceutische kwaliteit anestheticum,
Micro-filWPIMF28G-5Microelektrode houder en microelektrode glas vullen
Microelektrode houderWPIMEH2SW15Houdt glazen microelektrode, aansluiten op ERG apparatuur
Referentie ElektrodeWPIDRIREF-5SHZorgvuldig de laatste centimeter van de behuizing afbreken om de elektrolyt af te tappen en de gesinterde Ag/AgCl pellet elektrode bloot te leggen
Referentie Elektrode (alternatief)WPIEP1Alternatief voor DRIREF-5SH. Ag/AgCl elektrode die moet worden bedrad/gelijmd aan de verbindingsdraad
Laag-ruis kabel voor Microelektrode houderWPI13620Aansluiten van opname microelektrode houder op adapter/hoofdbord

Referenties

  1. Dowling, J. E. The retina: an approachable part of the brain. , Harvard University Press. Cambridge, MA. (1987).
  2. Makhankov, Y. V., Rinner, O., Neuhauss, S. C. An inexpensive device for non-invasive electroretinography in small aquatic vertebrates. J Neurosci. Methods. 135, 205-210 (2004).
  3. Wu, J., Peachey, N. S., Marmorstein, A. D. Light-evoked responses of the mouse retinal pigment epithelium. J Neurophysiol. 91, 1134-1142 (2004).
  4. Heckenlively, J. R., Arden, G. B. Principles and Practice of Clinical Electrophysiology of Vision. , 2nd edn, The MIT Press. Cambridge, MA. (2006).
  5. Perlman, I. Webvision: The Organization of the Retina and Visual System. Kolb, H., Nelson, R., Fernandez, E., Jones, B. , (1995).
  6. Fadool, J. M., Dowling, J. E. Zebrafish: a model system for the study of eye genetics. ProgRetin. Eye Res. 27, 89-110 (2008).
  7. Doerre, G., Malicki, J. Genetic analysis of photoreceptor cell development in the zebrafish retina. Mech. Dev. 110, 125-138 (2002).
  8. Brockerhoff, S. E., et al. Light stimulates a transducin-independent increase of cytoplasmic Ca2+ and suppression of current in cones from the zebrafish mutant nof. J Neurosci. 23, 470-480 (2003).
  9. Rinner, O., Makhankov, Y. V., Biehlmaier, O., Neuhauss, S. C. Knockdown of cone-specific kinase GRK7 in larval zebrafish leads to impaired cone response recovery and delayed dark adaptation. Neuron. 47, 231-242 (2005).
  10. Harada, T., Harada, C., Parada, L. F. Molecular regulation of visual system development: more than meets the eye. Genes Dev. 21, 367-378 (2007).
  11. Branchek, T. The development of photoreceptors in the zebrafish, brachydaniorerio. II. Function. J Comp Neurol. 224, 116-122 (1984).
  12. Schmitt, E. A., Dowling, J. E. Early retinal development in the zebrafish, Daniorerio: light and electron microscopic analyses. J Comp Neurol. 404, 515-536 (1999).
  13. Bilotta, J., Saszik, S., Sutherland, S. E. Rod contributions to the electroretinogram of the dark-adapted developing zebrafish. Dev Dyn. 222, 564-570 (2001).
  14. Wong, K. Y., Adolph, A. R., Dowling, J. E. Retinal bipolar cell input mechanisms in giant danio. I. Electroretinographic analysis. J Neurophysiol. 93, 84-93 (2005).
  15. Nelson, R. F., Singla, N. A spectral model for signal elements isolated from zebrafish photopicelectroretinogram. Vis Neurosci. 26, 349-363 (2009).
  16. Korenbrot, J. I., Mehta, M., Tserentsoodol, N., Postlethwait, J. H., Rebrik, T. I. EML1 (CNG-modulin) controls light sensitivity in darkness and under continuous illumination in zebrafish retinal cone photoreceptors. J Neurosci. 33, 17763-17776 (2013).
  17. Gurevich, L., Slaughter, M. M. Comparison of the waveforms of the ON bipolar neuron and the b-wave of the electroretinogram. Vision Res. 33, 2431-2435 (1993).
  18. Westerfield, M. The Zebrafish Book: A guide for the laboratory use of zebrafish (Daniorerio). , 5th edn, University of Oregon Press. Portland, OR. (2007).
  19. Kim, D. Y., Jung, C. S. Gap junction contributions to the goldfish electroretinogram at the photopic illumination level. Korean J PhysiolPharmacol. 16, 219-224 (2012).
  20. Brockerhoff, S. E., Dowling, J. E., Hurley, J. B. Zebrafish retinal mutants. Vision Res. 38, 1335-1339 (1998).
  21. Naka, K. I., Rushton, W. A. S-potentials from colour units in the retina of fish (Cyprinidae). J Physiol. 185, 536-555 (1966).
  22. Naka, K. I., Rushton, W. A. S-potentials from luminosity units in the retina of fish (Cyprinidae). J Physiol. 185, 587-599 (1966).
  23. Shao, X. M., Feldman, J. L. Micro-agar salt bridge in patch-clamp electrode holder stabilizes electrode potentials. J Neurosci. Methods. 159, 108-115 (2007).
  24. Brockerhoff, S. E., et al. A behavioral screen for isolating zebrafish mutants with visual system defects. ProcNatlAcadSci. U S A. 92, 10545-10549 (1995).
  25. Fleisch, V. C., Jametti, T., Neuhauss, S. C. Electroretinogram (ERG) Measurements in Larval Zebrafish. CSH protocols. , (2008).
  26. Seeliger, M. W., Rilk, A., Neuhauss, S. C. Ganzfeld ERG in zebrafish larvae. Doc Ophthalmol. 104, 57-68 (2002).
  27. Kainz, P. M., Adolph, A. R., Wong, K. Y., Dowling, J. E. Lazy eyes zebrafish mutation affects Müller glial cells, compromising photoreceptor function and causing partial blindness. J Comp Neurol. 463, 265-280 (2003).
  28. Lewis, A., et al. Celsr3 is required for normal development of GABA circuits in the inner retina. PLoS. genetics. 7, e1002239(2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Kabelvisuele functieplaatsing van microelektrodenERG analysebeoordeling van de retinale functieanesthesieprotocolstereomicroscopie opstellinglichtstimulatiefotoreceptorgevoeligheid
Electroretinogram Analyse van de Visual Response in zebravis Larven
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.