Hier presenteren we een protocol dat de geoxygeneerde ex situ machineperfusie van donorlevergrafts beschrijft. Dit artikel bevat een stap voor stap protocol om het levergraft voor machineperfusie te verkrijgen en voor te bereiden, de perfusie vloeistof voor te bereiden, de perfusiemachine te primen en de geoxygeneerde normotherme machineperfusie van het levergraft uit te voeren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Ex Situ normothermische machineperfusie van donorlevers
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
In tegenstelling tot conventionele statische koudeconservering (0-4 °C), kan ex situ machineperfusie een betere conservering van donorlevers bieden. Continue perfusie van organen biedt de mogelijkheid om de orgaankwaliteit te verbeteren en maakt ex situ levensvatbaarheidsbeoordeling van donorlevers mogelijk vóór transplantatie. Dit videoartikel geeft een stapsgewijs protocol voor ex situ normotherme machineperfusie (37 °C) van menselijke donorlevers met behulp van een apparaat dat een drukgestuurde en temperatuurgestuurde pulsatiele perfusie van de leverarterie en continue perfusie van de poortader biedt. Het perfusiemedium wordt geoxygeneerd door twee hollevezelmembraan-zuurstoftoevoerders en de temperatuur kan worden geregeld tussen 10 °C en 37 °C. Tijdens de perfusie kan de metabolische activiteit van de lever evenals de mate van schade worden beoordeeld door biochemische analyse van monsters uit het perfusiemedium. Machineperfusie is een zeer veelbelovend hulpmiddel om het aantal levers dat geschikt is voor transplantatie te verhogen.
Inleiding
De huidige methode voor orgaanbewaring bij levertransplantatie bestaat uit het doorspoelen van en daaropvolgende opslag van donorlevers in koud (0-4 °C) bewaarvloeistof (zoals University of Wisconsin-oplossing of Histidine-Tryptofaan-Ketoglutaraat-oplossing). Deze methode wordt statische koude bewaring (SCS) genoemd. Hoewel de metabole snelheid van levers bij 0-4 °C zeer laag is, is er nog steeds een vraag naar 0,27 µmol zuurstof/min/g leverweefsel, die tijdens SCS niet kan worden voorzien1. De conventionele methode van SCS resulteert daarom in een zekere mate van (aanvullende) beschadiging van de donorlevers. Hoewel deze hoeveelheid bewaarschade geen probleem is bij donorlevers van goede kwaliteit, kan het een kritieke en beperkende factor worden bij suboptimale levers die in de donor al een zekere mate van schade hebben opgelopen. Om deze reden worden levers met een suboptimale kwaliteit of zogenaamde extended criteria donor (ECD) levers vaak geweigerd voor transplantatie, omdat het risico op vroegtijdig transplantaatfalen als te hoog wordt beschouwd. Hoge percentages vertraagde transplantaatfunctie, primaire non-functie en niet-anastomotische galwegstricturen (NAS) zijn beschreven bij ontvangers van levers na circulatoire dood (DCD), oudere donoren of ontvangers van steatotische transplantaten2. NAS zijn een belangrijke oorzaak van morbiditeit en mortaliteit na levertransplantatie. NAS kunnen voorkomen in zowel extra- als intrahepatische donorgalwegen en kunnen gepaard gaan met intraductaal gal-slib en castvorming3,4. Hoewel gedacht wordt dat de etiologie van NAS multifactorieel is, is ischemie/reperfusieschade van de galwegen tijdens beLaring en transplantatie geïdentificeerd als een belangrijk onderliggend mechanisme2,5. Transplantatie van een DCD-transplantaat is geïdentificeerd als een van de sterkste risicofactoren voor de ontwikkeling van NAS. Men gaat ervan uit dat de combinatie van een periode van warme ischemie bij een DCD-donor, koude ischemie tijdens orgaanbewaring en daaropvolgende reperfusieschade bij de ontvanger verantwoordelijk is voor irreversibele schade aan de galwegen, wat, in combinatie met een gering regeneratief vermogen van de galwegen, resulteert in fibrotische littekenvorming en vernauwing van de galwegen na levertransplantatie2,5. NAS zijn gerapporteerd bij tot 30% van de patiënten die een DCD-lever ontvangen6-8. Het is duidelijk geworden dat de huidige methode van SCS van levertransplantaten voor transplantatie onvoldoende is voor vooraf beschadigde ECD-levers, zoals die van DCD-donoren. Alternatieve methoden zijn nodig om het gebruik van ECD-levers voor transplantatie te verhogen en te optimaliseren.
Machineperfusie (MP) is een methode voor orgaanconservering die mogelijk een betere bewaring van donororganen biedt in vergelijking met SCS. MP kan bijzonder relevant zijn voor de conservering van ECD-transplantaten. Een belangrijk voordeel van MP is de mogelijkheid om het transplantaat tijdens de conserveringsperiode van zuurstof te voorzien. MP kan bij verschillende temperaturen worden uitgevoerd, die zijn geclassificeerd als hypotherme (0-10 °C), subnormotherme (10-36 °C) en normotherme (36-37 °C) MP (NMP). Afhankelijk van de temperatuur die voor MP wordt gebruikt, moet het type perfusievloeistof worden aangepast en moet er bij een stijgende temperatuur meer zuurstof worden toegediend. De eerste klinische toepassing van MP bij menselijke levertransplantaties was gebaseerd op hypotherme perfusie zonder actieve oxygenatie van de perfusievloeistof9,10. In diermodellen is aangetoond dat hypotherme geoxygeneerde MP (0-10 °C) beschermende effecten heeft tegen ischemie/reperfusieschade van levertransplantaten11 en zorgt voor een betere conservering van de peribiliaire vasculaire plexus van de galgangen12. Subnormotherme geoxygeneerde MP bij 20 °C of 30 °C is ebenfalls bestudeerd in diermodellen en bleek te zorgen voor een sneller herstel van de transplantaatfunctie van DCD-levers in vergelijking met SCS13,14. De haalbaarheid van subnormotherme geoxygeneerde MP van menselijke levers werd onlangs gerapporteerd in een serie van zeven afgewezen menselijke donorlevers15. NMP (37 °C) maakt het mogelijk om de levensvatbaarheid en functionaliteit van het transplantaat vóór de transplantatie te beoordelen16,17. Bovendien maakt MP het geleidelijk opwarmen van het levertransplantaat vóór transplantatie mogelijk, waarvan is aangetoond dat het het herstel en de resuscitatie van het transplantaat vergemakkelijkt18.
Het perfusieapparaat dat in het huidige protocol wordt gebruikt voor hepatische machineperfusie maakt dubbele perfusie mogelijk (via de poortader en de leverarterie) met behulp van twee centrifugaalpompen, die zorgen voor een continue poortstroom en een pulserende arteriële stroom. Het systeem is drukgestuurd, waardoor de stroom door de lever automatisch gereguleerd kan worden, afhankelijk van de intrahepatische weerstand. Twee holle vezelmembraan-oxygenatoren maken de oxygenatie van het levertransplantaat mogelijk, evenals de verwijdering van CO2. De temperatuur kan worden ingesteld op basis van het beoogde type MP (minimale temperatuur van 10 °C). Flow, druk en temperatuur worden in real-time op het apparaat weergegeven, wat een continue controle van het perfusieproces mogelijk maakt. Voor de perfusie van elk transplantaat is een nieuwe steriele wegwerpset van slangjes, reservoir en oxygenatoren beschikbaar (Figuur 1).
Het doel van dit videoartikel is om een stapsgewijs protocol te bieden voor ex situ normothermische machineperfusie van menselijke donorlevers met behulp van deze nieuw ontwikkelde leverperfusiemachine.
Figuur 1: (A) Een schematische tekening, (B) een foto van de perfusiemachine, (C) een detailopname van de oxygenator en (D) de centrifugale pomp gebruikt voor normotherme perfusie van menselijke donorlevers. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dit protocol is goedgekeurd door de Medisch Ethische Toetsingscommissie van het Universitair Medisch Centrum Groningen, Nederland.
1. Bereiding van de perfusievloeistof
Opmerking: Het totale volume van de perfusievloeistof die voor normotherme machineperfusie volgens dit protocol is bereid, bedraagt 2.233 ml en de gestreefde osmolariteit van de perfusievloeistof is 302 mOsmol/L.
- Houd van de componenten van de perfusievloeistof beschreven in Tabel 1 de menselijke gepakte rode bloedcellen, het vers bevroren plasma en het menselijk albumine gescheiden. Meng de overige componenten op steriele wijze en bewaar de oplossing in een steriele zak voor transport naar de operatiekamer (OK). Doe dit in een steriele omgeving (idealiter een Good Manufacturing Practice-faciliteit) of in een laminaire flowkast in een cultuurruimte.
| Componenten | Hoeveelheid |
| Gepakte rode bloedcellen (hematocriet 60%) | 840 ml |
| Vers bevroren plasma | 930 ml |
| Humaan albumine 200 g/L (Albuman, Sanquin) | 100 ml |
| Gemodificeerde parenterale voeding (Clinimix N17G35E, Baxter International Inc.) | 7,35 ml |
| Multivitamines voor infusie (Cernevit, Baxter international Inc.) | 7 μl |
| Geconcentreerde spoorelementen voor infusie (Nutritrace, B. Braun Melsungen AG) | 7,35 ml |
| Metronidazol voor i.v. toediening (5 mg/ml) (Flagyl, Sanofi-Aventis) | 40 ml |
| Cefazolin 1.000 mg flesje 5 ml poeder voor i.v. toediening (Servazolin, Sandoz) | 2 ml |
| Snelwerkende insuline (100 IE/ml) (Actrapid®, Novo Nordisk) | 20 ml |
| Calciumglubionaat, intraveneuze oplossing 10%, 137,5 mg/ml (Sandoz) | 40 ml |
| Steriele H2O | 51,3 ml |
| 0,9% NaCl-oplossing | 160 ml |
| Natriumbicarbonaatoplossing 8,4% | 31 ml |
| Heparine 5.000 IE/ml voor i.v. toediening | 4 ml |
| Totaal | 2,233 ml |
Tabel 1: Componenten van de perfusievloeistof16.
- Breng menselijke gepakte rode bloedcellen (840 ml), vers bevroren plasma (930 ml), menselijk albumine 200 g/L (100 ml) en de in stap 1.1 bereide oplossing naar de OK om deze toe te dienen aan het perfusieapparaat.
2. Voorbereiden van het perfusieapparaat
- Voeg de componenten van de perfusievloeistof, inclusief de menselijke gepakte rode bloedcellen, vers bevroren plasma, menselijk albumine en de in stap 1.1 bereide oplossing, toe aan de machine via de connector bovenop de oxygenatoren en verwijder alle luchtbellen uit de slang
- Schakel de veneuze pomp in en volg de instructies van de fabrikant op het scherm. Zet vervolgens de arteriële pomp aan en volg de instructies van de fabrikant op het scherm.
- Nul de drukmeters ten opzichte van de atmosferische druk door de instructies op het scherm te volgen. Dit zorgt ervoor dat de tijdens de perfusie gemeten druk de werkelijke druk is op het niveau van de vena portae en de arteria hepatica.
- Start de oxygenatie met carbogeen (95% O2 + 5% CO2) met een debiet van 4 L/min. De luchtstroom wordt verdeeld over de twee oxygenatoren (2 L/min per oxygenator), wat zou moeten resulteren in een pO2 van ongeveer 60 kPa (of 450 mmHg) in de perfusievloeistof. Bij langere perfusies is het raadzaam om afzonderlijke bronnen van zuurstof en koolstofdioxide te gebruiken. Dit maakt kleine aanpassingen in de O2/CO2-verhouding mogelijk, die kunnen worden gebruikt om de pH en pCO2 van de perfusievloeistof aan te passen.
- Neem 15-20 min nadat het apparaat is geprimed een perfusiemonster voor bloedgasmeting en monitor dienovereenkomstig de pH en elektrolyten.
OPMERKING: Zorg ervoor dat u ongeveer 3 ml perfusievloeistof weggooit voordat u de monsters neemt, aangezien deze vloeistof zich in de perifere slang bevindt en niet representatief is voor de perfusievloeistof in het systeem. Voeg een 8,4% natriumbicarbonaatoplossing toe voor de buffercapaciteit, met als doel een fysiologische pH (7,35-7,45). Voeg bijvoorbeeld 25-35 ml van een 8,4% natriumbicarbonaatoplossing toe en controleer de pH- en bicarbonaatwaarden in de perfusievloeistof door met regelmatige intervallen monsters te nemen voor bloedgasmeting.
3. Verkrijging en voorbereiding van donorlevers
Opmerking: Verkrijg het orgaan middels de standaardtechniek van in situ koeling en spoel het door met koud bewaarvloeistof (0-4 °C)19. Om de canulatie van de arterie te vergemakkelijken, laat een segment van de supratruncale aorta verbonden blijven met de arteria hepatica (Figuur 2A).
- Spoel de galgangen door met de bewaarlozing (d.w.z. University of Wisconsin-oplossing). Ligeer de ductus cysticus met een chirurgische hechtdraad.
- Verpak en bewaar het orgaan in een standaard steriele donororgaanzaak en -doos met scherfijs voor het daaropvolgende transport naar het MP-centrum.
- Start de back-table-procedure onmiddellijk na aankomst van de donorlever in de operatiekamer.
- Neem een monster van ten minste 10 ml van de bewaarlozing voor microbiologisch onderzoek.
- Verwijder de diafragmatische aanhechtingen aan het blote gebied van de lever, evenals eventueel resterend hartspierweefsel van de bovenste manchet van de vena cava met een chirurgische schaar.
- Disseceer de arterie en de poortader met dissectiescharen en ligeer de zijtakken met chirurgische hechtingen of hemoclips.
- Sluit het distale uiteinde van het supratruncale aortasegment met een niet-absorbeerbare monofilament hechting (bijv. 3-0 Prolene). Voer de arteriële canule in het proximale uiteinde van de supratruncale aorta in en zet deze vast met hechtingen (Figuur 2A). Gebruik de canule die in de wegwerppackage wordt meegeleverd door de fabrikant van het perfusieapparaat.
- Voer de veneuze canule in de poortader in en zet deze vast met hechtingen. Gebruik de canule die in de wegwerppackage wordt meegeleverd. De leverader blijft ongecannuleerd.
- Spoel de galgang door met de bewaaroplossing. Voer een siliconen katheter in de galgang in en zet deze vast met hechtingen.
OPMERKING: Voer de katheter niet te diep in de galgang in, omdat dit letsel aan het galepitheel kan veroorzaken. - Spoel de lever door met 0,9% NaCl-oplossing via de canule van de poortader als volgt:
- Indien het transplantaat is bewaard in University of Wisconsin-oplossing als bewaaroplossing, spoel de lever dan door met 2.000 ml koude (0-4 °C) 0,9% NaCl-oplossing, gevolgd door 500 ml warme (37 °C) 0,9% NaCl-oplossing.
- Indien het transplantaat is bewaard in Histidine-Tryptofaan-Ketoglutaraat-oplossing als bewaaroplossing, spoel de lever dan door met 1.000 ml koude (0-4 °C) 0,9% NaCl-oplossing, gevolgd door 500 ml warme (37 °C) 0,9% NaCl-oplossing. Het doel van de warme spoeling is om een aanzienlijke daling van de temperatuur van de perfusievloeistof te voorkomen.
- Voer de warme spoeling direct uit voordat de lever aan het perfusieapparaat wordt gekoppeld.
OPMERKING: Houd de tijd tussen de warme spoeling en de start van NMP altijd korter dan 1-2 min.
| Kenmerken van de donoren (N = 12) | Aantal (%) of mediaan (IQR) |
| Leeftijd (jaar) | 61 (50-64) |
| Geslacht (man) | 8 (67%) |
| Type donor DCD, Maastricht type III DBD | 10 (83%) 2 (17%) |
| Body mass index (BMI) | 27 (25-35) |
| Reden voor afwijzing DCD+ leeftijd >60 jaar DCD+ hoge BMI DCD+ diverse redenen* Ernstige steatose | 5 (41%) 3 (25%) 2 (17%) 2 (17%) |
| Conserveringsoplossing UW-oplossing HTK-oplossing | 6 (50%) 6 (50%) |
| Warme ischemietijd van de donor bij DCD (min) | 14 (17 - 20) |
| Koude ischemietijd (min) | 389 (458-585) |
| Donorrisico-index (DRI) | 2.35 (2.01-2.54) |
Tabel 2: Kenmerken van de donoren. * donorhistorie van intraveneus drugsgebruik voor één graft en verlengde donor sO2 <30% na het stopzetten van de levensondersteuning voor een andere graft. Afkortingen: DCD, donatie na circulatoire dood; DBD, donatie na hersendood; UW, University of Wisconsin; HTK, histidine-tryptofaan-ketoglutaraat
Figuur 2: (A) Afbeeldingen van een menselijk donor-transplantaat dat op de backtable is geprepareerd en (B-D) vervolgens normothermisch is geperfuseerd. (A) De arteriële canule is ingebracht in de supratruncale aorta en de veneuze canule is ingebracht in de poortader. De galgang is gecannuleerd met een siliconen galwegkatheter. (B) De lever is gepositioneerd in de organkamer met het anterieure oppervlak naar beneden gericht en de canules zijn verbonden met de slangen van het perfusieapparaat. (C) 30 min na het begin van de normothermische machineperfusie. (D) 6 hr na het begin van de normothermische machineperfusie. Tijdens de procedure is de organkamer bedekt met een transparante afdekking om een steriele, vochtige omgeving voor de lever te behouden (niet getoond in deze afbeeldingen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
4. Normotherme machineperfusie
- Plaats de lever in de orgaankamer met het anterieure oppervlak naar beneden gericht. Sluit de lever onmiddellijk aan op het voorbereide perfusieapparaat door de canule van de poortader aan te sluiten op de poortader-instroomslang van het perfusieapparaat en de arteriële canule op de arteriële instroomslang van het apparaat.
- Start de perfusie aan zowel de poortader- als de arteriële zijde door de instructies van de fabrikant op het scherm te volgen. Stel de gemiddelde arteriële druk in op 70 mmHg en de gemiddelde poortaderdruk op 11 mmHg.
- Neem elke 30 min monsters van de perfusievloeistof voor onmiddellijke analyse van bloedgasparameters (pO2, pCO2, sO2, HCO2- en pH) en biochemische parameters (glucose, calcium, lactaat, kalium en natrium) met behulp van een conventionele bloedgasanalyser. Zorg ervoor dat u ongeveer 3 ml perfusievloeistof weggooit voordat u de monsters neemt, aangezien deze vloeistof zich in de perifere slang bevindt en niet representatief is voor de perfusievloeistof in het systeem.
- Om deze monsters te nemen, aspireert u de perfusievloeistof met een spuit van 1 ml via de bemonsteringsconnectoren die deel uitmaken van de wegwerp slangset van het perfusieapparaat. Gebruik voor elk monster een nieuwe spuit en verwijder onmiddellijk alle luchtbellen uit de spuit na aspiratie van de perfusievloeistof. Plaats vervolgens de spuit in de bloedgasanalyser en volg de instructies van de fabrikant zoals vermeld in de handleiding van de analyser.
- Verzamel plasma uit de perfusievloeistof, vries dit in en bewaar het bij -80 °C voor de bepaling van alkalische fosfatase (AlkP), gamma-glutamyltransferase (gamma-GT), alanine-aminotransferase (ALT), ureum en totaal bilirubine. Verzamel het plasma na 5 min centrifugeren van de perfusievloeistof bij 1,500 x g en 4 °C.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Er werden 12 menselijke levers gebruikt die om diverse redenen niet geschikt waren voor transplantatie, nadat geïnformeerde toestemming voor onderzoek was verkregen van de donorfamilies. De donorkenmerken zijn beschreven in Tabel 2. De menselijke donorlevers werden gedurende 6 uur normothermisch geperfundeerd volgens het in dit artikel beschreven protocol. De kwaliteit van de levertransplantaten werd geëvalueerd door de macroscopische homogeniteit van de leverperfusie te monitoren (Figuur
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Deze video biedt een stapsgewijs protocol voor normotheemse machineperfusie van menselijke donorlevers met behulp van een apparaat dat drukgestuurde dubbele perfusie door de leverarterie en de poortader mogelijk maakt. Tijdens het volgen van dit protocol traden er geen technische storingen van de perfusiemachine op en alle grafts waren goed geperfuseerd en goed geoxygeneerd. De ex situ geperfuseerde levers hadden stabiele hemodynamiek en waren metabolisch actief, zoals gedefinieerd door de productie van gal...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs van dit manuscript hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
Dit onderzoekswerk werd financieel ondersteund door subsidies van Innovatief Actieprogramma Groningen (IAG-3), Jan Kornelis de Cock Stichting en Tekke Huizingafonds, allemaal in Nederland. We zijn dankbaar aan alle Nederlandse transplantatiecoördinatoren voor het identificeren van de potentiële weggegooide levers en het verkrijgen van geïnformeerde toestemming.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Liver Assist | Organ Assist | OA.Li.Li.140 | Perfusieapparaat |
| Liver Assist wegwerpset | Organ Assist | OA.Li.DP.540 | Wegwerpset en canules |
| Meredith No.8 | Vygon Nederlands B.V. | 1362082 | Gallegangcanule |
| Humaine albumine 200 g/L / ALBUMAN | Sanquin | 15522598 | 100 ml |
| Aangepaste parenterale voeding | Baxter Nederland B.V. | N14G30E | 7.35 ml |
| Multivitaminen voor infusie / CERNEVIT | Baxter International Inc. | 9800927 | 7 μl |
| Geconcentreerde sporenelementen voor infusie / NUTRITRACE | B. Braun Melsungen AG | 14811332 | 7.35 ml |
| Metronidazol 5 mg/ml | Baxter Nederland B.V. | 98181882 | 40 ml |
| Cefazoline / SERVAZOLIN | Sandoz B.V. | 15611337 | 2 ml |
| Snelwerkende insuline | diverse leveranciers | 20 ml | |
| Calcium glubionaat, intraveneuze oplossing 10%, 137.5 mg/ml | Sandoz | 97038695 | 40 ml |
| Steriele H2O | Fresenius Kabi Nederland B.V. | 98084453 | 51.3 ml |
| NaCl 0.9% | Baxter Nederland B.V. | 15262510 | 160 ml |
| Heparine 5.000 IE/ml voor i.v. toediening | LEO Pharma B.V. | 98026178 | 4 ml |
| Natriumbicarbonaat 8,4% | B. Braun Melsungen AG | 97973874 | De hoeveelheid is afhankelijk van de pH |
| Verpakte rode bloedcellen (in SAGM) | Bloedbank (Sanquin) | N0012000 | 750 ml |
| Verse diepvriesplasma | Bloedbank (Sanquin) | N04030A0/N04030B0 | 900 ml |
Referenties
- Plaats, A., et al. Hypothermic machine preservation in liver transplantation revisited: Concepts and criteria in the new millennium. Ann. Biomed. Eng. 32 (4), 623-631 (2004).
- op den Dries, S., Sutton, M. E., Lisman, Y., Porte, R. J. Protection of bile ducts in liver transplantation: Looking beyond ischemia. Transplantation. 92 (4), 373-379 (2011).
- Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary complications after liver transplantation: Old problems and new challenges. Am. J. Transplant. 13 (2), 253-265 (2013).
- Buis, C. I., et al. Nonanastomotic biliary strictures after liver transplantation, part 1: Radiological features and risk factors for early vs. late presentation. Liver. Transpl. 13 (5), 708-718 (2007).
- Karimian, N., op den Dries, S., Porte, R. J. The origin of biliary strictures after liver transplantation: Is it the amount of epithelial injury or insufficient regeneration that counts. J. Hepatol. 58 (6), 1065-1067 (2013).
- Gastaca, M. Biliary complications after orthotopic liver transplantation: A review of incidence and risk factors. Transplant. Proc. 44 (6), 1545-1549 (2012).
- Sanchez-Urdazpal, L., et al. Ischemic-type biliary complications after orthotopic liver transplantation. Hepatology. 16 (1), 49-53 (1992).
- Dubbeld, J., et al. Similar liver transplantation survival with selected cardiac death donors and brain death donors. Br. J. Surg. 97 (5), 744-753 (2010).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: The first clinical series. Am. J. Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
- Henry, S. D., et al. Hypothermic machine preservation reduces molecular markers of ischemia/reperfusion injury in human liver transplantation. Am. J. Transplant. 12 (9), 2477-2486 (2012).
- Schlegel, A., Rougemont, O., Graf, R., Clavien, P. A., Dutkowski, P. Protective mechanisms of end-ischemic cold machine perfusion in DCD liver grafts. J. Hepatol. 58 (2), 278-286 (2013).
- op den Dries, S., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion prevents arteriolonecrosis of the peribiliary plexus in pig livers donated after circulatory death. PLoS. One. 9 (2), e88521(2014).
- Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20 degrees C and 30 degrees C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J. Surg. Res. 175 (1), 149-156 (2012).
- Gringeri, E., et al. Subnormothermic machine perfusion for non-heart-beating donor liver grafts preservation in a swine model: A new strategy to increase the donor pool? Transplant. Proc. 44 (7), 2026-2028 (2012).
- Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic machine perfusion for ex vivo preservation and recovery of the human liver for transplantation. Am. J. Transplant. 14 (6), 1400-1409 (2014).
- op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am. J. Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
- Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS. One. 9 (11), (2014).
- Minor, T., Efferz, P., Fox, M., Wohlschlaeger, J., Luer, B. Controlled oxygenated rewarming of cold stored liver grafts by thermally graduated machine perfusion prior to reperfusion. Am. J. Transplant. 13 (6), 1450-1460 (2013).
- Makowka, L., et al. Surgical technique of orthotopic liver transplantation. Gastroenterol. Clin. North. Am. 17 (1), 33-51 (1988).
- Hansen, T., et al. Histological examination and evaluation of donor bile ducts received during orthotopic liver transplantation--a morphological clue to ischemic-type biliary lesion? Virchows Arch. 461 (1), 41-48 (2012).
- Monbaliu, D., Brassil, J. Machine perfusion of the liver: Past, present and future. Curr. Opin. Organ. Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
- Oldani, G., et al. Pre-retrieval reperfusion decreases cancer recurrence after rat ischemic liver graft transplantation. J. Hepatol. 61 (2), 278-285 (2014).
- Tromans, D. Temperature and pressure dependent solubility of oxygen in water: A thermodynamic analysis. Hydrometallurgy. 48 (3), 327-342 (1998).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
