Methodenartikel

Gecontroleerde Microfluïdische Milieu voor Dynamic Onderzoek van Red Blood Cell Aggregation

DOI:

10.3791/52719

⸱

4 juni 2015

 ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, University of Ottawa

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol beschreven gegevens een experimentele procedure om rode bloedcel (RBC) aggregaten kwantificeren onder gecontroleerde en constante afschuifsnelheid, gebaseerd op beeldverwerkingstechnieken. Het doel van dit protocol is het RBC totale afmetingen naar de desbetreffende afschuifsnelheid in een gecontroleerde omgeving microfluidic.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bloed, als niet-Newtoniaanse Biofluid vertegenwoordigt de focus van talrijke studies op het gebied hemorheology. Bloedcomponenten omvatten rode bloedcellen, witte bloedcellen en bloedplaatjes die zijn gesuspendeerd in bloedplasma. Vanwege de overvloed van de erytrocyten (40% tot 45% van het bloedvolume), hun gedrag dicteert de reologische gedrag van bloed vooral in de microcirculatie. Bij zeer lage afschuifsnelheden worden beschouwd RBC's te assembleren en maken entiteiten genoemd aggregaten, waarbij de niet-Newtons gedrag van bloed veroorzaakt. Het is belangrijk de omstandigheden van de vorming van aggregaten begrijpen om de bloedreologie microcirculatie begrijpen. De hier beschreven protocol beschrijft de experimentele procedure om kwantitatief bepalen van de RBC aggregaten in de microcirculatie onder constante afschuifsnelheid, gebaseerd op beeldverwerking. Hiervoor zijn RBC-suspensies beproefd en 120 x 60 urn poly-dimethyl-siloxaan (PDMS) microkanalen geanalyseerd. De RBC-schorsingen zijn entgeregend gebruik van een tweede fluïdum om een ​​lineair snelheidsprofiel in het bloed laag te verkrijgen en daarmee ook de uiteenlopende constante afschuifsnelheden. De afschuifsnelheid wordt bepaald met behulp van een micro Particle Image Velocimetry (μPIV) systeem, terwijl RBC aggregaten worden gevisualiseerd met behulp van een high speed camera. De videoclips die van de RBC aggregaten geanalyseerd met beeldverwerkingstechnieken teneinde de totale weergegeven gebaseerd op de beelden intensiteit te bepalen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rode bloedcellen (RBC) spelen een cruciale rol bij het bepalen van de rheologische gedrag van bloed. Zij zijn bijna singulier verantwoordelijk voor de specifieke eigenschappen van bloed in vitro en in vivo. Onder fysiologische omstandigheden, RBCs bezetten 40% tot 45% van het bloedvolume. In microcirculatie, RBCs alleen bezet tot 20% van het bloedvolume gevolg van kleinere diameters vaartuig en het plasma skimming effect 1. Dit fenomeen van een plasma vermindering microcirculatie bekend als Fåhræus effect. Bij lage afschuifsnelheden, RBCs samen kunnen overbruggen en vormen ééndimensionale of driedimensionale structuren genaamd "rouleaux" of aggregaten beperken, waardoor de niet-Newtons gedrag van bloed. Echter, het mechanisme van aggregatie RBC niet volledig begrepen. Twee theorieën bestaan ​​om het model van de aggregatie van RBC: het overbruggen van cellen theorie te wijten aan de verknoping van de macromoleculen 2 en de kracht attractie theorie veroorzaakt door afbraak van de moleculen als gevolg van de osmotische gradiënt 3.

Kenmerkend voor menselijk bloed, aggregaten bij zeer lage afschuifsnelheden 4 variërend van 1 tot 10 sec -1. Boven deze range, RBC's hebben de neiging om te splitsen en stromen afzonderlijk in het vat.

Inzicht in de voorwaarden van de aggregaten formatie is van groot belang om het veld hemorheology in termen van het bepalen van rheologische gedrag van bloed. Deze aggregaten worden vaak gezien op de macrocirculatie niveau (> 300 urn diameter) 5. Op deze schaal wordt bloed beschouwd als een Newtonse vloeistof en een homogeen mengsel. Echter, deze aggregaten zelden in het capillaire niveau (4-10 um in diameter) en die meestal een indicatie van pathologische aandoeningen zoals diabetes en obesitas 6. Andere pathologische omstandigheden dat kan veranderen RBC aggregatie omvatten inflammatoire of infectieuze aandoeningen,cardiovasculaire aandoeningen zoals hypertensie en atherosclerose, genetische aandoeningen en chronische ziekten 7. Daarom is het begrijpen van de RBC aggregatiemechanisme en analyse van deze entiteiten (door het definiëren van een relatie tussen de grootte van deze aggregaten en stromingsomstandigheden) kunnen leiden tot het begrijpen van het gedrag van microrheological bloed en daarmee verband aan klinische toepassingen.

RBC aggregaten worden veranderd door verscheidene factoren zoals de hematocriet (volume RBC's in het bloed), de afschuifsnelheid, de vaatdiameter, de RBC membraan stijfheid en het suspenderende medium preparaat 8-10. Daarom zijn gecontroleerde omstandigheden vereist om effectief te analyseren RBC aggregaten. Verschillende methoden zijn in staat om aggregaatvorming analyseren door het verstrekken van statische aggregatie metingen (aggregatie index) dat relevante informatie over bloed gedrag biedt. Deze methoden omvatten, onder meer, de bezinkingmethode 11, de lichttransmissie methode 12, de lichtreflectie methode 13 en de lage afschuifviscositeit methode 14.

Weinig studies hebben geprobeerd om RBC aggregatie bestuderen en bepalen de mate van aggregatie in gecontroleerde stroom omstandigheden 15-17. Echter, deze studies indirect onderzoek RBC totale afmetingen door bepaling van de verhouding van de verblijfsruimte in een knipsysteem gemeten op basis van bloed microscopische beelden met informatie over de mate van aggregatie en de lokale viscositeit.

We stellen daarom een ​​nieuwe procedure om direct te kwantificeren RBC aggregaten in microcirculatie, dynamisch, onder gecontroleerde en constante shear tarieven. RBC-suspensies worden meegevoerd in een dubbele Y-microkanaal (zie figuur 1), met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) oplossing dus waardoor een schuifkracht in het bloed laag. Binnen dit bloed laag een constante shear tarief kan worden verkregen. De RBC-suspensies worden getest bij verschillende hematocriet (H) niveau (5%, 10% en 15%) en bij verschillende afschuifsnelheden (2-11 sec -1). Het bloed snelheid en afschuifsnelheid worden bepaald met behulp van een micro Particle Image Velocimetry (μPIV) systeem, terwijl de stroom wordt gevisualiseerd met behulp van een high speed camera. De verkregen resultaten worden vervolgens verwerkt met een MATLAB code op basis van de afbeeldingintensiteiten om de RBC's te detecteren en te bepalen totale afmetingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bloed wordt verzameld van gezonde personen met de goedkeuring van de ethische commissie van de Universiteit van Ottawa (H11-13-06).

1. Microchannel Fabrication

De microkanalen worden vervaardigd op basis van standaard fotolithografische methoden 18.

  1. Ontwerp de microkanaal geometrie met behulp van een Computer Aided Design (CAD) software en de configuratie op een transparantie foto-masker af te drukken. Deze maskers zijn van cruciaal belang, omdat zij bepalend zijn voor de lichtpad tijdens het fabricageproces. In dit geval zijn de microkanaal afmetingen 120 urn dik, 60 urn in diepte en 7 mm.
  2. In een cleanroom, een spin-coat op epoxybasis negatief fotoresist op een silicium wafer bij 2000 tpm gedurende 30 seconden om de gewenste diepte microkanaal (60 micrometer) te verkrijgen.
  3. Maak de wafer en het fotomasker onder een UV-lamp bij 650 mJ / cm2 gedurende 70 sec. Zorg ervoor dat alleen de transparante gebieden van het blootstellenfotomasker naar het UV-licht. De blootstelling van de transparante gebieden maakt polymerisatie van de ketens resulteert in een verharding van foto-resist. Dompel het silicium stuk in een ontwikkelaar om het overtollige te verwijderen van foto-weerstaan.
  4. Nadat de mal is vervaardigd, meng silicium gebaseerd elastomeer en een hardingsmiddel in een verhouding van 10: 1 tot een oplossing van poly-dimethyl-siloxaan (PDMS) te creëren. Plaats de PDMS oplossing in een vacuümkamer ontgassen. Giet het in de mal en verwarm bij 60 ° C gedurende 90 min te creëren microkanalen. Obligatie dan de afzonderlijke kanalen om een ​​glasplaatje met behulp van zuurstof plasma bonding voor 90 sec.
    Opmerking: de PDMS ontgas wordt uitgevoerd teneinde de luchtbellen veroorzaakt door het mengproces te elimineren.
  5. Zorg ervoor dat de microchannel afmetingen zorgen voor een succesvolle test. In dit protocol, de microkanalen een rechthoekige doorsnede van 120 x 60 micrometer. Ter vergelijking, het gemiddelde RBC heeft een diameter van 8 urn en een dikte van 2 urn. Dewaardo or, het microkanaal breedte voldoende is om een ​​goede aggregatie observeren en snelheidsprofielen nauwkeurig te bepalen.

2. Blood Voorbereiding

  1. Verzamel bloed van gezonde vrijwillige donoren, na goedkeuring van een ethische commissie. Behandel het bloed met ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA) in de verzamelbuizen (7,2 mg EDTA in 4 ml bloed).
    OPMERKING: Het EDTA wordt gebruikt om de bloedstolling te voorkomen.
  2. Centrifugeer de bloedmonsters drie maal gedurende 10 minuten bij 1400 xg (3000 rpm) om de bloedbestanddelen scheiden. Door het centrifugeren acht drie verschillende lagen.
    OPMERKING: De drie lagen zijn de RBC laag (aan de onderkant van de buis), de bufferlaag (bestaande uit witte bloedcellen en bloedplaatjes bovenop de RBC laag) en de plasmalaag (boven op alle overige bestanddelen).
    1. Na de eerste centrifugatie, verzamel bloedplasma onder toepassing van een pipet bloed. Vermijd contact met de bufferlaag.
    2. Verzamelen en afvoeren van de buffy coat in een container met bleekwater verdund tot 10%.
    3. Voeg 3 ml PBS pH 7,4 aan elk van de buizen met de overgebleven RBC laag en de goede evenwicht van de centrifuge. Meng de buizen en centrifugeer weer bij 1400 xg (3000 rpm) gedurende 10 minuten.
      OPMERKING: Zorg dat de PBS-oplossing geen magnesium of calcium bevat, omdat zij de celadhesie kunnen veranderen.
    4. Gooi de PBS in de buizen na de tweede centrifugeren en verwijder de resterende buffycoat indien aanwezig. Herhaal stap 2.2.3 en 2.2.4 voor de derde centrifugeren om schone RBC opleveren.
  3. Meng de benodigde hoeveelheid (0,05, 0,1 en 0,15 ml) van de schone erytrocyten met plasma (0,95, 0,9 en 0,85 ml) in een 1 ml tube om RBC-suspensies verkregen met de overeenkomstige (5%, 10% en 15% ) hematocriet. Controleer hematocrietwaarden met een microcentrifuge.

3. Vloeistoffen Voorbereiding

Breng twee vloeistoffen in de dubbele Y-microchannel: RBC-schorsingen en PBS.

  1. Voeg 60 ul van de fluorescerende tracer deeltjes-oplossing (1% vaste stof, deeltjes d = 0. 86 urn, abs λ = 542 nm en λ emissie = 612 nm) in de 1 ml RBC-ophanging buizen.
    OPMERKING: De fluorescerende tracer deeltjes (intern geverfd polystyreendeeltjes) worden gebruikt om de snelheid van de gasstroom in de microkanaal meten. Deze deeltjes fluoresceren wanneer ze worden blootgesteld aan de overeenkomstige golflengte van de laserbundel (λ = 542 nm).
  2. Bereid een PBS-pH 7,4 oplossing en voeg 60 ul van dezelfde fluorescerende tracer deeltjes oplossing in 1 ml van de PBS-oplossing.

4. Aggregaten Size Metingen

  1. Om de vloeistoffen (RBC-schorsingen en PBS) in het microkanaal te voegen, gebruik maken van twee glazen spuiten van 25 ul en 100 ul. Dit zalhelpen om de naleving van het systeem te verminderen. Sluit het microkanaal naar het spuiten via leidingen en aansluitingen passend bij de ingang gaten. Vul het glas spuiten via het drukverschil bestaat tussen de vloeistofhouder en de spuit. Zorg ervoor dat er geen luchtbellen in het systeem aanwezig zijn. Als een alternatieve methode, gebruik dan een systeem met drukregeling beide vloeistoffen te rijden in het microkanaal.
  2. Plaats de microkanaal op een omgekeerde microscoop podium verbonden met een high speed camera en een μPIV systeem. Programmeer de spuit pomp naar de gewenste debieten (bijvoorbeeld Q = 2 pl / hr voor bloed veroorzaken van een debiet van Q = 8 ul / hr voor PBS).
    OPMERKING: Slechts één spuit pomp wordt gebruikt. Met behulp van twee verschillende glazen spuiten met twee verschillende inwendige diameters, is het mogelijk te variëren de debieten invoeren van elke tak van de Y-microkanaal.
  3. Steek beide fluïda in een dubbele Y-microkanaal elk uit een andere ingang kantoren en op verschillende debieten zie Figuur 1. Om te testen verschillende afschuifsnelheden, veranderen de pomp debiet. Dit handhaaft dezelfde geschikte verhouding (4 in dit geval) tussen de twee takken 19 (figuren 2 en 3). Wacht tot de stroom naar stabiele toestand te bereiken voordat het verwerven van de metingen: visueel te inspecteren de high speed camera beelden voor een vlotte doorstroming.
    OPMERKING: De verhouding is cruciaal verkrijgen lineair snelheidsprofiel in het bloed laag.
  4. Visualiseer de RBC met behulp van de high speed camera. Sluit de camera aan op een computer te controleren, opnemen en opslaan van de beelden van de vloeistofstroom. Zodra de twee vloeistofstromen steady state te bereiken, beginnen met opnemen.
    1. Acquire meerdere beelden voor een betere verwerking van resultaten. Bepaal een optimale blootstelling camera voor een duidelijk beeld van de aggregaten.
      OPMERKING: De tijd blootstelling camera voor dit geval was 0,5 msec. De keuze van de tijd interval tussen elk frame gebaseerd op de framesnelheid camera en de stroomsnelheid in thij microkanaal. De tijd tussen elke verwerkt deze procedure frame was 60 msec. Daarom is een camera kan opnemen 18 frames per seconde volstaan.
      OPMERKING: Vermijd het bloed bezinking in de buis en spuit, die kunnen leiden tot foutieve metingen.
  5. Met behulp van beeldverwerkingstechnieken (a MATLAB programma in dit geval) om de beeldkwaliteit te verbeteren, detecteren de aggregaten in elk van de beelden op basis pixelintensiteiten (geïllustreerd in figuur 4) als volgt:
    1. Verbeter de beelden contrasteren met behulp van het histogram equalizer methode om een ​​betere beeldkwaliteit voor elk frame te verkrijgen.
    2. Zet de grijstinten beelden in binaire beelden. Daartoe stelt een drempelwaarde, variërend van 0 tot 1, dat de omzetting van elke pixel dicteert. Elk pixel in de afbeelding onder de drempelwaarde wordt gedetecteerd als een zwarte pixel, terwijl de pixels met waarden hoger dan de drempelwaarde wordt gedetecteerd als witte pixels.
    3. Vul hetholes (indien aanwezig en noodzakelijk) overeenkomend met de openingen binnen een geaggregeerde voor betere resultaten.
    4. Detecteren de cellen door het bepalen van de naburige witte pixels in het binaire beeld, zodat aangrenzende cellen in verband worden gebracht als aggregaten.
    5. Label de verschillende aggregaten gedetecteerd en zetten de binaire afbeelding in een afbeelding rood-groen-blauw (RGB) voor een betere visualisatie. Combineer de originele frames met elk van de overeenkomstige verwerkte beelden naar de efficiëntie van het beeld verwerkingstechniek verifiëren en te waarborgen dat alle cellen in aanmerking worden genomen, zie figuur 5. Voer stap 4.5.1, 4.5.2, 4.5.3 , 4.5.4 en 4.5.5 van alle frames vastgelegd.
    6. Bereken de oppervlakte van elke waargenomen binnen het kader gebaseerd op het aantal gedetecteerde pixels aggregaat. Op basis van de lens vergroting Bereken, de conversiefactor, met een kalibratie reticule, en zet het resultaat om 2 pm. Het gemiddelde van de totale grootte gedetecteerd in elkframe en dan het gemiddelde van de resultaten voor alle frames om de gemiddelde totale grootte voor elke opname van RBC-schorsingen te verkrijgen.
    7. Bereken de oppervlakte van een RBC aan een vertegenwoordiger geschatte aantal RBC bepalen binnen elke gedetecteerde aggregaat. Deze onderzoeksresultaten Bereken de verdeling van het percentage rode bloedcellen in elk aggregeren als een functie van de totale afmetingen (weergegeven door het geschatte aantal cellen per aggregaat), zie figuur 6.
      OPMERKING: Om de RBC aggregaten te meten, kon ImageJ software worden gebruikt (in plaats van MATLAB) om dezelfde taken op elk frame te voeren.

5. Fluid Velocity en Shear Rate Metingen

Bepaal de fluïdumsnelheid en derhalve de afschuifsnelheid met een μPIV systeem.

  1. Zodra de gegevens zijn verkregen met behulp van de high speed camera, schakelen naar de dubbele pulserende camera gebruikt voor de μPIV systeem. Gebruik een imaging software voor het acinquisitie van de stroming en de beeldverwerking voor snelheid veld bepalen.
  2. Neem alle nodige voorzorgsmaatregelen, afhankelijk van de klasse van de laser, alvorens de laser. Zet vervolgens het systeem, de camera en de laser.
  3. Kalibreer de camera op basis van de lensvergroting gebruikt. Hiervoor gebruikt microschaal van 10 urn nauwkeurig onder de microscoop en de grootte van 1 pixel in het beeld.
  4. Start de laser en visualiseren van de deeltjes in beide vloeistoffen. Vind het middenvlak van het microkanaal met name gaan snelste deeltjes in de stroom (dat wil zeggen, de snelste deeltjes dienen de helderste zijn).
  5. Stel de dt (tijdsinterval tussen twee opeenvolgende frames) voor de juiste verplaatsing van het deeltje te waarborgen. De snelste deeltjes moet bewegen 5-10 pixels tussen beide beelden.
  6. Beginnen met het opnemen van de stroom. Stel de software 100 paren van beelden, 5 msec apart verkrijgen. Voer stappen 5.4, 5.5 en 5.6 voor alle diflende RBC-schorsingen en voor verschillende afschuifsnelheden.
    OPMERKING: Meer bijzonderheden omtrent de methode worden gegeven in de studie van de Pitts en Fenech 20.
  7. Verwerk de verkregen met behulp van de cross-correlatie methode met de imaging software opnames.
    Opmerking: Deze bestaat uit discretiseren van het paar beelden in kleine ramen van vooraf bepaalde grootte (gebaseerd op de fluïdumstroom en het tijdsinterval gekozen door de gebruiker) genoemd correlatie ramen en na de verplaatsing van de deeltjes in elk venster.
    1. Bepaal eerst of de verkregen beelden vereisen pre-processing (inclusief achtergrond aftrekken, "base-clipping" 21 of afbeelding overlappende 22,23) voor een betere verwerking van gegevens.
    2. Kies vervolgens het correlatievenster grootte en vorm, alsook het percentage overlappende beelden. Een gedetailleerde studie werd uitgevoerd door Pitts et al. 24 om de optimale parameters en het pre-processing technieken voor het bloed te bepalenstromen in verschillende kanalen configuraties. Geef de resultaten als een gemiddelde snelheid veld berekend uit de 100 image paren en de Root Mean Square (RMS) fout in snelheid.
  8. Extraheer een snelheidsprofiel bij de kanaaluitlaat, uit de verwerkte data zoals getoond in figuur 7. Voor een beter profiel gemiddelde snelheidsveld in de ruimte.
    OPMERKING: De staven waaruit de snelheidsprofiel overeen met de correlatie venstergrootte opzichte van de kanaalbreedte opstelling. De RMS fout in snelheid wordt ook getoond in figuur 7, die de fout in de experimentele velocity schatting.
  9. Schakel de laser nadat alle metingen en verwerking worden uitgevoerd ,. Schakel alle componenten van het systeem: software, camera's, bewegende fase computers en laser.
  10. Om de shear berekenen, de eerste sporen en een schatting van de dikte van bloed in de microkanaal gebaseerd op de high speed camera opnemen. Hiertoe gemiddeld allede frames in de specifieke opname op een achtergrond beeld van de video te verkrijgen. Baken het bloed laag (zie figuur 8 voor de RBC-suspensies stroomsnelheid van 10 gl / uur bij suspensie bij 5%, 10% en 15% hematocriet). Het verkrijgen van de velocity waarde voor de overeenkomstige dikte van bloed laag en het berekenen van de afschuifsnelheid door de velocity waarde te delen door de dikte bloed laag.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een voorbeeld van het twee-vloeistofstroom in een dubbele Y-microkanaal wordt getoond in figuur 2 van menselijke RBCs wordt om 5%, 10% en 15% hematocriet en een stroomsnelheid van 10 ul / uur. Figuur 3 toont het verschil in totale grootte bij de stroming in het kanaal wordt verlaagd van 10 ul / uur tot 5 pl / uur gedurende een hematocriet van 10%. Dit geeft een kwalitatief begrip van de grootte van de aggregaten bij wisselende hematocriet en afschuifsnelheid. Figuur 5 v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Met de onderhavige werkwijze is het mogelijk om kwalitatief en kwantitatief analyseren RBC aggregaten onder verschillende stroomomstandigheden en hematocriet. Voor uitvoering van de controle en geaggregeerde detectie, is het cruciaal om de juiste snelheidsverhouding tussen de twee fluïda te bepalen bij het microkanaal ingang. Deze verhouding is belangrijk voor een optimale dikte bloed laag waar het snelheidsprofiel quasi-lineair 19 verkrijgen.

Een andere belangrijke factor voor ee...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het Natural Sciences and Engineering Research Council van Canada. Microfabricage werd uitgevoerd met de steun van de McGill nanotools Microfab faciliteit aan de McGill University en de vakgroep Elektronica aan Carleton University.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
SU8-50 epoxy based negative Photo-resistMicroChem Corp.
SU8-50 developerMicroChem Corp.
Poly(dimethylsiloxane) (PDMS) Sylgard-184Dow-Corning3097358-1004
PE-50 series Plasma system Plasma EtchPE-50 series
Bloedopnamebuisjes met K2-EDTA (ethyleendiaminetetraazijnzuur)FisherSciB367861
Centrifuge, d.w.z. Thermo Scientific CL2Thermo Scientific004260F
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma AldrichP5368-10PAK
Tracer fluorescente deeltjesoplossing (15 ml)FisherSciR800
AggregometerRheoMeditechRheo Scan AnD300
Glazen spuiten (50 µl)Hamilton80965
Slangen (Tygon)FisherSciAAA00001
Hoge snelheidscamera (Basler)Graftek Imaging Inc.basler acA2000-340kmEen camera die in staat is om 18 frames per seconde op te nemen, kan worden gebruikt.
Dubbel gepulseerde camera LaVisionImager Intense
Microscoop MITASLaVisionMITAS
Nd:YAG laserNew Wave ResearchSolo-II
Spuitpomp (Nexus3000 en PicoPlus)Chemyx Inc. en Harvard ApparatusNexus3000 en PicoPlus
DaVis softwareLaVisionDavis

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Perkkio, J., Keskinen, R. Hematocrit reduction in bifurcations due to plasma skimming. Bull. Math. Biol. 45 (1), 41-50 (1983).
  2. Chien, S., Jan, K. Ultrastructural basis of the mechanism of rouleaux formation. Microvasc. Res. 5 (2), 155-166 (1973).
  3. Neu, B., Meiselman, H. J. Depletion-mediated red blood cell aggregation in polymer solutions. Biophys. J. 83 (5), 2482-2490 (2002).
  4. Schmid-Schönbein, H., Gaehtgens, P., Hirsch, H. On the shear rate dependence of red cell aggregation in vitro. J. Clin. Invest. 47 (6), 1447-1454 (1968).
  5. Pries, A. R., Secomb, W. Rheology of the microcirculation. Clin. Hemorheol. Microcirc. 29 (3-4), 143-148 (2003).
  6. Baskurt, O. K., Neu, B., Meiselman, H. J. Red Blood Cell Aggregation. , Taylor and Francis. Florida. (2011).
  7. Cho, Y. I., Mooney, M. P., Cho, D. J. Hemorheological disorders in diabetes mellitus. J. Diabetes Sci. Technol. 2 (6), 1130-1138 (2008).
  8. Baskurt, O. K., Hardeman, M. R., Rampling, M. W., Meiselman, H. J. Handbook of Hemorheology and Hemodynamics. , IOS Press. Netherlands. (2007).
  9. Lindqvist, T. The viscosity of the blood in narrow capillary tubes. Am. J. Physiol.-Legacy Content. 96, 562-568 (1931).
  10. Goldsmith, H. L., Cokelet, G. R., Gaehtgens, P. R. Fåhraeus: Evolution of his concepts in cardiovascular physiology. Am. J. Physiol. 257 (3), H1005-H1015 (1989).
  11. Fåhraeus, R. The suspension stability of the blood. Physiol. Rev. 9 (2), 241-274 (1929).
  12. Bauersachs, R. M., Wenby, R. B., Meiselman, H. J. Determination of specific red blood cell aggregation indices via an automated system. Clin. Hemorheol. 9 (1), 1-25 (1989).
  13. Hardeman, M. R., Dobbe, J. G., Ince, C. The laser-assisted optical rotational cell analyzer (lorca) as red blood cell aggregometer. Clin. Hemorheol. Microcirc. 25 (1), 1-11 (2001).
  14. Rampling, M. W. Red cell aggregation and yield stress. Clinical Blood Rheology. , CRC Press. Boca Raton, Florida. (1988).
  15. Dusting, J., Kaliviotis, E., Balabani, S., Yianneskis, M. Coupled human erythrocyte velocity field and aggregation measurements at physiological haematocrit levels. J. Biomech. 42 (10), 1438-1443 (2009).
  16. Kaliviotis, E., Dusting, J., Balabani, S. Spatial variation of blood viscosity: modelling using shear fields measured by a µPIV based technique. Med. Eng. Phys. 33 (7), 824-831 (2011).
  17. Sherwood, J. M., Kaliviotis, E., Dusting, J., Balabani, S. Spatial variation of blood viscosity and velocity distributions of aggregating and non-aggregating blood in a bifurcating microchannel. Biomech. Model. Mechan. 13 (2), 259-273 (2014).
  18. Chen, S., Barshtein, G., Gavish, B., Mahler, Y., Yedgar, S. Monitoring of red blood cell aggregability in a flow chamber by computerized image analysis. Clin. Hemorhol. Microcirc. 14 (4), 497-508 (1994).
  19. Xia, Y. N., Whitesides, G. M. Soft lithography. Angewandte Chemie International Edition England. , 551-577 (1998).
  20. Mehri, R., Mavriplis, C., Fenech, M. Design of a microfluidic system for red blood cell aggregation investigation. J. Biomech. Eng. 136 (6), 064501-1-064501-5 (2014).
  21. Pitts, K. L., Fenech, M. Micro-particle image velocimetry for velocity profile measurements of micro blood flows. J. Vis. Exp. (74), e50314(2013).
  22. Bitsch, L., Oleson, L. H., Westergaard, C. H., Bruus, H., Klank, H., Kutter, J. P. Micro particle-image velocimetry of bead suspensions and blood flows. Exp. Fluids. 39 (3), 507-513 (2005).
  23. Wereley, S. T., Gui, L., Meinhart, C. D. Advanced algorithms for microscale particle image velocimetry. AIAA J. 40 (6), 1047-1105 (2002).
  24. Nguyen, C. V., Fouras, A., Carberry, J. Improvement of measurement accuracy in micro PIV by image overlapping. Exp. Fluids. 49 (3), 701-712 (2010).
  25. Pitts, K. L., Mehri, R., Mavriplis, C., Fenech, M. Micro-particle image velocimetry measurement of blood flow: validation and analysis of data pre-processing and processing methods. Meas. Sci. Technol. 23 (10), 105302(2012).
  26. Bhamare, M. G., Patil, D. S. Automatic blood cell analysis by using digital image processing: a preliminary study. Int. J. Eng. Res. Tech. 2 (9), 3135-3141 (2013).
  27. Maitra, M., Gupta, R. K., Mukherjee, M. Detection and counting of red blood cells in blood cell images using hough transform. Int. J. Comput. Appl. 53 (16), 18-22 (2012).
  28. Jambhekar, N. D. Red blood cells classification using image processing. Sci. Res. Repot. 1 (3), 151-154 (2011).
  29. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. IEEE Trans. Syst. Man. Cybern. 9 (1), 62-66 (1979).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Erratum

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Controlled Microfluidic Environment for Dynamic Investigation of Red Blood Cell Aggregation
Posted by JoVE Editors on 11/30/2015. Citeable Link.

An erratum was issue for Controlled Microfluidic Environment for Dynamic Investigation of Red Blood Cell Aggregation. The introduction section was updated.

Trefwoorden

Red Blood Cell AggregationMicrofluidic EnvironmentShear Rate AnalysisImage Processing TechniquesMicro Particle Image VelocimetryHigh Speed CameraBlood Velocity MeasurementAggregate Size DistributionPDMS MicrochannelsFluorescent Tracer Particles

Gerelateerde artikelen