De metastatische verspreiding van kanker de belangrijkste oorzaak van kankersterfte. Wij bieden een uitgebreide beschrijving van ons overleven chirurgie methodologie voor de oprichting van een "patiënt-achtige" orthotoop syngeen muis modelsysteem voor het bestuderen van de mechanismen van metastase in vaste orgel tumoren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een "Patiënt-Like" Orthotope Syngene Mouse Model van Hepatocellular carcinoom metastase
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De meerderheid van de kankergerelateerde sterfgevallen wordt veroorzaakt door de metastase van de kanker zelf, en niet door de primaire tumor. Toch zijn de onderliggende mechanismen van kankermetastase nog steeds onduidelijk. Diermodellen zijn essentieel voor het ophelderen van de mechanismen en voor het evalueren van nieuwe strategieën voor de behandeling van uitgezaaide kankers. Hier wordt een diepgaande beschrijving gegeven van een 'patiëntachtige' ortotope syngeneïsche muismodel voor het onderzoeken van de mechanismen van metastase van solide orgaantumoren. De beschrijving van de overlevingschirurgie voor de implantatie van BNL 1ME A.7R.1 muis hepatocellulair carcinoom cellen rechtstreeks in de lever (het orgaan van oorsprong) van de ingefokt wild-type immuuncompetente laboratoriummuisstam, BALB/c. Het succes en de reproduceerbaarheid van deze methodologie bevelen het aan voor wijdverbreid gebruik bij het ophelderen van de biologische mechanismen van metastase van solide orgaankanker.
Inleiding
Hepatocellulair carcinoom (HCC) is een van de meest dodelijke kankersoorten, met een slechte prognose en een lage levensverwachting. Bijna alle kankergerelateerde sterfgevallen zijn het gevolg van de metastaserende verspreiding van de ziekte vanaf het oorspronkelijke orgaan naar aanvullende verre organen2-6. HCC-progressie is een complex proces. Daarom kan het modelleren van de tumormicro-omgeving die van nature wordt aangetroffen in metastaserend HCC in diermodellen een succesvolle en nuttige manier zijn om relevante mechanismen bij mensen te onthullen.7 Helaas zijn de mechanismen van kankermetastase nog steeds grotendeels onduidelijk. Daarom is er behoefte aan het opzetten van diermodellen die ons in staat stellen de onderliggende moleculaire mechanismen van metastasen van kankers zoals HCC te verduidelijken3,5.
Muismodelsystemen zijn een zeer nuttige aanpak voor het afbakenen van mechanismen en het evalueren van nieuwe strategieën voor de behandeling van metastaserende menselijke kankers5,8. De verschillende muismodelsystemen die momenteel bestaan, zijn een bewijs van de inspanningen van onderzoekers om de complexiteit van de ziekte correct weer te geven5,8,9.
Ogunwobi en collega's gebruikten onlangs een overlevingschirurgische aanpak om de oprichting van een nieuw orthotopisch syngene muismodel voor het bestuderen van metastase bij HCC te demonstreren3. Hun werk stelde een “patiëntachtig” muismodel vast dat kenmerken van agressieve en metastaserende HCC's weerspiegelt3. Ze toonden verder aan dat dit muismodelsysteem kan worden gebruikt om de biologie van circulerende tumorcellen te bestuderen en dat dit potentieel heeft voor het verkrijgen van nieuwe inzichten in de mechanismen van kankermetastase3.
Het doel van dit artikel is om de methodologie die wordt gebruikt bij het opzetten van dit “patiëntachtige” orthotopische syngene muismodel van HCC-metastase in detail te beschrijven3. De methodologie van hoe BNL 1ME A.7R.1 muis HCC-cellen direct in de lever (het orgaan van oorsprong) van de ingefokt wild-type immuuncompetente laboratoriummuisstam, BALB/c3 te implanteren met behulp van overlevingschirurgie zal worden beschreven. In tegenstelling tot andere muis xenograft tumormodellen waarbij humane tumorcellen worden geïmplanteerd in immuundeficiënte muizen, is dit systeem syngene en daarom geschikt voor het bestuderen van de rol van het immuunsysteem bij tumormetastase3,5,8. Deze aanpak zal waarschijnlijk brede toepassing vinden voor het bestuderen van de mechanismen van metastase bij kankers van vaste organen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Ethiek Verklaring
Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) van Hunter College van de City University van New York.
Opmerking: Acht BALB / c muizen werden in dit experimentele procedure. Vijf BALB / c muizen werden geïmplanteerd met 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis hepatocellulaire carcinoomcellen de primaire tumoren. Drie BALB / c muizen zonder implantaties werden als controles. BNL 1ME A.7R.1 is een muizen leverkanker cellijn die werd afgeleid door chemische transformatie van de muizen niet-tumorigene hepatocyte cellijn BNL CL.2. BNL 1ME A.7R.1 werd verkregen van de American Type Culture Collection (ATCC).
1. Pre-operatie
- Zorg ervoor dat de muizen voor alle overleven operaties zijn gezond. Opdat muizen gezond inspecteren uitdrogingsverschijnselen door tenting van de huid. Gebruik geen muizen met enig bewijs van ziekte of distress in deze experimenten.
- Weeg muizen te zorgen dat ze niet ondergewicht. Zorg ervoor dat het gewicht is ten minste 16-20 gram.
- Bereid 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen voor implantatie per muis:
- Zuig media uit een 10 ml 60% - 70% confluent celkweek schotel van BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen. Tweemaal wassen met 5 ml PBS. Voeg 2 ml trypsine om de schotel en incubeer bij 37 ° C in een bevochtigde incubator met lucht en 5% CO2 gedurende 5 min.
- Vervolgens Pipetteer 10 ul trypsine cellen in een hemocytometer handleiding voor celtelling onder een microscoop bij een vergroting van 10X. Tel het aantal cellen in de vier grote hoek pleinen en vermenigvuldig de verdunningsfactor van het totale aantal cellen. Vervolgens delen door het aantal velden geteld en vermenigvuldig met 10 6 het celconcentratie (cellen per ml).
- De berekening verzamel 5 miljoen cellen per muis in steriele1,5 ml microcentrifuge buizen. Label 1,5 ml microcentrifuge buizen.
- Resuspendeer de 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen in 100 ul fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Houd deze cellen op ijs tot implantatie in de chirurgie.
- Uit te voeren activiteiten die nodig zijn voor de bereiding van muizen voor een operatie zoals anesthesie inductie en haren knippen weg van steriele apparatuur en materialen om besmetting te voorkomen.
- Induce algemene anesthesie bij muizen door inhalatie van isofluraan gebruik van een isofluraan vaporizer met zuurstof bij een constante concentratie debiet van 1 liter per minuut (ong. 2,1%). Opmerking: Het systeem is zelfstandig, en omvat een precisie vaporizer, een zuurstoftoevoer en een houtskoolbus die gekoppeld is aan een ademhalingscircuit nodig voor gas / anesthesie scavenging.
- Zorg dat narcose voldoende om te voorkomen dat het dier ondergaat pijn tijdens de operatie. Voeren teen-snuifje en observeren van dieren voor niet-verantsiveness anesthesie bevestigen.
- Op dat moment schakelt de klep lijn, afdichting op de doos en open naar de neuskegel.
- Zodra de muis verdoofd, breng dan een kleine hoeveelheid van een oogzalf de cornea preventief uitdroging en beschadiging.
- Vervolgens verplaatst het dier aan de voorbereiding gebied, met de neus goed geplaatst en aangesloten (voor onderhoud van de anesthesie). Bereid de plaats van de chirurgische incisie voor chirurgie van ontharen dit bereidingszone.
- Zorg ervoor dat het gebied van de operatie is op een plaats vrij van alle andere activiteiten.
- Zorg ervoor dat het werkoppervlak is stevig en adequaat opgeschoond, onbevlekt en overzichtelijk voor de operatie. Plaats een steriel stuk linnen of chirurgische dienblad over het.
- Zorg ervoor dat de operatieve veld is alleen beschikbaar voor personen die de operatie. Zorg ervoor dat de chirurgische ruimte is schoongemaakt en geveegd met een geschikt reinigingsmiddel en besproeid met een geschikte disinfectant.
- Ervoor te zorgen dat het ook weg van deuren en ramen als luchtstromen is gepositioneerd kan verspreiden stof leidt tot vervuiling van de site.
- Voer de survival chirurgie met steriele instrumenten. Ofwel genieten instrumenten in een desinfectans volgens aanbeveling of autoclaaf fabrikant. Gebruik elementaire steriele leveringen die klaar zijn voor gebruik.
- Afzonderlijke instrumenten naar functie om contaminatie van steriele gebieden te voorkomen.
- Scheren ongeveer 1 inch rond de plaats van incisie (middellijn incisie) om de lever van het dier. Verwijder het haar van het dier vanaf de plaats van de operatie.
- Na het scheren, scrub het gebied met een zeepachtige ontsmettingsmiddel (betadine chirurgische scrub) en was de overtollige desinfectiemiddel weg met steriele PBS-oplossing. Het uitvoeren van dit meerdere keren, met het hele scrub proces duurt ongeveer 5 minuten. Verwijderen en weggegooid gebruikte handschoenen.
- Daarna veranderen om beschermende kleding, zoals surgical toga, scrub top, en gezichtsmasker. Vervolgens ontsmetten handen met goede scrub oplossing alvorens op chirurgische handschoenen. Opmerking: Dit is een noodzakelijke stap om te voorkomen vergieten en verontreinigen de operatieplaats met potentiële verontreinigingen.
2. Chirurgie
- Zorg voor een externe warmtebron voor de warmte gedurende de gehele periode van de anesthesie. Het dier kan enige onderkoeling ervaren omdat verdoving veroorzaakt verstoring van thermoregulatie; Daarom houden de lichaamstemperatuur.
- Leg de muis op zijn rug tijdens de operatie.
- Bevestig de voorpoten, achterpoten en de staart van de muis om de operatie tafel met stukken van chirurgische tapes.
- Maak een rechte lijn incisie direct inferieur aan de xyphisternum.
- Een steriele overneemfunctie chirurgische retractor aan de lever bloot te leggen.
- Met een spuit met een 20G naald, langzaam en voorzichtig injecteer 100 ul van PBS met 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1muis HCC cellen in de rechter kwab van de lever.
- Na verwijdering van de naald, breng dan een steriel wattenstaafje gedurende tenminste 1 minuut tot eventuele bloeden te stoppen vanwege de hoge doorbloeding van de lever.
- Sluit de onderhuidse weefsel met een absorbeerbare hechtdraad gevolgd door sluiting huid met behulp van chirurgische clips. Vervolgens, het reinigen van de wond opnieuw met betadine scrub. Opmerking: Dit zal de afsluiting van de chirurgische wond.
- Subcutaan geven 100 ul fysiologische zoutoplossing.
3. Post-operatie
- Onmiddellijk na de operatie, de overdracht van de muis om een schone kooi met een post-operatie identificatiekaart aan verzorgers van de muis staat in kennis. Zorgen voor voedsel en water. Let op: In onze ervaring, een muis die net heeft ondergaan een operatie zal het beste tarief als alleen gehuisvest met natte voedsel en water voor de eerste periode van 24 uur na de operatie.
- Houd het dier warm met een warmtelamp die warmte genereert niet overtreffen 38 ºC. Use een thermometer om de temperatuur te meten totdat de muis volledig hersteld.
- Huis het dier in een kooi bij voorkeur met papier beddengoed om het comfort te garanderen.
- Na de eerste herstel, toezicht houden op de dieren op tekenen van ongemak, bloeden, pijn en angst. Geef buprenorfine (0,05 -0,1 mg / kg) om pijn te verlichten. Nauw controleert de werkzaamheden, gedrag en uiterlijk, evenals water en voedselconsumptie ongeveer 2 uur. Als ambulant, verplaatst het dier terug naar het gebied voor een regelmatige normale huisvesting van muizen en blijven toezien op 6-12 uur tijdstippen gedurende 24 uur na de operatie. Voer een gewicht controleren, indien gewenst.
- Maar als het dier kwesties herstellende, passende ondersteunende zorg acties. Als muizen niet in staat zijn om te herstellen, humaan euthanaseren muizen via CO 2 stikken en cervicale dislocatie. Volg goedgekeurd institutionele richtlijnen voor euthanasie.
- Na de operatie, te controleren op klinische aanwijzingen van HCC die meestal observable als significante vermindering van conditiescore. Opmerking: Op dit punt is een primaire tumor waarschijnlijk ontwikkeld in de lever en metastatische deposito waarschijnlijk ontwikkeld in de longen.
- Op dit moment, offer alle muizen (en controlegroep) die bij het experiment van humane euthanasie. Het aldus muizen kooldioxide stikken: langzaam kooldioxide vrij in de kamer gedurende 5 -10 minuten. Dit zal ademhalingsstilstand veroorzaken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De levers van Balb / c muizen werden geïmplanteerd met 5 x 10 6 BNL 1ME A.7R.1 muis HCC cellen. Klinische aanwijzingen van HCC ontwikkeling waarneembaar was 63 dagen na de ingreep. Derhalve werden de muizen op humane wijze gedood. Necropsie werd uitgevoerd op muizen geëuthanaseerd. De longen en de lever werden gereseceerd en een zorgvuldige bruto onderzoek werd uitgevoerd om macroscopische tumoren te identificeren. In één muis werd een oppervlakkige tumor waargenomen op het oppervlak van de lever met enkele b...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
In dit artikel een grondige beschrijving van de methode wordt gegeven dat werd onlangs gemeld door Ogunwobi en collega's van de succesvolle oprichting van een syngene orthotope muismodel van HCC metastase (figuur 2) 3. Het nemen koers van tumoren voor deze procedure over het algemeen hoog. We hebben eerder gezien een tumor overname van 100% 3. Echter, de take tarief variabel zijn, afhankelijk van de bevoegdheid van de onderzoeker. In een recent experiment uitgevoerd door een ni...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.
Dankbetuigingen
We willen Pascal DuBois bedanken voor het corrigeren van het artikel. De auteurs willen ook het personeel van de Dierfaciliteit aan Hunter College van The City University of New York bedanken. Dit werk werd ondersteund door een NIH RCMI-subsidie aan Hunter College.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Micro Dissecting Tweezer | Roboz | (RS-5040) | Tip 0.20 x 0.12 mm |
| Graefe Micro Dissecting Forceps, serrated curved tip | Roboz | (RS-5111) | 1 X 2 teeth, curved tip width 0.6 mm |
| Micro Dissecting Retractor-Agricola (3 by 3 prongs) | Roboz | (RS-6501) | Blunt 3 X 3 prongs, depth 4 mm, spread 25 mm |
| Micro Dissecting Retractor-Goldstein (3 by 3 prongs) | Roboz | (RS-6503) | Blunt, 3 X 3 prongs, depth 4 mm, spread 19 mm |
| Jameson Caliper (Measures tumors) | Roboz | (RS-6466) | 80 mm/3 inch scale, chrome plated |
| Micro Dissecting Scissors, large ring sissors, straight and sharp | Roboz | (RS-5852) | 23 mm blades, length 4 inches, flat shanks and large rings |
| Scalpel with blades, for delicate dissecting procedures | Roboz | (RS-9861-36) | |
| Scalpel handle | Roboz | (RS-9884) | Solid |
| Littauer Stitch Sissors | Roboz | (RS-7074) | Length 4.5 inches |
| Brown needle holder, for easy suture tying | Roboz | (RS-7960) | Convex jaw, fine serrations |
| Reflex 7MM wound clips with reflex 7 clip applier | Roboz | (RS-9262) | safe, secure alternative method of wound closure |
| Instrument tray and lid | Roboz | RT-1350S | |
| Mini-clipper with detachable blade | Roboz | (RS-5903) | |
| Germinator 500 (the Germ Terminator) Dry Sterilizer | Roboz | Ds-400, Ds-401, DS-501 | For fast decontamination of micro-dissecting instruments. Instruments decontaminate within 15 sec. |
| Microinjection needles | VWR | BD305125 | 25G Needle |
Referenties
- Sheng, W., et al. Capture, release and culture of circulating tumor cells from pancreatic cancer patients using an enhanced mixing chip. Lab on a Chip. 14, 89-98 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Therapeutic and prognostic importance of epithelial-mesenchymal transition in liver cancers: insights from experimental models. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 83, 319-328 (2012).
- Ogunwobi, O. O., Puszyk, W., Dong, H. J., Liu, C. Epigenetic upregulation of HGF and c-Met drives metastasis in hepatocellular carcinoma. PloS One. 8, e63765(2013).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Hepatocyte growth factor upregulation promotes carcinogenesis and epithelial-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via Akt and COX-2 pathways. Clinical and Experimental Metastasis. 28, 721-731 (2011).
- Fujiwara, S., et al. A novel animal model for in vivo study of liver cancer metastasis. World Journal of Gastroenterology : WJG. 18, 3875-3882 (2012).
- Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11, 512-522 (2011).
- Heindryckx, F., Colle, I., Van Vlierberghe, H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research. International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).
- Zhang, L., et al. An in vivo mouse model of metastatic human thyroid cancer. Thyroid Official Journal of the American Thyroid Association. 24, 695-704 (2014).
- Menezes, M. E., et al. Genetically engineered mice as experimental tools to dissect the critical events in breast cancer. Advances in Cancer Research. 121, 331-382 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Wang, T., Zhang, L., Liu, C. Cyclooxygenase-2 and Akt mediate multiple growth-factor-induced epithelial-mesenchymal transition in human hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 27, 566-578 (2012).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. The hallmarks of cancer. Cell. 100, 57-70 (2000).
- Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2, 563-572 (2002).
- Kim, M. Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139, 1315-1326 (2009).
- Stolpe, A., Pantel, K., Sleijfer, S., Terstappen, L. W., den Toonder, J. M. Circulating tumor cell isolation and diagnostics: toward routine clinical use. Cancer Research. 71, 5955-5960 (2011).
- Saad, F., Pantel, K. The current role of circulating tumor cells in the diagnosis and management of bone metastases in advanced prostate cancer. Future Oncology. 8, 321-331 (2012).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
