Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Generatie van Local CA1 γ Oscillations door Tetanische Stimulation

8.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/52877

⸱

14 augustus 2015

 ,  , 
1The Florey Institute of Neuroscience and Mental Health, University of Melbourne

In dit artikel

Samenvatting

Trillingen zijn fundamentele netwerk-eigenschappen en worden gemoduleerd door ziekte en drugs. Studeren brain-slice oscillaties laat karakterisering van geïsoleerde netwerken onder gecontroleerde omstandigheden. Protocollen zijn voorzien voor de voorbereiding van acute hersenen plakjes voor het oproepen van CA1 γ oscillaties.

Samenvatting

Neuronale netwerk oscillaties zijn belangrijke kenmerken van hersenactiviteit bij gezondheid en ziekte en kan worden gemoduleerd door een aantal klinisch gebruikte geneesmiddelen. Een protocol wordt geleverd aan een model voor de studie CA1 γ trillingen genereren (20-80 Hz). Deze γ oscillaties zijn stabiel gedurende tenminste 30 minuten en afhankelijk prikkelende en remmende synaptische activiteit naast activatie pacemaker stromen. Tetanically gestimuleerd oscillaties hebben een aantal reproduceerbare en gemakkelijk meetbare kenmerken, zoals spike telling, oscillatie duur, latency en frequentie dat melden op het netwerk staat. De voordelen van de elektrisch gestimuleerde oscillaties omvatten stabiliteit, reproduceerbaarheid en episodische acquisitie mogelijk robuust karakterisering van netwerkfunctie. Dit model van CA1 γ oscillaties kunnen worden gebruikt om cellulaire mechanismen bestuderen en systematisch te onderzoeken hoe neuronale netwerkactiviteit wordt veranderd ziekte en drugs.Ziektetoestand farmacologie kan gemakkelijk worden opgenomen door het gebruik van hersenschijfjes genetisch gemodificeerde of interventionele diermodellen selectie van specifieke medicijnen die ziektemechanismen schakelen.

Inleiding

Brain netwerk oscillaties optreden binnen verschillende frequentiebanden die correleren met gedrags staten. Bij knaagdieren hippocampus θ oscillaties - worden (5 10 Hz) waargenomen tijdens de verkennende gedrag 1,2, terwijl de γ oscillaties (20 - 80 Hz) associëren met verschillende cognitieve processen, waaronder perceptie en aandacht 3,4. Synchrone γ netwerkactiviteit is ook geïmpliceerd in de pathologie van aandoeningen zoals epilepsie en schizofrenie 5,6. Zo worden γ oscillaties verondersteld overeen te komen gebieden van corticale epileptische foci 5,7,8 en kan worden gebruikt als markers van pharmacosensitivity of weerstand, twee belangrijke gebieden van onderzoek epilepsieonderzoek 9.

De hippocampus slice brein is een model dat is op grote schaal gebruikt om de netwerkactiviteit 10-12 te onderzoeken. Verschillende protocollen ontwikkeld γ oscillaties in hersencoupes die typisch genereren involve farmacologische modulatie zoals lage Mg 2+, 4-aminopyridine (4AP), bicuculline en kainzuur 12-17. Tekortkomingen van farmacologisch geactiveerd oscillaties zijn dat ze zich voordoen na willekeurig drug toepassing en zijn niet betrouwbaar gegenereerd of stabiel in de tijd. Elektrisch aangestuurde γ oscillaties overwinnen veel van deze problemen en hebben ook het voordeel dat tijdelijk vergrendeld aan de stimulerende gebeurtenis waardoor episodische registratie en analyse. Hier wordt een protocol wordt beschreven voor het genereren CA1 γ oscillaties door een op tetanische stimulatie van de stratum Oriens in de hippocampus slice.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten op muizen werden goedgekeurd door de Florey Institute dier ethische commissie.

1. Installatie voor het snijden Brain Slices

  1. Bereid een snij oplossing bestaande uit (mM) 125 Choline-Cl, 2,5 KCI, 0,4 CaCl2, MgCl2 6, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 20 D-glucose verzadigd met carbogen gas (95% O 2 -5 % CO 2) en een kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) opnameoplossing bestaande uit (mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 2 MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 10 D-glucose, verzadigd met carbogen. Plaats de snijoplossing op ijs te koud.
  2. Freeze ongeveer 400 ml van de snij-oplossing en mengen met 100 ml bevroren snijoplossing een ijsslurrie maken. Bubble met carbogeen (95% O 2 -5% CO 2) bij een stroomsnelheid van ongeveer 0,5 l / min door de klAliber slang of gesinterde glas om een ​​gestage maar zachte stroom van luchtbellen te produceren.
  3. Bereid een bekerglas van 250 ml met een verhoogde nylon Zeef waarop de hersencoupes worden geplaatst. Vul met aCSF ter dekking van de mesh met ongeveer 2 cm en bel met carbogen, ervoor te zorgen dat de bubbels niet direct verstoren van de slice houden gebied. Het is ook belangrijk dat er geen luchtbellen in de nylon mesh, dus indien aanwezig verwijderen. Dit zal de bewaarruimte en wordt bij kamertemperatuur bewaard (20-25 ° C).
  4. Lay-out van de ontleden instrumenten, waaronder een grote schaar, een kleine schaar, kleine en grote micro-spatels, en grote en kleine paren van pincet en chill ze op ijs. Plaats de vibratome weefsel tegenmes op ijs op een vierkant van aluminiumfolie. Verkrijgen van 2 stuks van 6 cm filterpapier, een enkele rand scheermesje, en een beker van 25 ml gevuld met de snij-oplossing slurry ook.
  5. Vul een tweede container met ijs, en leggen een stukje weefsel paper op het ijs en plaats een 12 cm cultuur schotel op de top. Vul de cultuur schotel met cutting oplossing ijsslurrie en bel met carbogen. Dit is de container waarin de hersenen dissectie met worden uitgevoerd.
  6. Bereid de vibratome. Verwijder een frisse tweesnijdend scheermesje (gebruik een nieuw blad elke keer) uit de verpakking en spuiten met 80% ethanol dan gedemineraliseerd water. Snijd een 3 ml plastic overdracht pipet op het punt waar het begint te taper. Deze wordt gebruikt om hersencoupes dragen. Buig een 27 G naald aan de basis van ongeveer 45 ° en hechten aan een spuit 1 ml. Deze wordt gebruikt om plakken te manipuleren tijdens het snijden.

2. Cutting Brain Slices

  1. Verdoven een muis (P16 - P18) met 2% isofluraan of een lokaal goedgekeurde methode. Na inductie, onthoofden het dier met een grote schaar en zet de kop in de 12 cm cultuur schotel die borrelen snijden oplossing slurry bevat. De slurry moet volledig onder te dompelen het hoofd voorsnelle afkoeling.
  2. Houd de voorzijde van het hoofd met een hand peeling de huid en bindweefsel voorwaarts naar de neus. Met behulp van de kleine schaar knippen het bindweefsel om de onderliggende schedel te onthullen. Verwijder vervolgens de spieren bovenliggende dorsale aspect van de schedel en de nek.
  3. Verwijder de hersenen uit de schedel door eerst bevestiging aan de voorzijde van de schedel met de grote tang en vervolgens twee zijdelingse snijdt door het been aan weerszijden van het foramen magnum met de kleine schaar (figuur 1, cuts gemerkt A1 en A2).
    1. Maak nog een cut tussen de ogen (net anterior van de bregma) (Figuur 1, cut label B) dan voorzichtig knip langs de pijlnaad voren en weerspiegelen de cut schedel secties om de hersenen (figuur 1, cut label C) te onthullen.
    2. Gebruik de kleine spatel om schep de hersenen en plaats op een cultuur schotel. Wees je bewust van de cranial zenuwen op het onderste aspect van de hersenen die moeten worden gescheiden, kan dit gebeuren met de kleinere micro spatel. De grote spatel breng de hersenen naar de beker 25 ml gevuld met de snijoplossing slurry.
  4. De voorbereiding van de hersenhelft voor het snijden.
    1. Plaats een stuk van 6 cm filtreerpapier op de bodem van een verse kweekschaal vervolgens vullen met verse snijoplossing slurry en bubble. Met de grotere spatel naar de hersenen, ventrale zijde naar beneden omleggen, op het filterpapier. Neem een ​​nieuwe en gereinigd enkele rand scheermesje en snijd de hersenen naar de kleine hersenen te verwijderen, maak dan een snede langs het midden van de lijn naar de hersenen scheiden in twee hersenhelften.
  5. De voorbereiding van de vibratome weefsel blok.
    1. Neem de gekoelde vibratome weefsel blok, droog het oppervlak, en plaats een druppel cyanoacrylaat lijm in het midden en gelijkmatig verdelen om de geschatte grootte van de hersenen. Met de kleine spatel om een ​​van de manipulerenhersenhelften op de grote micro spatel zodat de mediale zijde van de hersenen is beneden.
    2. Raak de rand van de spatel op het grensvlak van de hersenen op het tweede stuk filterpapier om zoveel mogelijk van de oplossing mogelijk te verwijderen. Schuif de hersenen van de grotere spatel met behulp van de kleinere spatel om het te begeleiden op de lijm.
    3. Zet de snij-blok in de vibratome kamer en vul de kamer met snij- oplossing drijfmest en bubble, het waarborgen van de hersenen is volledig ondergedompeld. Draai de snijblok zodat de ventrale zijde van de hersenen wordt geconfronteerd met het mes.
  6. Het snijden van de hersenen.
    Opmerking: Elke vibratome is uniek dus volg de instructies van de fabrikant.
    1. Stel de slice dikte 450 urn, en garanderen het blad vibreert wanneer het door de hersenen op een snelheid van ongeveer 0,3 mm / s beweegt. Volledig dwars door de hersenen van de buikzijde naar de corticale oppervlak, zal dit hele hersenen sagittale slices die kunnen b producerene voor elektrofysiologische opnames. Segmenten wordt lateraal geproduceerd mediaal en typisch 3-4 segmenten kunnen van elk halfrond worden gesneden.
    2. Als de basis van de slice liften gebruiken de gebogen 27 G naald om zachte druk op de slice terug naar beneden. Aangezien elke plak wordt gesneden, met de pipet te verplaatsen op het platform in de houdkamer wanneer zij levensvatbaar maximaal 8 uur.

3. Extracellulair Elektrofysiologie Recordings

  1. Montage van de slice in de opname kamer.
    1. Met behulp van de pipet, plaats een hersenplakje in een ondergedompelde opname kamer geperfuseerd met aCSF stroomsnelheid van 1-2 ml / min en verwarmd tot 32 ° C. De aCSF voor opnamen verschilt van die in de vasthoudkamer de Mg2 + concentratie wordt verhoogd van 2 mM tot 4 mM.
    2. Bevestig de slice met een "harp" (halfronde roestvrij staal met nylon draden gespannen over op 2-3 mm afstand). Plaatsde harp, zodat de strengen parallel aan CA1. Verhoog de snelheid van de perfusie met 8-10 ml / min bij 32 ° C.
  2. Onder een dissectiemicroscoop plaats een stimulerende elektrode en een registratie-elektrode (glaselektrode gevuld met de aCSF opnameoplossing) op het oppervlak van het stratum radiatum van CA1 (Figuur 2A). Plaats de stimulerende elektrode eerste plaats dan de registratie-elektrode.
  3. Stimuleren van de Schaffer zijverwanten met een 120-150 uA amplitude en 0,1 msec duur testpuls en observeer de resulterende veld prikkelende bericht synaptische potentieel (fEPSP) golfvorm te bepalen slice gezondheid (Figuur 2B). De stimulerende en registrerende elektroden kan nodig zijn in de slice te worden verplaatst ongeveer 50 - 100 micrometer uit de slice oppervlak tot een fEPSP opnemen met een kleine vezels volley en grote amplitude te krijgen. De Schaffer onderpand opgeroepen fEPSPs zijn stereotiepe en zorgen voor een goede indicator van slice gezondheid. HEalthy plakjes tonen meestal een vezel volley naar amplitude verhouding van minder dan 0,3 fEPSP.
  4. Herpositionering van de elektroden.
    1. Met behulp van een stereomicroscoop, bewegen de stimulerende elektrode naar het midden van het stratum Oriens en beweeg de registratie-elektrode om de pyramidale cellaag zo dicht mogelijk bij de registratie-elektrode mogelijk zoals getoond in figuur 3A. De stimulerende en registratie-elektroden mogelijk dat in het segment wordt gedrukt ongeveer 50-100 urn zodat de fEPSP responsamplitude de 120-150 pA testpuls ongeveer 1 mV.
  5. Het genereren van γ oscillaties.
    1. Generatie γ oscillaties stimuleren weefsel met een trein van 20 x 0,1 msec pulsen bij 200 Hz. Dit tetanische stimulus kan reproduceerbare reacties opleveren wanneer geleverd om de 5 min.
  6. Gebruik de volgende opname parameters.
    1. Schaal de winst van het uitgangssignaal naar de ingang spanningsbereik van overeende analoog-digitaalomzetter. Zorg ervoor dat de maximale verwachte signaal excursie maakt gebruik van een minimum van 30% van de ingangsspanning bereik. Wees voorzichtig bij het instellen van winsten te hoog als signalen kunnen clip. De typische bandbreedte die nodig is voor veldopnames is 500 Hz met AC koppeling bij 0,1 Hz tot de basislijn drift verwijderen.
    2. Digitaliseren tenminste 4-5 maal sneller dan de hoekfrequentie van het laagdoorlaatfilter om het signaal aliasing te voorkomen.
  7. Data-analyse.
    1. High pass filter gegevens op 5 Hz tot elke basislijn verschuivingen te verwijderen. Identificeer spikes met een derivaat drempel, minimaal event scheiding van 10 msec, een typische gebeurtenis tijd tot piek en regressie interval van 7 ms, een drempel van ~ 100 mV / ms en een scheidende dal van 100%. Bereken latentietijd de tijd waarin de eerste geïdentificeerde piek optreden na het einde van de stimulatie artefact. Deze analyse maakt karakterisering van het aantal pieken, latentie, inter-gebeurtenisinterval en duur berekendvolgt:
    2. Bereken het aantal pieken als het totale aantal pieken per oscillatie voor elke zwaai wordt bepaald.
    3. Bereken de oscillatie latency. Voor elke oscillatie aftrekken tijde van de eerste geïdentificeerde piek van het einde van de stimulatie artefact.
    4. Bereken de gemiddelde inter-event interval (ISI). Bepaal de periode tussen meerdere gedetecteerd spikes en gemiddelde.
    5. Bereken de oscillatie duur. Meet de tijd tussen de eerste en de laatste ontdekt spike binnen elke trilling.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Tetanische stimulatie van de stratum Oriens gegenereerd robuuste en reproduceerbare γ oscillaties (35,4 ± 2,2 Hz), zie figuur 3B. Om aan te tonen dat de oscillaties werden gegenereerd binnen het lokale netwerk CA1 de ingangen van CA3 werden gescheiden door het snijden van het schijfje in de CA2 regio met behulp van een gebogen 32 G naald. De oscillatie woningen in de gesneden plakjes niet afwijken van de ongesneden plakken (p = 0,85; gesneden plakjes 6,16 ± 1,1 spikes, n = 6; ongesneden plakjes 5,89 ± 0...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Een robuuste methode om CA1 γ oscillaties in acute hersenen plakjes te genereren wordt beschreven. De gegenereerde trillingen ontstaan ​​uit een lokale circuit waardoor een betere gelegenheid voor de controle en het begrip van de neurofysiologische basis van netwerk oscillaties 12. AMPA receptoren GABA A-receptoren, Ih en T-type Ca2 + kanalen zijn aangegeven voor γ oscillaties in dit model. Terwijl de lokale CA1 oscillaties beschreven robuust kan worden opgewekt is afhankelijk zodat de h...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Ondersteund door APA naar RJH, NHMRC programmasubsidie 400121 aan SP, en NMHRC beurs 1005050 aan SP. CAR erkent de ondersteuning van de ARC (FT0990628) en het DOWD beursschema. Het Florey Institute of Neuroscience and Mental Health wordt ondersteund door infrastructuurfondsen van de regering van Victoria.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4-(N-Ethyl-N-phenylamino)-1,2- dimethyl-6-(methylamino) pyrimidinium chloride (ZD7288)Sigma-AldrichZ3777
BiucullineSigma-Aldrich14340
6-cyano-7-nitroquinoxa- line-2,3-dione (CNQX)Sigma-AldrichC127
NickelSigma-Aldrich266965
CarbamazepineSigma-AldrichC4024
(2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV)Tocris Bioscience0105
RetigabineChemPacific150812-12-7
Choline-ClSigma-AldrichC1879-5KG
KClSigma-AldrichP9333-500G
NaH2PO4Sigma-AldrichS9638-250G
NaHCO3Sigma-AldrichS6297-250G
NaClSigma-AldrichS7653-5KG
GlucoseSigma-AldrichG8270-1KG
CaCl2 • 2H2OSigma-Aldrich223506-500G
MgCl2 • 6H2OSigma-AldrichM2670-500G
Electrode glassHarvard ApparatusGC150F-10
Concentric bipolar stimulating metal electrodeFHCCBBPF75
Digital IsolatorGetting InstrumentsModel BJN8-9V1
Model 1800 amplifierA-M systemsModel 1800 amplifier
DigitizerNational InstrumentsNI USB-6211
VibrotomeLeicaVT1200s

Referenties

  1. Buzsaki, G. Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory. Hippocampus. 15 (7), 827-840 (2005).
  2. Vanderwolf, C. H. Hippocampal electrical activity and voluntary movement in the rat. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 26 (4), 407-418 (1969).
  3. Bartos, M., Vida, I., Jonas, P. Synaptic mechanisms of synchronized gamma oscillations in inhibitory interneuron networks. Nat. Rev. Neurosci. 8 (1), 45-56 (2007).
  4. Buzsáki, G., Wang, X. -J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu. Rev. Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  5. Kobayashi, K., et al. Cortical contribution to scalp EEG gamma rhythms associated with epileptic spasms. Brain Dev. 35 (8), 762-770 (2013).
  6. Andreou, C., et al. Increased Resting-State Gamma-Band Connectivity in First-Episode Schizophrenia. Schizophr Bull. , (2014).
  7. Alarcon, G., Binnie, C. D., Elwes, R. D., Polkey, C. E. Power spectrum and intracranial EEG patterns at seizure onset in partial epilepsy. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 94 (5), 326-337 (1995).
  8. Fisher, R. S., Webber, W. R., Lesser, R. P., Arroyo, S., Uematsu, S. High-frequency EEG activity at the start of seizures. J. Clin. Neurophysiol. 9 (3), 441-448 (1992).
  9. Kwan, P., Brodie, M. J. Early identification of refractory epilepsy. N. Engl. J. Med. 342 (5), 314-319 (2000).
  10. Traub, R. D., Kopell, N., Bibbig, A., Buhl, E. H., LeBeau, F. E., Whittington, M. A. Gap junctions between interneuron dendrites can enhance synchrony of gamma oscillations in distributed networks. J. Neurosci. 21 (23), 9478-9486 (2001).
  11. Traub, R. D., Whittington, M. A., Buhl, E. H., Jefferys, J. G., Faulkner, H. J. On the mechanism of the gamma --> beta frequency shift in neuronal oscillations induced in rat hippocampal slices by tetanic stimulation. J. Neurosci. 19 (3), 1088-1105 (1999).
  12. Whittington, M. A., Stanford, I. M., Colling, S. B., Jefferys, J. G., Traub, R. D. Spatiotemporal patterns of gamma frequency oscillations tetanically induced in the rat hippocampal slice. J. Physiol. 502 (3), 591-607 (1997).
  13. Avoli, M., Panuccio, G., Herrington, R., D’Antuono, M., de Guzman, P., Lévesque, M. Two different interictal spike patterns anticipate ictal activity in vitro. Neurobiol. Dis. 52, 168-176 (2013).
  14. Boido, D., Jesuthasan, N., de Curtis, M., Uva, L. Network Dynamics During the Progression of Seizure-Like Events in the Hippocampal-Parahippocampal Regions. Cereb Cortex. 24 (1), 162-173 (2014).
  15. Gloveli, T., Albrecht, D., Heinemann, U. Properties of low Mg2+ induced epileptiform activity in rat hippocampal and entorhinal cortex slices during adolescence. Brain Res. Dev. Brain Res. 87 (2), 145-152 (1995).
  16. McLeod, F., Ganley, R., Williams, L., Selfridge, J., Bird, A., Cobb, S. R. Reduced seizure threshold and altered network oscillatory properties in a mouse model of Rett syndrome. Neuroscience. 231, 195-205 (2013).
  17. Bracci, E., Vreugdenhil, M., Hack, S. P., Jefferys, J. G. On the synchronizing mechanisms of tetanically induced hippocampal oscillations. J. Neurosci. 19 (18), 8104-8113 (1999).
  18. Main, M. J., Cryan, J. E., Dupere, J. R., Cox, B., Clare, J. J., Burbidge, S. A. Modulation of KCNQ2/3 potassium channels by the novel anticonvulsant retigabine. Mol. Pharmacol. 58 (2), 253-262 (2000).
  19. Wickenden, A. D., Yu, W., Zou, A., Jegla, T., Wagoner, P. K. Retigabine, a novel anti-convulsant, enhances activation of KCNQ2/Q3 potassium channels. Mol. Pharmacol. 58 (3), 591-600 (2000).
  20. Otto, J. F., Kimball, M. M., Wilcox, K. S. Effects of the anticonvulsant retigabine on cultured cortical neurons: changes in electroresponsive properties and synaptic transmission. Mol. Pharmacol. 61 (4), 921-927 (2002).
  21. Pomper, J. K., Graulich, J., Kovacs, R., Hoffmann, U., Gabriel, S., Heinemann, U. High oxygen tension leads to acute cell death in organotypic hippocampal slice cultures. Brain Res. Dev. Brain Res. 126 (1), 109-116 (2001).
  22. Hatch, R. J., Reid, C. A., Petrou, S. Enhanced in vitro CA1 network activity in a sodium channel β1(C121W) subunit model of genetic epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 601-608 (2014).
  23. Lord, L. -D., Expert, P., Huckins, J. F., Turkheimer, F. E. Cerebral energy metabolism and the brain/'s functional network architecture: an integrative review. J. Cereb. Blood Flow Metab. 33 (9), 1347-1354 (2013).
  24. Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur. J. Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  25. Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. J. Neurosci. Methods. 183 (2), 107-113 (2009).
  26. Boido, D., Jesuthasan, N., de Curtis, M., Uva, L. Network Dynamics During the Progression of Seizure-Like Events in the Hippocampal-Parahippocampal Regions. Cereb Cortex. 24 (1), 163-173 (2012).
  27. Antuono, M., Köhling, R., Ricalzone, S., Gotman, J., Biagini, G., Avoli, M. Antiepileptic drugs abolish ictal but not interictal epileptiform discharges in vitro. Epilepsia. 51 (3), 423-431 (2010).
  28. Stenkamp, K., et al. Enhanced temporal stability of cholinergic hippocampal gamma oscillations following respiratory alkalosis in vitro. J. Neurophysiol. 85 (5), 2063-2069 (2001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

CA1 gamma oscillatiesvoorbereiding van hersensnijdenelektrofysiologische registratiehippocampale coupesstimulatie van stratum oriensregistratie in stratum pyramidaleeffecten van geneesmiddelen op oscillatiesmeting van netwerkexciteerbaarheidkarakterisering van gamma oscillaties
Generatie van Local CA1 γ Oscillations door Tetanische Stimulation
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.