Dit manuscript beschrijft een methode die wordt gebruikt om xenografts (PDX's) van prostaatkankerpatiënten te genereren vanuit circulerende tumorcellen (CTC's). Het genereren van PDX-modellen uit CTC's biedt een alternatief experimenteel model om prostaatkanker te bestuderen; de meest vaak gediagnosticeerde tumor en een frequente doodsoorzaak door kanker bij mannen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Generatie van prostaatkanker Patiënt Afgeleid xenotransplantaatmodellen van circulerende tumorcellen
In dit artikel
Erratum-melding
Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice
Samenvatting
Samenvatting
Patint-afgeleide xenograft (PDX) modellen winnen aan populariteit in kankeronderzoek en worden gebruikt voor preklinische medicijnevaluatie, biomarkeridentificatie, biologische studies en gepersonaliseerde geneeskundestrategieën. Circulerende tumorcellen (CTC's) spelen een cruciale rol bij tumormetastase en zijn geïsoleerd uit patiënten met verschillende tumortypen. Recent zijn CTC's gebruikt om PDX-experimentele modellen van borst- en prostaatkanker te genereren. Dit manuscript beschrijft de methode voor het genereren van prostaatkanker PDX-modellen vanuit CTC's ontwikkeld door onze groep. Voordelen van deze methode ten opzichte van conventionele PDX-modellen omvatten onafhankelijkheid van chirurgische monstercollectie en het genereren van experimentele modellen in verschillende ziektestadia. Dichtheidsgradientcentrifugering gevolgd door rode bloedcellyse en flowcytometrische depletie van CD45-positieve mononucleaire cellen wordt gebruikt om CTC's uit perifere bloedmonsters van patiënten met gemetastaseerde ziekte te verrijken. De CTC's worden vervolgens geïnjecteerd in immuungecompromitteerde muizen; vervolgens gegenereerde xenografts kunnen worden gebruikt voor functionele studies of worden geoogst voor moleculaire karakterisering. De primaire beperking van deze methode is de negatieve selectiemethode die wordt gebruikt voor CTC-verrijking. Ondanks deze beperking biedt de generatie van PDX-modellen vanuit CTC's een nieuw experimenteel model dat kan worden toegepast op prostaatkankeronderzoek.
Inleiding
Patiënt afgeleid xenotransplantaten worden steeds populairder experimentele modellen gebruikt voor kankeronderzoek. Ze kunnen worden gebruikt voor de karakterisering van biomerkers en biologische pathways, pre-klinische evaluatie van de werkzaamheid van geneesmiddelen, en het creëren van virtuele personen gepersonaliseerde kankertherapieën 1,2. Eerder hebben andere onderzoeksgroepen PDX modellen ontwikkeld ofwel door het implanteren of het injecteren van enkele tumorcel schorsingen of hele tumor explantaten in immunogecompromitteerd muizen 1. Deze PDX modellen vereisen chirurgische collectie van verse vaste tumoren, kwaadaardige ascites en pleurale effusie van een patiënt die een chirurgische procedure die zowel kostbaar en loopt de patiënt een verhoogde kans op iatrogene morbiditeit.
Een belangrijke recente ontwikkeling in kankeronderzoek detectie, isolatie en karakterisering van circulerende tumorcellen. Deze tumorcellen ontsnappen uit de primaire tumor massa en voer circulatiewaar ze spelen een cruciale rol in metastase en terugval, de meest voorkomende oorzaak van kanker gerelateerde sterfte 3. De evaluatie en karakterisering van CTCs uit verschillende solide tumor types zijn klinische informatie voor de diagnose, prognose en monitoring residuele ziekte 3 voorzien. Verschillende momenteel gebruikte methoden een beroep op zowel de fysische eigenschappen, expressie van biomarkers of functionele kenmerken van CTCs gebruikt kunnen worden om efficiënt isoleren CTCs 4. Bestaande macroschaal CTC isolatiemethoden omvatten dichtheidsgradiënt centrifugering, filtratie fysiek met filter poriën en scheiding tegen oppervlaktemoleculen. De meest gebruikte CTC isolatie methoden zijn gebaseerd op antilichamen gebaseerde vastlegging van CTCs. Zowel positieve als negatieve selectie van celoppervlak markers kunnen worden toegepast voor het isoleren CTCs uit perifeer bloed. Positieve selectie van CTCs in de perifere circulatie gewoonlijk gebruikt epitheliale merkers (bijvoorbeeld EpCAM), dat eenre uitgedrukt op CTCs maar niet hematopoëtische cellen. Het nadeel van deze methode is dat CTCs met metastatische potentie vaak ondergaan epitheliale naar mesenchymale transitie (EMT), waarbij epitheliale oppervlak 3 merkers downreguleert. Om CTC met metastatische potentieel te isoleren, een negatieve selectie methodiek die de hematopoietische oppervlak marker CD45 telt, om afbrekende de normale cel populatie van leukocyten kan worden gebruikt 5.
Prostaatkanker is de meest gediagnosticeerde kanker en een belangrijke oorzaak van kankersterfte bij mannen 6. De mechanismen van de tumorprogressie en agressiviteit niet volledig begrepen en dus het genereren en karakteriseren van experimentele modellen die de moleculaire heterogeniteit van prostaatkanker herhalen van groot belang. PDX modellen van prostaatkanker zijn geweest eerder gegenereerd door implantatie van menselijke prostaatkankercellen in immunocombeloofde muizen 7,8. Echter de vorming van dergelijke modellen wordt bemoeilijkt door het lage percentage enting van prostaatkanker in immuungecompromitteerde muizen, die voornamelijk aan de indolente aard van de ziekte. Recent zijn CTCs gebruikt om borstkanker 9, 10 longkanker en prostaatkanker 11 PDX modellen genereren. Deze proof-of-concept studies introduceerde de mogelijkheid van het genereren van PDX modellen onafhankelijk van de noodzaak voor chirurgische monstername. In dit artikel beschrijven we in detail een werkwijze voor het verkrijgen van deze nieuwe experimentele model.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dit protocol is uitgevoerd op onze instelling met de goedkeuring van het institutioneel onderzoek ethische raad van bestuur en is in overeenstemming met alle institutionele, nationale en internationale richtlijnen voor het menselijk welzijn.
1. Verzameling van perifere bloed van patiënten met gevorderde prostaatkanker
Opmerking: Selecteer patiënten met gemetastaseerde prostaatkanker. Verkrijgen schriftelijke toestemming van de patiënt en het opnemen klinische kenmerken van de patiënten, met inbegrip van leeftijd bij de isolatie en eerdere chemotherapie en hormonale behandelingen. Patiënten met gemetastaseerde ziekte zal kunnen hebben de hoogste concentratie van CTC's in het perifere bloed.
- Verzamelen van bloedmonsters na geïnformeerde toestemming en onder een geschikte Institutional Review Board goedgekeurd protocol. Draag latex handschoenen en een labjas gedurende de gehele procedure.
- Sluit 25 G vlinder naald en leidingen aan naaldhouder. Gebruik een alcoholdoekje om de oppervlakte van schoonantecubitale ader tussen de biceps en onderarm, dan van toepassing tourniquet op de bovenarm van de patiënt.
- Steek vlinder naald in antecubitale ader en duw bloedafname buis in naaldhouder aan collectie te starten. Verzamel ongeveer 10 ml bloed in verzameling buizen die ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) om stolling te voorkomen bevatten.
- Verwijder vlinder naald van patiënt en druk uit te oefenen met een steriel gaasje in plaats van ader punctie gedurende 1 min. Cover site met een steriel verband.
2. Isolatie van mononucleaire cellen
Opmerking: De verzamelde uit stap 1 bloed perifere mononucleaire cellen (PBMC's) (bijvoorbeeld lymfocyten en monocyten) naast de mononucleaire CTCs bevatten.
- Pipetteer volbloed in 50 ml polystyreen conische buis met 5 ml serologische pipet en voeg Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) in een 1: 1 ratio. Voorzichtig pipet mengsel te homogeniseren.
- Voeg 15 ml van een commercieel bereide oplossing (Ficoll-Paque) te scheiden bloedcomponenten door lage snelheid dichtheidsgradiënt centrifugeren met een lege 50 ml conische buis van polystyreen.
- Voorzichtig pipet volbloed en HBSS mengsel uit stap 2.1, in de polystyreen buis uit stap 2.2, met verschillende toplaag te vormen. Set pipet op de laagste stand om het mengen van oplossingen te minimaliseren, dit zal zorgen voor efficiënte scheiding.
- Centrifugeer bij 400 xg gedurende 30 min bij kamertemperatuur (25 ° C). Stel vertraging op de laagste stand om het mengen van oplossingen na scheiding te voorkomen. Versnelling kan worden ingesteld op een snelheid.
- Na centrifugeren identificeren van de dunne witgrijze streep PBMCs en CTCs laag gesandwiched tussen plasma boven en scheidingsoplossing op de bodem van de buis.
- Verzamel de cellen van het wit-grijze streep in stap 2,5 in een 50 ml polystyreenbuis met een plastic pipet overdracht.
- Voeg aan 50 ml HBSS polystyreen conische buis met PBMCs en CTCs en centrifuge opnieuw bij 400 xg gedurende 10 min RT te wassen.
- Giet vloeistof en resuspendeer pellet in 50 ml HBSS en centrifugeren weer bij 400 g gedurende 3 minuten bij kamertemperatuur te wassen.
- Verwijder het supernatant, resuspendeer de resterende pellet met 5 ml van rode bloedcellen Lysis buffer en incubeer de oplossing gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
- Verwijder de rode bloedcel lysisbuffer door centrifugatie bij 400 xg gedurende 3 min bij RT.
- Verwijder het supernatant en resuspendeer de pellet in 1 ml PBS 1x, aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS) te blokkeren voordat antilichaamkleuring.
3. Kleuring mononucleaire cellen met CD45-FITC antilichaam voor Fluorescentie Activated Cell Sorting (FACS)
- Kwantificeren aantal levensvatbare (trypan blue-negatieve) cellen (uit stap 2,11) met behulp van een hemocytometer of geautomatiseerde celteller. Maak een 1 x 10 6 cellen / ml suspensie (in PBS 1x met 10% FBS) en plaats het op ijs gedurende 1 uur.
- Verdeel de gekwantificeerdecelsuspensie uit de vorige stap in twee buizen. Label buizen als controle en CD45 kleuring.
- In de controlebuis, voeg IgG1κ-FITC (2,5 ug / ml) bij een verdunning van 1: 250. In de CD45 kleuring buis, voeg CD45 FITC (2,5 ug / ml) geconjugeerd primair antilichaam in een verdunning van 1: 250 en incubeer de celsuspensies op ijs gedurende 30 min. CD45 antigen labeling wordt gebruikt om hematopoïetische cellen sluiten.
- Centrifugeer de cellen bij 400 g gedurende 3 min bij 4 ° C en de bovenstaande vloeistof.
- Was de cellen tweemaal door suspenderen elke pellet met steriel 1 x PBS gesupplementeerd met 10% FBS, gevolgd door centrifugatie bij 400 xg gedurende 3 min bij 4 ° C.
- Resuspendeer de cellen in een 1 ml oplossing van PBS bevattende 1 x 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) bij een concentratie van 10 ug / ml.
- Filter de uiteindelijke oplossing door middel van 35 micrometer zeef caps in 12 mm x 75 mm polystyreen buizen.
4. Isolatie van Prostaat CTC's doorFACS
Opmerking: Gebruik een flowcytometer om live CD45 negatieve CTC's te verzamelen.
- Stel controles vergoeding gebruik van cellen uit de buis label "Control."
- Maak poorten die puin en clusters van cellen met behulp van de juiste forward-scatter en side-scatter parameters te sluiten.
- Bepaal de FITC poorten met de celsuspensies uit de buis label "CD45-FITC."
- Poort levensvatbare (DAPI-negatief) cellen met behulp van de Pacific Blue-A-kanaal.
- Verzamel CD45 negatieve populatie in een steriele 15 ml polystyreen conische buis met 2 ml van Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 gesupplementeerd met 10% FBS.
- Centrifugeer de gesorteerde prostaat tumorcel suspensie bij 400 xg gedurende 3 min, daarna resuspendeer de pellets in 200 - 500 pl RPMI gesupplementeerd met 10% FBS.
5. Injectie van CTC in Muizen en Monitoring van Xenograft Growth
Let op:Voeren alle dierlijke procedures in overeenstemming met protocollen door de institutionele dierlijke zorg commissie goedgekeurd. Dit protocol is uitgevoerd bij onze instelling onder een specifieke dieren Gebruik Protocol door onze Animal Care Committee in overeenstemming en de naleving van alle relevante wettelijke en institutionele organisaties, voorschriften en richtlijnen goedgekeurd.
- Meng de gesorteerde prostaat tumorcel suspensie met extracellulaire matrix bij een 1: 1 verhouding en plaats op ijs.
- Verdoven muis vóór subcutane implantatie in een kamer toevoeren 5% (v / v) ingeademd isofluraan bij 1 l / min zuurstof. Zorgen voor passende verdoving door te controleren op het verlies van het hoornvlies en de teen reflex in de muis.
- Met behulp van een 25 G naald en een spuit 1 ml, injecteer 250 ul van de prostaat tumorcel en extracellulaire matrix celsuspensie subcutaan in zowel de bovenste flanken van een 8-10 weken oude mannelijke immunodeficiënte muis. Injecteer 250 ui ongeacht CTC concentratie het injectievolume is het important waarde. Maximum SQ toediening bij muizen niet meer dan 1 ml.
- Monitor muizen door het uitvoeren wekelijkse palpatie van muis injectieplaatsen voor de groei van subcutane nodulaire dichtheden en door het meten van het gewicht muizen tweemaal per week.
- Euthanaseren muizen door kooldioxide stikken, gevolgd door cervicale dislocatie en oogsten subcutane humane prostaatkankerxenograften wanneer tumorgrootte is dan 0,5 cm en minder dan 1 cm in grootste diameter voldoende tumorweefsel voor moleculaire analyse en seriële passage zorgen. Euthanaseren muizen met tekenen van angst of gewichtsverlies van 15% ondanks dat er geen tumor is voelbaar.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Dit protocol zal leiden tot de vorming van PDX modellen uit geïsoleerde CD45 negatieve prostaatkanker CTC. Op basis van de negatieve selectiemethode gebruikt in ons protocol dient om dode cellen te sluiten via DAPI kleuring. Het percentage CD45 negatieve cellen gedetecteerd door flow cytometrie is variabel en hangt af van de tumor belasting van de patiënt (figuur 1A). Immunofluorescentiekleuring ongesorteerd cellen met behulp CD45 en DAPI (voor celkernen identificeren) openbaart CD45 negatieve cellen, z...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit manuscript beschrijft een werkwijze voor het genereren van prostaatkanker PDX modellen van CTCs. Het gebruik van CTCs voor het genereren van PDX modellen heeft een aantal potentieel belangrijke voordelen ten opzichte van bestaande methoden. Eerst toegankelijke verzameling CTCs uit perifeer bloed maakt het genereren van experimentele modellen van dezelfde patiënt in verschillende stadia van de ziekte. Ten tweede bloedafname is een veiligere en goedkope methode om tumorcellen te isoleren ten opzicht...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.
Dankbetuigingen
We danken Dr. Jordi Ochando van de Flow Cytometry Shared Resources bij het Mount Sinai Medical Center voor hun hulp bij de flowcytometrie-analyse. We danken Dr. Rumana Huq van de Microscopy Shared Resource Facility bij het Mount Sinai Medical Center voor hun beeldvormingsassistentie. De auteurs danken de TJ Martell Foundation voor de steun bij dit project.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 | Gibco Life Technologies | 11875-093 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco Life Technologies | 10437-028 | |
| Penicillin Streptomycin | Gibco Life Technologies | 15140-122 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Corning Cell Gro | 21-031-CM | |
| 35 µm Cell Strainer | BD Falcon | 352340 | |
| 50 ml polystyreen conische buis | Crystalgen | 23-2263 | |
| Rode bloedcel lysering buffer | Sigma | R7757 | |
| DAPI | Invitrogen | d3571 | |
| Ficoll-Paque Plus | GE Healthcare | 17-1440 | |
| 12 mm x 75 mm Polystyrene buizen met celstrainer dop | BD Falcon | 352235 | |
| BD Vacutainer Lavender Bloedopnamebuizen met EDTA | |||
| BD Gevleugelde Bloedopname Set met Duw Knop Terugtrek Naald 23 gauge | |||
| BD Vacutainer Eenmalige Naaldhouder | |||
| Weggeef Latex Tourniquet | |||
| Latex of non-latex handschoenen | |||
| alcohol watten | |||
| 2 x 2 katoenen gaas kussentjes | |||
| Zelfklevende pleister | |||
| 25 G naald | |||
| 1 ml spuit |
Referenties
- Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer discovery. 4, 998-1013 (2014).
- Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer research. 73, 5315-5319 (2013).
- Joosse, S. A., Gorges, T. M., Pantel, K. Biology, detection, and clinical implications of circulating tumor cells. EMBO molecular medicine. 1, 1-11 (2014).
- Yu, M., Stott, S., Toner, M., Maheswaran, S., Haber, D. A. Circulating tumor cells: approaches to isolation and characterization. The Journal of cell biology. 192, 373-382 (2011).
- Liu, Z., et al. Negative enrichment by immunomagnetic nanobeads for unbiased characterization of circulating tumor cells from peripheral blood of cancer patients. Journal of translational medicine. 9, 1-9 (2011).
- Siegel, R., Naishadham, D., Jemal, A. Cancer statistics , 2013. CA: a cancer journal for clinicians. 63, 11-30 (2013).
- Domingo-Domenech, J., et al. Suppression of acquired docetaxel resistance in prostate cancer through depletion of notch- and hedgehog-dependent tumor-initiating cells. Cancer cell. 22, 373-388 (2012).
- Klein, K. A., et al. Progression of metastatic human prostate cancer to androgen independence in immunodeficient SCID mice. Nature Medicine. 3, 402-408 (1997).
- Yu, M., et al. Cancer therapy. Ex vivo culture of circulating breast tumor cells for individualized testing of drug susceptibility. Science. 345, 216-220 (2014).
- Hodgkinson, C. L., et al. Tumorigenicity and genetic profiling of circulating tumor cells in small-cell lung cancer. Nature medicine. 20, 897-903 (2014).
- Vidal, S., et al. A Targetable GATA2-IGF2 Axis Confers Aggressiveness in Lethal Prostate Cancer. Cancer cell. 27, 223-239 (2015).
- Quintana, E., et al. Efficient tumour formation by single human melanoma cells. Nature. 456, 593-598 (2008).
- DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature. 17, 1514-1520 (2011).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
Erratum
Formal Correction: Erratum: Generation of Prostate Cancer Patient Derived Xenograft Models from Circulating Tumor Cells
Posted by JoVE Editors on 12/01/2015. Citeable Link.
A correction was made to Generation of Prostate Cancer Patient Derived Xenograft Models from Circulating Tumor Cells. There was a spelling error in one of the authors' surname. The author's name was corrected from:
Veronica Rodriquez-Bravo
to:
Veronica Rodriguez-Bravo
