Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Time-lapse video microscopie voor de Beoordeling van EYFP-Parkin Aggregation als marker voor Cellular mitofagie

6.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/53657

⸱

4 mei 2016

 ,  ,  , 
1Department of Cancer Biology, Thomas Jefferson University, SKCC, 2Department of Medical Oncology, Thomas Jefferson University, SKCC, 3Kazan Federal University

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we in detail een time-lapse videomicroscopie-benadering om de temporele recrutering van EYFP-Parkin te meten tijdens de selectieve verwijdering van beschadigde mitochondriën. Dit dynamische proces van EYFP-Parkin-afhankelijke verwijdering van beschadigde mitochondriën kan worden gebruikt als een indicator van cellulaire gezondheid onder verschillende experimentele omstandigheden.

Samenvatting

Time-lapse videomicroscopie kan worden gedefinieerd als de realtime beeldvorming van levende cellen. Deze techniek is gebaseerd op het verzamelen van beelden op verschillende tijdstippen. Tijdsintervallen kunnen worden ingesteld via een computerinterface die de microscoopgeïntegreerde camera bestuurt. Dit soort microscopie vereist zowel de mogelijkheid om zeer snelle gebeurtenissen te registreren als het signaal dat wordt gegenereerd door de waargenomen cellulaire structuur tijdens deze gebeurtenissen. Nadat de beelden zijn verzameld, wordt een film van het hele experiment samengesteld om de dynamica van de moleculaire gebeurtenissen van belang te tonen. Time-lapse videomicroscopie heeft een breed scala aan toepassingen in het biomedische onderzoeksveld en is een krachtig en uniek hulpmiddel voor het volgen van de dynamica van de cellulaire gebeurtenissen in realtime. Door deze techniek kunnen we cellulaire gebeurtenissen zoals migratie, deling, signaaltransductie, groei en dood beoordelen. Bovendien kunnen we met behulp van fluorescerende moleculaire sondes specifieke moleculen markeren, zoals DNA, RNA of eiwitten, en ze volgen door hun moleculaire paden en functies. Time-lapse videomicroscopie heeft meerdere voordelen, waarbij het grootste voordeel is de mogelijkheid om gegevens op het niveau van enkele cellen te verzamelen, wat het een unieke technologie maakt voor onderzoek op het gebied van celbiologie. Echter, time-lapse videomicroscopie heeft beperkingen die de verwerving van beelden van hoge kwaliteit kunnen beïnvloeden. Beelden kunnen worden aangetast door zowel externe factoren; temperatuurschommelingen, vibraties, luchtvochtigheid en interne factoren; pH, celbeweeglijkheid. Hierin beschrijven we een protocol voor de dynamische verwerving van een specifiek eiwit, Parkin, gefuseerd met het verbeterde gele fluorescente eiwit (EYFP) om de selectieve verwijdering van beschadigde mitochondriën te volgen, met behulp van een time-lapse videomicroscopie benadering.

Inleiding

Macro-autofagie is een intracellulair proces dat de katabolische afbraak van zowel beschadigde als disfunctionele cellulaire componenten omvat, zoals organellen en eiwitten met als doel recyclen of energieproductie. Om dit metabolische proces te initiëren, omhult de cel de beschadigde cellulaire componenten in een dubbelmembraanstructuur, bekend als een autofagosoom, dat fuseert met een lysosoom en het inhoud ervan wordt afgebroken en gerecycled 1,2. Er zijn twee hoofdtypen autofagie, de niet-selectieve en selectieve. Het niet-selectieve autofagieproces vindt plaats wanneer de cel onder voedingsgebreksomstandigheden verkeert en zowel essentiële voedingsstoffen als energie moet zoeken. Echter, selectieve autofagie vindt plaats om de verwijdering te bemiddelen van zowel disfunctionele/beschadigde organellen en eiwitten die anders toxisch zouden kunnen zijn. Een van de meest bestudeerde selectieve autofagieprocessen is de verwijdering van mitochondriën, bekend als mitofagie 1,3-5.

Mitochondriën zijn de centrale organellen voor celmetabolisme en de primaire bron van adenosintrofosfaat (ATP) via oxidatieve fosforylering door de elektronentransportketen, vetzuuroxidatie en tricarbonzuur (TCA) cyclus. Bovendien reguleren mitochondriën de productie van reactieve zuurstofsoorten (ROS) en geven eiwitten vrij die deelnemen aan celdoodsroutes 6-8.

PTEN-geïnduceerde putatieve kinase 1 (PINK1) en Parkin RBR E3 ubiquitineligase (Parkin) zijn de belangrijkste eiwitten die betrokken zijn bij het mitofagieproces. Parkin kan beschermen tegen celdood door de cel gezond te houden door middel van mitochondriale kwaliteitscontrole9. Bij verlies van mitochondriale membraanpotentiaal wordt cytosolisch Parkin door PINK1 naar de mitochondriën gerekruteerd. Deze rekrutering triggert de sequentiële gebeurtenissen van mitofagie 10. Er is een breed scala aan bewijs dat mitofagie een fundamenteel mitochondriaal kwaliteitscontroleproces is en abnormaliteiten in dit proces veroorzaken ziekte 7. Bijvoorbeeld, autosomaal recessieve ziekte van Parkinson is geassocieerd met mutaties in de genen die coderen voor Parkin en PINK1 (PARK2 en PINK1, respectievelijk) 11. De kwaliteitscontrole van mitochondriale gezondheid is essentieel voor de verwijdering van mitochondriën die bijdragen aan de accumulatie van ROS12. Overmatige aanwezigheid van intracellulaire ROS kan leiden tot schade aan zowel nucleair als mitochondriaal DNA (DNA en mt DNA, respectievelijk).

Hier laten we een tijds-lapse videomicroscopie-benadering zien om de aggregatie van Parkin te volgen na de inductie van Parkin-gemedieerde mitofagie in geïmmortaliseerde muizen embryonale fibroblasten via in vitro toediening van carbonylcyanide 4-(trifluormethoxy)-fenylhydrazon (FCCP), een ontkoppelingsmiddel. FCCP verstoort ATP-synthese door protonen kortsluiten over de buitenste mitochondria-membraan en ontkoppelt daardoor oxidatieve fosforylering van de elektronentransportketen 13. Het triggeren van de depolarisatie van het mitochondriale membraan leidt tot de verstoring van mitochondriën en selectieve Parkin-afhankelijke verwijdering. Daarom kan het transfecteren van de cellen van belang met een expressievector die Parkin codeert gefuseerd met een fluorescerende marker (verbeterde gele fluorescente proteïne, EYFP) worden gebruikt als een fluorescerende tag om de rekrutering van Parkin tijdens het mitofagische proces te volgen. Om de mitochondriën te visualiseren, co-transfecteerden we pDsRed2-Mito, dat codeert voor rood fluorescerend proteïne (DsRed2) dat een mitochondriale targetingsequentie van cytochroom c oxidase subeenheid VIII (Mito) bevat. pDsRed2-Mito is ontworpen voor fluorescerende labeling van mitochondriën14. De tijd die nodig is voor Parkin-translocatie in het mitochondriale membraan kan worden gemeten en geeft een indirecte maatstaf voor cellulaire gezondheid. Bijvoorbeeld, we kunnen zeggen dat als een cellijn die knock-out is voor een bepaald gen van belang of een snellere of langzamere rekrutering van Parkin vertoont na de inductie van mitofagie door FCCP, dat genproduct een sleutelrol zou spelen om de metabolische snelheden van de cel op de fysiologische status te houden en de ontwikkeling van ziekten te voorkomen. Daarom biedt de tijds-lapse videomicroscopie een zeer krachtig hulpmiddel voor zowel fundamenteel als klinisch onderzoek in het volgen van de dynamica van gelabelde proteïnen tijdens hun moleculaire processen en het begrijpen hoe deze processen worden beïnvloed tijdens een pathologische toestand.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Elektroporatie van fibroblast met Beide Expression Vectors EYFP-Parkin en pDsRed2-Mito

  1. Groeien de onsterfelijk muis embryonale fibroblast cellen op 10 cm weefsel- kweekplaat met behulp DMEM (Dulbecco's gemodificeerd Eagle's medium) medium aangevuld met 10% foetaal runderserum, 2 mmol / l L-glutamine, 100 U / ml penicilline en 100 mg / ml streptomycine in bevochtigde atmosfeer die 5% CO2 bij 37 ° C.
    1. Bij 80% cel confluentie, gooi de volledige DMEM medium met steriele afzuigen en voeg 10 ml steriele 1x fosfaatbufferoplossing (PBS) (80 g NaCl, 2,0 g KCl, 14,4 g Na 2 HPO 4, 2,4 g KH 2 PO 4 en 1 l gedestilleerd H2O, pH: 7,4).
    2. Gooi de PBS door steriele zuig- en voeg 1 ml trypsine-EDTA 0,25%. Incubeer de plaat bij 37 ° C totdat de cellen losgemaakt (2-3 min). Voeg 4 ml compleet DMEM medium, resuspendeer de cellen en nemen 10 _6, l van de celsuspensie voor de hemocytometer geteld.
      OPMERKING: De hemocytometer is zo ontworpen dat het aantal cellen in één set van 16 hoekvelden is gelijk aan het aantal cellen x 10 4 / ml.
  2. Seed 1 x 10 6 cellen op 10 cm weefselcultuurschalen 24 uur voorafgaand aan de elektroporatie werkwijze.
  3. Gooi de volledige DMEM medium met steriele zuig- en voeg 10 ml steriel PBS. Gooi de PBS door steriele zuig- en voeg 1 ml trypsine-EDTA 0,25%. Incubeer de plaat bij 37 ° C totdat de cellen losgemaakt (2-3 min). Voeg 4 ml compleet DMEM medium en resuspendeer de cellen in een 15 ml buis.
  4. Spin de cellen neer op 250 xg gedurende 5 min met behulp van een gekoelde centrifuge (4 ° C). Verwijder het supernatant door afzuigen steriel en resuspendeer de pellet in 1 ml steriel PBS. Spin de cellen neer op 250 xg gedurende 5 minuten bij 4 ° C.
  5. Verwijder het supernatant door steriele afzuigen en voeg 100 ul of oplossing mix voor elektroporatie (82 ul van elektroporatie Solution V + 18 pl Aanvullende oplossing 1) naar de cel pellet en voorzichtig resuspendeer de pellet door pipetteren (Voor meer details, zie de handleiding van). Voeg 2 ug EYFP-Parkin (excitatie / emissie 514/527) en 1 ug pDsRed2-Mito (excitatie / emissie 565/620) aan de celsuspensie.
  6. Breng de oplossing aan de steriele cuvet met behulp van een wegwerp pasteur (beide instrumenten zijn voorzien van de kit) en electroporate met behulp van de vooraf ingestelde programma NIH / 3T3 U-030 (Single puls, spanning 200 V, capaciteit 960 uF, pulstijd 20 milliseconden , pulse nummer: 1).
  7. Onmiddellijk na de elektroporatie, voeg 500 ul vers voorverwarmde compleet DMEM medium en zaden de cel op een 6 cm weefsel kweekplaat live imaging-rang en incubeer ze in een bevochtigde atmosfeer met 5% CO2 bij 37 ° C 24 uur.

2. Time-lapse video Microscopie

  1. Stel de temperatuur van de microscoop kamer bij 37 ° C vóór gebruik.
  2. Op dit moment stelt een specifieke levende beeldmedium te gaan met de experimentele protocol. Bereid de live-imaging medium als volgt; mix DMEM fenolvrij gesupplementeerd met 10% foetaal runderserum, 2 mmol / l L-glutamine, 100 U / ml penicilline en 100 mg / ml streptomycine. Pre-warm de levende beeldmedium bij 37 ° C in een waterbad.
  3. Gooi het medium van de geëlektroporeerde cellen door steriele afzuigen en voeg 1 ml voorverwarmde levende beeldmedium, met een P1000 pipet en incubeer de plaat gedurende 30 minuten bij 37 ° C.
  4. Tijdens de plaat incubatieperiode instroom 5% CO 2 in de microscoop kamer al op een stabiele temperatuur van 37 ° C.
  5. Leg de plaat met de geëlektroporeerde cellen in de microscoop kamer van het vermijden van grote bewegingen of trillingen.
  6. Via de software-interface, zet de microscoop teneinde zowel fluore detecterenscene signalen van de fusie-eiwitten waarvoor het gecotransfecteerd vectoren, EYFP-Parkin (Excitatie bereik 495-510 nm en emissie bereik 520-550 nm, groen) en de pDsRed2-Mito (excitatiemaximum 558 nm en emissie maximum 583 nm, rood).
    1. Open de time-lapse video microscopie-software. In het bovenste menu de FITC voor EYFP-Parkin en Rhodamine voor pDsRed2-Mito. In het bovenste menu de vergroting (20X).
  7. Met behulp van de software-interface, kijk voor de enkele cel die zowel gecotransfecteerde vectoren en registreren van de positie. Herhaal deze stap tot een minimum van 10 cellen wordt verzameld voor elke experimentele conditie (experimentele groep).
    1. Selecteer het menu "Apps" en klik op Multi Dimensional Acquisition. In de multidimensionale Verwerving vensters selecteert de parameters die nodig zijn, zoals het aantal acquisities, het tijdsinterval tussen elke verwerving en de positie van de cel opgenomen. Klik op 'Acquire"Om de overname te starten.
  8. Start de basale overname van zowel EYFP-Parkin en DsRed2-Mito fluorescerend signaal verzamelen van beelden elke 5 minuten voor een totaal interval van 15 minuten.
  9. Bereid voorverwarmde live-imaging medium met een concentratie van FCCP twee keer hoger dan de uiteindelijke werking concentratie (0,1-10 pM, het type-afhankelijke cel).
  10. Onderbreekt het acquisitieproces en voeg voorzichtig 1 ml voorverwarmde levende beeldmedium met FCCP in de plaat in de microscoop kamer met een P1000 pipet.
  11. Start de acquisitieproces zoals eerder beschreven, een totale duur van 3 uur, met de vastgelegde positie. Bewaar alle verkregen beelden om ze te analyseren en een video van de mitophagic proces bij de overname is voorbij.

3. Analyse

  1. Verzamel alle verkregen beelden in ".tiff" formaat op een personal computer
  2. Open de foto's met een grafische zachteware en de temporele interval definiëren plaatsgevonden vanaf het mitochondriale geïnduceerde-depolarisatie met FCCP naar het eerste plaatje van de werving van Parkin in het mitochondriale membraan (De beelden worden elke 5 min verworven). Herhaal deze analyse voor elke cel in de experimentele groep.
  3. Label de eerste cel van de kolom op een spreadsheet met de experimentele groepsnaam. Voor elke experimentele groep, het meten van de tijdelijke intervallen voor Parkin aanwerving van een minimum van 10 cellen. Maak een gemiddelde van de berekende tijdsintervallen voor Parkin werving en bepalen de standaardafwijking voor elke experimentele groep (gemiddelde ± SD, n = 10).
    1. Organiseren in de kolommen van de enkele berekende tijdelijke intervallen. Elke kolom bevat n = 10 metingen van de experimentele groep.
    2. Selecteer de functie "gemiddelde" van de Formula Builder menu. Selecteer de gegevens in de kolom. Selecteer de functie "standaarddeviatie" van de Formula Builder menu. Select de gegevens in de kolom.
  4. Met behulp van een statistische benadering, vergelijk de experimentele groepen van de gepaste statistiek om een ​​significant verschil in de dynamiek van mitofagie tussen de experimentele groepen definiëren. (Bijvoorbeeld, twee groepen = t-toets, drie of meer groepen = ANOVA plus een post-hoc test)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Hierin tonen we hoe time-lapse microscopie video is een techniek die kan worden gebruikt om moleculaire gebeurtenissen van fluorescent-gemerkte eiwitten volgen in één cel. De representatieve resultaten laten ook zien hoe deze techniek zorgt voor het verkrijgen van beelden van hoge kwaliteit. Wanneer beelden van de moleculaire proces worden verkregen, hebben we de mogelijkheid om ze te analyseren op verschillende manieren. Hier analyseren we de tijd tussen start van de geïnduceerde mitofa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Time-lapse microscopie kan worden gedefinieerd als de techniek die live cell imaging uitstrekt vanaf één observatie in de tijd om de waarneming van cellulaire dynamiek gedurende lange tijd. Deze methode onderscheidt zich van een eenvoudige confocale microscopie en levende cellen omdat het de waarnemer identificeren in real time een fluorescerend-gemerkt eiwit en volg de dynamische in een levende cel. In feite, kan het confocale microscopie gemakkelijk geïdentificeerd immunologisch gemerkte eiwitten met fluorescerende an...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door NIH-subsidies (1R01CA137494, R01CA132115, R01CA086072 naar R.G.P.), de Kimmel Cancer Center NIH Cancer Center Core-subsidie P30CA056036 (R.G.P.), een subsidie van de Breast Cancer Research Foundation, genereuze subsidies van de Dr. Ralph and Marian C. Falk Medical Research Trust (R.G.P.) en een subsidie van het Pennsylvania Department of Health (R.G.P.). Gedeeltelijk werd dit werk ondersteund door een American Italian Cancer Foundation postdoctorale beurs (G.D.) en Bioimaging Shared Resource van het Sidney Kimmel Cancer Center (NCI 5 P30 CA-56036). Het Department wijst specifiek alle verantwoordelijkheid af voor een analyse, interpretaties of conclusies. Er zijn geen belangenconflicten verbonden aan dit manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
DMEMCorning Life Science10-013-CVVoorverwarmen bij 37 °C voor gebruik
Phenol-vrij DMEMCorning Life Science17-205-CVVoorverwarmen bij 37 °C voor gebruik
Fetaal bovien serumSigma-AldrichF2442Voorverwarmen bij 37 °C voor gebruik
L-GlutamineGibco25030Voorverwarmen bij 37 °C voor gebruik
Penicilline/streptomycineCorning Life Science30-002-CIVoorverwarmen bij 37 °C voor gebruik
EYFP-PARKIN expressievectorAddgene23955
pDsRed2-Mito expressievectorClontech632421
Nucleofector 2B apparaatLONZAAAD-1001S
Nucleofector voor kit R NIH/3T3LONZAVCA-1001
ZEISS AXIOVERT 200M inverted microscoopCARL ZEISS
Carbonyl Cyanide 4-(trifluoromethoxy)-fenylhydrazon (FCCP)Sigma-AldrichC2920
MetaMorphMolecular DevicesExperimental Builder
ImageJNational Institute of HealthExperimental Builder

Referenties

  1. Youle, R. J., Narendra, D. P. Mechanisms of mitophagy. Nat Rev Mol Cell Biol. 12, 9-14 (2011).
  2. Zhi, X., Zhong, Q. Autophagy in cancer. F1000Prime Rep. 7, 18(2015).
  3. Ding, W. X., Yin, X. M. Mitophagy: mechanisms, pathophysiological roles, and analysis. Biol Chem. 393, 547-564 (2012).
  4. Lemasters, J. J. Selective mitochondrial autophagy, or mitophagy, as a targeted defense against oxidative stress, mitochondrial dysfunction, and aging. Rejuvenation Res. 8, 3-5 (2005).
  5. Kissova, I., Deffieu, M., Manon, S., Camougrand, N. Uth1p is involved in the autophagic degradation of mitochondria. J Biol Chem. 279, 39068-39074 (2004).
  6. Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circ Res. 111, 1208-1221 (2012).
  7. Redmann, M., Dodson, M., Boyer-Guittaut, M., Darley-Usmar, V., Zhang, J. Mitophagy mechanisms and role in human diseases. Int J Biochem Cell Biol. 53, 127-133 (2014).
  8. Di Sante, G., et al. Loss of sirt1 promotes prostatic intraepithelial neoplasia, reduces mitophagy, and delays park2 translocation to mitochondria. Am J Pathol. 185, 266-279 (2015).
  9. Tanaka, A. Parkin-mediated selective mitochondrial autophagy, mitophagy: Parkin purges damaged organelles from the vital mitochondrial network. FEBS Lett. 584, 1386-1392 (2010).
  10. Shiba-Fukushima, K., et al. PINK1-mediated phosphorylation of the Parkin ubiquitin-like domain primes mitochondrial translocation of Parkin and regulates mitophagy. Sci Rep. 2, 1002(2012).
  11. Trinh, J., Farrer, M. Advances in the genetics of Parkinson disease. Nat Rev Neurol. 9, 445-454 (2013).
  12. Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
  13. Heytler, P. G., Prichard, W. W. A new class of uncoupling agents--carbonyl cyanide phenylhydrazones. Biochem Biophys Res Commun. 7, 272-275 (1962).
  14. Karan, G., Yang, Z., Zhang, K. Expression of wild type and mutant ELOVL4 in cell culture: subcellular localization and cell viability. Mol Vis. 10, 248-253 (2004).
  15. Jin, S. M., Youle, R. J. PINK1- and Parkin-mediated mitophagy at a glance. J Cell Sci. 125, 795-799 (2012).
  16. Kerr, M. C., et al. Visualisation of macropinosome maturation by the recruitment of sorting nexins. J Cell Sci. 119, 3967-3980 (2006).
  17. Edin, F., et al. 3-D gel culture and time-lapse video microscopy of the human vestibular nerve. Acta Otolaryngol. 134, 1211-1218 (2014).
  18. Ramsden, A. E., Mota, L. J., Munter, S., Shorte, S. L., Holden, D. W. The SPI-2 type III secretion system restricts motility of Salmonella-containing vacuoles. Cell Microbiol. 9, 2517-2529 (2007).
  19. Meseguer, M., et al. Embryo incubation and selection in a time-lapse monitoring system improves pregnancy outcome compared with a standard incubator: a retrospective cohort study. Fertil Steril. 98, 1481-1489 (2012).
  20. Campbell, A., et al. Modelling a risk classification of aneuploidy in human embryos using non-invasive morphokinetics. Reprod Biomed Online. 26, 477-485 (2013).
  21. Bingol, B., et al. The mitochondrial deubiquitinase USP30 opposes parkin-mediated mitophagy. Nature. 510, 370-375 (2014).
  22. Carroll, R. G., Hollville, E., Martin, S. J. Parkin sensitizes toward apoptosis induced by mitochondrial depolarization through promoting degradation of Mcl-1. Cell Rep. 9, 1538-1553 (2014).
  23. Batlevi, Y., La Spada, A. R. Mitochondrial autophagy in neural function, neurodegenerative disease, neuron cell death, and aging. Neurobiol Dis. 43, 46-51 (2011).
  24. Frank, M., et al. Mitophagy is triggered by mild oxidative stress in a mitochondrial fission dependent manner. Biochim Biophys Acta. 1823, 2297-2310 (2012).
  25. Neumann, E., Schaefer-Ridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. H. Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields. EMBO J. 1, 841-845 (1982).
  26. Sugar, I. P., Neumann, E. Stochastic model for electric field-induced membrane pores. Electroporation. Biophys Chem. 19, 211-225 (1984).
  27. Lemasters, J. J. Variants of mitochondrial autophagy: Types 1 and 2 mitophagy and micromitophagy (Type 3). Redox Biol. 2, 749-754 (2014).
  28. Aggarwal, B. B., Quintanilha, A. T., Cammack, R., Packer, L. Damage to mitochondrial electron transport and energy coupling by visible light. Biochim Biophys Acta. 502, 367-382 (1978).
  29. Alexandratou, E., Yova, D., Handris, P., Kletsas, D., Loukas, S. Human fibroblast alterations induced by low power laser irradiation at the single cell level using confocal microscopy. Photochem Photobiol Sci. 1, 547-552 (2002).
  30. Kim, I., Lemasters, J. J. Mitophagy selectively degrades individual damaged mitochondria after photoirradiation. Antioxid Redox Signal. 14, 1919-1928 (2011).
  31. Coutu, D. L., Schroeder, T. Probing cellular processes by long-term live imaging--historic problems and current solutions. J Cell Sci. 126, 3805-3815 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Beoordeling van mitofagietracking van fluorescerende eiwittenmitochondriale kwaliteitscontrolelive cell imagingFCCP behandelingmitofagieprocesprote nedynamica
Time-lapse video microscopie voor de Beoordeling van EYFP-Parkin Aggregation als marker voor Cellular mitofagie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.