Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Toedienen en het detecteren van eiwit Marks op Insecten voor Verspreiding Onderzoek

7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/53693

⸱

28 januari 2016

 , 
1USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center

In dit artikel

Samenvatting

Eiwitten worden vaak gebruikt om geleedpotigen te markeren voor verspreidingsonderzoek. Methoden voor het toedienen van interne en externe eiwitmarkeringen op geleedpotigen worden gedemonstreerd. Technieken voor het detecteren van eiwitmarkeringen, hetzij via indirecte of sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISA's), worden ook geïllustreerd.

Samenvatting

Monitoring geleedpotige beweging is vaak nodig om geassocieerd populatiedynamiek, dispersie patronen, voorkeuren waardplant, en andere ecologische interacties beter te begrijpen. Geleedpotigen worden meestal bijgehouden in de natuur door tagging ze met een uniek merk en vervolgens opnieuw verzamelen ze in de tijd en ruimte om hun verspreiding vermogen te bepalen. Naast de fysieke markeringen, bijvoorbeeld gekleurde stof of verf, verschillende soorten eiwitten hebben bewezen zeer effectief voor het markeren van geleedpotigen ecologische onderzoek. Eiwitten kunnen inwendig en / of uitwendig worden toegediend. De eiwitten kunnen vervolgens worden gedetecteerd ingehaald geleedpotigen met een proteïne-specifieke enzym-gekoppelde immunosorbent assay (ELISA). Hier beschrijven we protocollen voor extern als intern tagging geleedpotigen met eiwit. Twee eenvoudige experimentele voorbeelden worden gedemonstreerd: (1) een intern eiwit merk geïntroduceerd om een ​​insect door een eiwit verrijkte dieet en (2) een externe eiwit topisch een merktekenpplied een insect met een medische verstuiver. Vervolgens hebben we betrekking hebben een stap-voor-stap handleiding van de sandwich en indirecte ELISA methoden die worden gebruikt om eiwitten te merken detecteren op de insecten. In deze demonstratie worden verschillende aspecten van de overname en de detectie van eiwit markers op geleedpotigen merk afgifte-hervangst, mark-capture en soorten self-mark-capture van het onderzoek besproken, samen met de verschillende manieren waarop de immunomarking procedure is geweest aangepast om een ​​groot aantal onderzoeksdoelen passen.

Inleiding

Het volgen van de beweging van atropodenplagen, natuurlijke vijanden (parasieten en predatoren) en bestuivers in de natuur is van essentieel belang voor een beter begrip hoe de ecosysteemdiensten te verbeteren. De belangrijkste component voor de meeste dispersie onderzoek is een betrouwbare methode om de geleedpotigen (s) van belang coderen. Een verscheidenheid van materialen (bijvoorbeeld verven, kleurstoffen, gekleurde stof, markeringen, zeldzame elementen, eiwitten) zijn gebruikt om geleedpotigen markeren hun populatiedynamiek, dispersie capaciteiten beoordelen voeden gedrag en andere ecologische interacties 1,2.

De geschiktheid van een merker voor een bepaalde spreiding onderzoek afhankelijk van het type studie uitgevoerd zijn. Er zijn drie grote indelingen voor het markeren van geleedpotigen: (1) mark-afgifte herovering (MRR), (2) mark-capture, en (3) self-mark-capture. Voor mark-afgifte herovering onderzoek, de onderzoeker markeert meestal de geleedpotigen collectief in het laboratory en vrijgeeft op een centraal punt in het veld. De geleedpotigen worden vervolgens heroverd op verschillende ruimtelijke en temporele intervallen met behulp van verschillende inrichtingen (bijv sweep net, vacuüm, vangplaat) 3,4,5. De heroverd monsters worden vervolgens onderzocht op het specifieke merk te onderscheiden vrijgelaten uit inheemse individuen. Voor mark-capture onderzoek, de onderzoeker geldt meestal het merk direct in het veld met behulp van spuitapparatuur (bv rugzak sproeier, giek en nozzle spuit). De beste markers voor mark-capture onderzoek zijn goedkoop en gemakkelijk aan te brengen op de habitat van de geleedpotigen's. Voor self-mark-capture onderzoek, de onderzoeker geldt meestal merken een geleedpotigen aas 6,7 of nestingang 8. Op zijn beurt, de geleedpotigen markeert zelf intern door het verslinden van de gemarkeerde aas of extern door "borstelen" tegen de mark zodra ze uit het nest.

Zoals hierboven vermeld, zijn vele soorten markers ons geweested van verschillende geleedpotigen taggen. Echter, weinig bruikbaar voor alle drie de verspreiding onderzoekscategorieën. De ontwikkeling van het eiwit immunomarking procedure een grote doorbraak voor het markeren van insecten. Immunomarking zet een eiwit label geleedpotigen intern of extern die op zijn beurt wordt gedetecteerd met een anti-eiwit-specifieke enzym-gekoppelde immunosorbent assay (ELISA). De eerste dergelijke proteïne markers gebruikt waren konijn immunoglobuline (IgG) en kip IgG / IgY 9,10. Ze bleek te zijn zeer effectief punten voor MRR en zelf-mark-capture onderzoek (zie bespreking). Helaas, IgG / IgY eiwitten zijn duur en daarom niet praktisch voor mark-capture onderzoek en de meeste vormen van self-mark-capture onderzoek. Vervolgens werden de tweede generatie eiwitdetectie ELISA's ontwikkeld voor de eiwitten die in kip eiwit (albumine), koemelk (caseïne) en sojamelk (trypsineremmer eiwit). Elke test is zeer gevoelig, specifiek en,Belangrijker gebruikt eiwitten die veel goedkoper zijn dan de IgG / IgY eiwitten 11 zijn. Deze eiwitten zijn effectief voor MRR, mark-capture, en zelf-mark-capture onderzoek (zie bespreking) bewezen.

In dit artikel beschrijven we en demonstreren hoe eiwitten merk retentie laboratorium studies uit te voeren. Dergelijke onderzoeken zijn de eerste fase van het onderzoek voor elk type veld dispersie studie. Specifiek, is het essentieel dat de onderzoekers weten hoe lang de markering op de beoogde geleedpotigen worden gehandhaafd dan het opstarten van veld dispersie studies. Hier beschrijven we en laten zien hoe je intern en extern te markeren insecten voor MRR, mark-capture, en zelf-mark-capture veld type studies. Vervolgens hebben we laten zien hoe de aanwezigheid van de merken op te sporen met indirecte en sandwich ELISA.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Interne Mark Retention en Detection Procedure

  1. Interne markeringsprocedure
    1. Verzamel insecten van belang (n ≈ 100 personen) van een laboratorium kolonie gekweekt op een kunstmatig dieet of uit het veld en te verdelen in twee schone opfok containers.
    2. Plaats een regelmatige 20 ml voeding packet (alleen negatieve controlebehandeling) in een van de containers. Aanvulling op een tweede 20 ml kunstmatige voeding pakket met 1,0 ml van een 1,0 mg / ml kip IgG / IgY oplossing, meng goed, en plaats deze in de andere container.
      Opmerking: Als het insect van belang niet over een kunstmatige voeding, kan het merk op of in welke voeding ze normaal opgelopen op (bijvoorbeeld, groene bonen, mot eieren, water, suiker, honing) worden geplaatst.
    3. Laat de insecten om hun voedselopname te hervatten voor 24 uur.
  2. Interne mark retentie procedure
    1. Verwijder de voeding pakketten van elke container en leveren de insecten wi andere voedselbron om erachter staan ​​over de duur van het experiment (bijvoorbeeld groene bonen).
    2. Verzamel een cohort (n = 20) insecten per dag (of op elk gewenst tijdsinterval) van elke behandeling en onmiddellijk bij -20 ° C te bevriezen.
  3. Sandwich ELISA-procedure
    1. Voeg 50 ul van konijn anti-kippen IgY primair antilichaam verdund 1: 500 in Tris gebufferde zoutoplossing (TBS) aan elk putje van een schone ELISA microplaat en incuberen gedurende ten minste 1 uur bij RT (noot: de microplaten kan ook worden geïncubeerd O / N bij 4 ° C).
    2. Gooi het antilichaam van de plaat en blok elk putje met 300 ul van een 1,0% vetvrije droge melk oplossing gedurende 30 min.
    3. Tijdens het wachten op de vorige incubatie stappen, plaatst bevroren insecten individueel in 1,6 ml microcentrifuge buizen met 1,0 ml TBS.
    4. Grind elk insect met een schone stamper totdat grondig gehomogeniseerd en voeg 100 ul van elk monster aan een individu en van de ELISAbord. Laat de monsters geïncubeerd bij kamertemperatuur gedurende 1 uur.
    5. Voeg 100 ul negatieve (alleen TBS) en positieve (eiwit in TBS) controles aan putjes in de eerste kolom van elke ELISA-plaat. Ook, voeg 100 pl negatieve controles insect (alleen insecten) naar de 8 putjes in de laatste kolom van elke plaat (Figuur 1). Laat de controlemonsters te incuberen bij kamertemperatuur 1 uur. Merk op dat de sjabloon in figuur 1 is de template wij want ons standaard assays. De plaatsing van de monsters in de putjes is aan het oordeel van de onderzoeker.
    6. Was elk putje drie maal met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) -tween en voeg 50 ul van konijn anti-kip IgG / IgY geconjugeerd met mierikswortelperoxidase verdund 1: 10.000 in 1% melk-oplossing en incubeer gedurende 1 uur bij KT.
    7. Was elk putje drie keer met PBS-Tween en voeg 50 pl tetramethylbenzidine (TMB) substraat aan elke well.
    8. Na 10 min, lees de putjesmet een microplaat spectrofotometer ingesteld op een golflengte van 650 nm.

figure-protocol-1
Figuur 1 een schematisch diagram toont de genormaliseerde goed benaming voor een typische 96 gats ELISA microtiterplaat. Elke plaat bevat 7 putjes gewijd aan Tris-gebufferde zoutoplossing negatieve controles (TBS), een goed gewijd aan een positieve controle proteïne (Pos Ctrl), 80 individuele putten gewijd aan heroverde insecten (Monster 1 ... 80), en 8 putten gewijd aan ongemarkeerde (negatieve) insect controles (Neg Ctrl 1 ... 8). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Externe Mark, retentie en Detection Procedure

  1. Externe kentekens procedure
    1. Verzamel insecten van belang (n ≈ 100individuen) uit een laboratorium kolonie of van het veld en plaats in twee 1,0 L plastic containers met een 2,5 cm diameter geperforeerd uit de zijkant van elke container.
    2. Spuit de insecten in de eerste houder met 1,0 ml dH 2 O (negatieve controlebehandeling) met een medische verstuiver. Spuit de insecten in de tweede houder met 1,0 ml van een 5,0% oplossing van kippen eiwit met een medische verstuiver.
    3. Bevestig de slang van de vernevelaar op een standaard laboratorium luchtuitlaat en vervolgens de monding van de vernevelaar in de 2,5 cm opening van de houder. Schakel vervolgens de luchtuitlaat langzaam tot de vernevelaar produceert een damp.
    4. Blijven spuiten (markering) tot het eiwit oplossing is afgegeven (ong. 2-5 min).
    5. Verwijder de vernevelaar en plaats een kurk in het gat van de plastic container. Laat de insecten bij kamertemperatuur staan ​​totdat de oplossing volledig droog.
  2. Externe merk retentie procedure
    1. Plaats elke behandeling van droge insecten in een andere schone fokken container latere blootstelling aan de markering te voorkomen.
    2. Voedsel en water toe te voegen aan de schone containers om de insecten te houden over de duur van de studie.
    3. Verzamel een cohort (n = 20) van insecten van elke behandeling dagelijks en onmiddellijk bij -20 ° C te bevriezen.
  3. Indirecte ELISA-procedure
    1. Plaats de bevroren insecten afzonderlijk in 1,6 ml microcentrifugebuisjes en voeg 1,0 ml TBS.
    2. Week de monsters gedurende 1 uur op een rondschudapparaat ingesteld op 120 rpm.
    3. Voeg negatieve en positieve controles, zoals beschreven in stap 1.3.5.
    4. Na het weken, Pipetteer 100 ul aliquot van elk monster in een van de 80 aangeduide monster putjes op een nieuwe 96 gats ELISA platen zoals getoond in figuur 1 Laat de monsters te incuberen gedurende 1 uur bij RT (noot:. De microplaten kan ook geïncubeerd O / N bij 4 ° C).
    5. Was de putjes drie maal metPBS-Tween en voeg 300 ul fosfaat gebufferde zoutoplossing met 1% runderserumalbumine (PBS-BSA) aan elk putje.
    6. Na 30 minuten bij kamertemperatuur twee keer wassen met PBS-Tween.
    7. Voeg 50 ul van konijn-anti-ovalbumine primair antilichaam verdund 1: 8000 in PBS-BSA-Silwet (0,05%) aan elk putje en incubeer gedurende 1 uur bij KT.
    8. Was elk putje drie keer met PBS-Tween en voeg 50 pl geit anti-konijn IgG geconjugeerd met mierikswortel peroxidase verdund 1: 2000 in PBS-BSA-Silwet (0,05%) gedurende 1 uur bij KT.
    9. Was elk putje drie keer met PBS-Tween en voeg 50 ul van TMB substraat aan elke well.
    10. Na 10 min, lees de putjes van een microplaat spectrofotometer ingesteld op een golflengte van 650 nm.

3. Data Analysis

  1. Bereken de gemiddelde absorptie waarde van de 8 negatieve controle insecten op elke ELISA-plaat en berekent vervolgens de standaarddeviatie op basis van de gepoolde negatieve controles weerm alle ELISA-platen van een bepaalde studie 12.
  2. Voeg zesmaal de gepoolde standaarddeviatie van het gemiddelde resultaat voor elke ELISA-plaat met een ELISA positieve drempelwaarde te verkrijgen. Elke insect monster waarbij een absorptie die gelijk is aan of groter is dan deze waarde wordt als positief voor de aanwezigheid van het eiwit merk is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Interne markering:

De resultaten van de interne retentie markering proef zijn weergegeven in Figuur 2A. De berekende ELISA kritische drempelwaarde was 0,054. Algemeen (alle vier de sample data gecombineerd), de insecten behandeld zonder eiwit leverde constant laag ELISA waarden (X = 0,038 ± 0,002, n = 80). Omgekeerd alle insecten gevoed het eiwit verrijkte voeding lev...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De geleedpotigen eiwit immunomarking procedure werd voor het eerst beschreven bijna een kwart eeuw geleden 9. Sindsdien is de procedure aangepast aan de verspreiding patronen van een breed scala van geleedpotigen met behulp van zowel intern als extern beheerd IgG / IgYs bestuderen. Deze eiwitten zijn standvastig markers gebleken voor uiteenlopende insectensoorten tot nu toe getest. Zoals hierboven genoemd, de belangrijkste beperking voor het gebruik van IgG / IgYs is dat ze erg duur. Bijgevolg IgG / IgYs zijn...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Vermelding van handelsnamen of commerciële producten in deze publicatie is uitsluitend voor het verstrekken van specifieke informatie en impliceert geen aanbeveling of goedkeuring van het Amerikaanse ministerie van Landbouw. USDA is een gelijke kans provider en werkgever.

Dankbetuigingen

De financiering werd verstrekt door USDA CRIS 5347-22620-021-00D en, gedeeltelijk, door de Landbouw en Voedselvoorziening Research Initiative Competitive Grant niet. 2011-67009-30141 van de USDA Nationaal Instituut voor Voedsel en Landbouw. We zijn dankbaar voor de technische ondersteuning van Johanna Nassif. We danken ook Paul Baker, David Horton, Diego Nieto en Frances Sivakoff voor het verstrekken van een aantal van de foto's die in figuur 3.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Food storage container (for insect rearing)Rubbermaid/TupperwareVarious sizesVarious manufacturers & vendors. Mesh fabric is glued in a window
Small volume nebulizer (Micro Mist)Teleflex-Hudson RCI1881Beschikbaar online en in medische winkels. Andere merken werken ook.
Microcentrifuge tubes, 1.6 ml w/capContinental Lab Products4445.XElke vergelijkbare soort zal werken. We geven de voorkeur aan merken met gemakkelijk te openen deksels.
Styrofoam storage box for microcentrifuge tubes (5x20 grid)RPI Corp.145746Dit ontwerp is leuk omdat het de buizen niet te druk maakt.
Dispenser, repeaterEppendorf4982000322Iets soortgelijks zal helpen om het doseren te versnellen.
Pestles, plastic disposable tissue grinders, 1.5 mlKimble Chase749521-1500Beschikbaar bij verschillende leveranciers. Pestles kunnen worden schoongemaakt en geautoclaveerd voor hergebruik.
BD Falcon ELISA plates, 96-well (flat bottom)BD351172
Ovation pipette, manual (20-200 µl)VistaLab1057-0200 of 1070-0200Elke vergelijkbare soort zal werken. Dit model is ergonomisch.
Reservoirs, sterile reagentVistaLab4054-1000Iets soortgelijks zal werken.
Electronic pipette, 8-channel (50-1,200 µl) (Biohit eLine)Sartorius730391Als u een elektronische versie moest kiezen, is dit formaat het nuttigst.
Electronic pipette, 8-channel (10-300 µl) (Biohit eLine)Sartorius730361Iets soortgelijks zal werken.
Manifold, multiwell plate washer (8-position, straight)Sigma-AldrichZ369802 Iets soortgelijks zal werken voor handmatig wassen van platen.
Microplate reader with absorbance detectionMolecular DevicesSpectraMax 250Iets soortgelijks zal werken.
Chicken IgG/IgYUnited States BiologicalI1903-15ROok verkrijgbaar bij andere bronnen
Egg whitesGrocery store“All Whites”, “Egg Beaters”, etc.Meng 5 ml met 95 ml dH2O voor 5% oplossing
Tris (Trizma Base)Sigma-AldrichT15032.42 g/L om TBS te maken
Sodium chloride (NaCl)Sigma-AldrichS988829.22 g/L om TBS te maken en 8.0 g⁠/⁠L voor PBS
Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4)Sigma-AldrichS08761.14 g/L voor PBS
Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)Sigma-AldrichP56550.2 g/L voor PBS
Potassium chloride (KCl)Sigma-AldrichP95410.2 g/L voor PBS
Tween 20, EIA gradeSigma-AldrichP1379Voeg 0.5 ml per L toe aan PBS nadat de zouten zijn opgelost.
PBS met 1% BSASigma-AldrichP3688Meng 1 pakket in 1 L dH2O
Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule) antibody produced in rabbit (1:500)Sigma-AldrichC6409Meng 100 µl in 50 ml TBS
Dry Milk, Powdered or Fresh Milk (1%)Grocery storeMeng 10 g met 1 L dH2O voor 1% oplossing
Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule)-Peroxidase antibody produced in rabbit (1:10,000)Sigma-AldrichA9046Meng 100 µl in 1 L van 1% melk
Anti-Chicken Egg Albumin antibody produced in rabbit (1:8,000)Sigma-AldrichC6534Verdun 125 µl in 1 L PBS-BSA
Goat Anti-Rabbit IgG Peroxidase Conjugate (1:2,000)Sigma-AldrichA6154Verdun 0.5 ml in 1 L PBS-BSA, voeg vervolgens 1.3 ml Silwet toe
Vac-In-Stuff (Silwet L-77) silicon-polyether copolymerLehle SeedsVIS-01Voeg als laatste ingrediënt toe
TMB Microwell One Component Peroxidase SubstrateSurModicsTMBW-1000-01

Referenties

  1. Hagler, J. R., Jackson, C. G. Methods for marking insects: Current techniques and future prospects. Annu. Rev. Entomol. 46, 511-543 (2001).
  2. Lavandero, B. I., Wratten, S. E., Hagler, J. R., Jervis, M. A. The need for effective marking and tracking techniques for monitoring the movements of insect predators and parasitoids. Int. J. Pest Manage. 50 (3), 147-151 (2004).
  3. Hagler, J. R., Jackson, C. G., Henneberry, T. J., Gould, J. Parasitoid mark-release-recapture techniques: II. Development and application of a protein marking technique for Eretmocerus spp., parasitoids of Bemisia argentifolii. Biocontrol Sci. Techn. 12 (6), 661-675 (2002).
  4. Blackmer, J. L., Hagler, J. R., Simmons, G. S., Henneberry, T. J. Dispersal of Homalodisca vitripennis (Homoptera: Cicadellidae) from a point release site in citrus. Environ. Entomol. 35 (6), 1617-1625 (2006).
  5. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Hagler, J. R., Pickett, C. H., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Dispersion, distribution and movement of Lygus.spp. (Hemiptera: Miridae) in trap-cropped strawberries. Environ. Entomol. 42 (4), 770-778 (2013).
  6. Hagler, J. R., Baker, P. B., Marchosky, R., Machtley, S. A., Bellamy, D. E. Methods to mark termites with protein for mark-release-recapture and mark-capture studies. Insect. Soc. 56 (2), 213-220 (2009).
  7. Baker, P. B., et al. Utilizing rabbit immunoglobulin G protein for mark-capture studies on the desert subterranean termite, Heterotermes aureus (Synder). Insect. Soc. 57 (2), 147-155 (2010).
  8. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Machtley, S. A., Van Deynze, A. Foraging range of honey bees, Apis mellifera, in alfalfa seed production fields. J. Insect Sci. 11 (1), 1-12 (2011).
  9. Hagler, J. R., Cohen, A. C., Bradley-Dunlop, D., Enriquez, F. J. A new approach to mark insects for feeding and dispersal studies. Environ. Entomol. 21 (1), 20-25 (1992).
  10. Hagler, J. R. Field retention of a novel mark-release-recapture method. Environ. Entomol. 26 (5), 1079-1086 (1997).
  11. Jones, V. P., Hagler, J. R., Brunner, J., Baker, C., Wilburn, T. An inexpensive immunomarking technique for studying movement patterns of naturally occurring insect populations. Environ. Entomol. 35 (4), 827-836 (2006).
  12. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Threshold choice and the analysis of protein marking data in long-distance dispersal studies. Methods Ecol. Evol. 2 (1), 77-85 (2011).
  13. Hagler, J. R., Jackson, C. G. An immunomarking technique for labeling minute parasitoids. Environ. Entomol. 27 (4), 1010-1016 (1998).
  14. Janke, J., et al. Serological marking of Pnigalio agraules (Hymenoptera: Eulophidae) for field dispersal studies. J. Pest Sci. 82 (1), 47-53 (2009).
  15. DeGrandi-Hoffman, G., Hagler, J. R. The flow of incoming nectar through a honey bee (Apis mellifera L.) colony as revealed by a protein marker. Insect. Soc. 47 (4), 302-306 (2000).
  16. Peck, S. L., McQuate, G. T. Ecological aspects of Bactrocera latifrons (Diptera: Tephritidae) on Maui, Hawaii: Movement and host preference. Environ. Entomol. 33 (6), 1722-1731 (2004).
  17. Hagler, J. R., Durand, C. M. A new method for immunologically marking prey and its use in predation studies. Entomophaga. 39 (3), 257-265 (1994).
  18. Hagler, J. R. An immunological approach to quantify consumption of protein-tagged Lygus hesperus by the entire cotton predator assemblage. Biol. Control. 58 (3), 337-345 (2011).
  19. Fournier, V., Hagler, J. R., Daane, K., de Leòn, J., Groves, R. Identifying the predator complex of Homalodisca vitripennis (Hemiptera: Cicadellidae): A comparative study of the efficacy of an ELISA and PCR gut content assay. Oecologia. 157 (4), 629-640 (2008).
  20. Hagler, J. R. Development of an immunological technique for identifying multiple predator--prey interactions in a complex arthropod assemblage. Ann. Appl. Biol. 149 (2), 153-165 (2006).
  21. Mansfield, S., Hagler, J. R., Whitehouse, M. A comparative study of the efficiency of a pest-specific and prey-marking ELISA for detection of predation. Entomol. Exp. Appl. 127 (3), 199-206 (2008).
  22. Buczkowski, G., Wang, C., Bennett, G. Immunomarking reveals food flow and feeding relationships in the eastern subterranean termite, Reticulitermes flavipes (Kollar). Environ. Entomol. 36 (1), 173-182 (2007).
  23. Lundgren, J. G., Saska, P., Honĕk, A. Molecular approach to describing a seed-based food web: The post-dispersal granivore community of an invasive plant. Ecol. Evol. 3 (6), 1642-1652 (2013).
  24. Kelly, J. L., Hagler, J. R., Kaplan, I. Semiochemical lures reduce emigration and enhance pest control services in open-field augmentation. Biol. Control. 71, 70-77 (2014).
  25. Zilnik, G., Hagler, J. R. An immunological approach to distinguish arthropod viviphagy from necrophagy. BioControl. 58 (6), 807-814 (2013).
  26. Irvin, N. A., Hagler, J. R., Hoddle, M. S. Laboratory investigation of triple marking the parasitoid, Gonatocerus ashmeadi (Hymenoptera: Mymaridae) with a fluorescent dye and two animal proteins. Entomol. Exp. App. 143 (1), 1-12 (2011).
  27. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Van Deynze, A., Martin, J. A method for distinctly marking honey bees, Apis mellifera, originating from multiple apiary locations. J. Insect Sci. 11 (143), 1-14 (2011).
  28. Peck, G. W., Ferguson, H. J., Jones, V. P., O'Neal, S. D., Walsh, D. B. Use of a highly sensitive immunomarking system to characterize face fly (Diptera: Muscidae) dispersal from cow pats. Environ. Entomol. 43 (1), 116-122 (2014).
  29. Boina, D. R., Meyer, W. L., Onagbola, E. O., Stelinski, L. L. Quantifying dispersal of Diaphorina citri (Hemiptera: Psyllidae) by immunomarking and potential impact of unmanaged groves on commercial citrus management. Environ. Entomol. 38 (4), 1250-1258 (2009).
  30. Lewis-Rosenblum, H., Tawari, X. M. S., Stelinski, L. L. Seasonal movement patterns and long-range dispersal of Asian citrus phyllid in Florida citrus. J. Econ. Entomol. 108 (1), 3-10 (2015).
  31. Krugner, R., Hagler, J. R., Groves, R. L., Sisterson, M. S., Morse, J. G., Johnson, M. W. Plant water stress effects on the net dispersal rate of the insect vector, Homalodisca vitripennis (Germar) (Hemiptera: Cicadellidae), and movement of its egg parasitoid, Gonatocerus ashmeadi Girault (Hymenoptera: Mymaridae). Environ. Entomol. 41 (6), 1279-1289 (2012).
  32. Klick, J., et al. Distribution and activity of Drosophila suzukii in cultivated raspberry and surrounding vegetation. Entomol. Exp. App. , (2015).
  33. Basoalto, K., Miranda, M., Knight, A. L., Fuentes-Contreras, E. Landscape analysis of adult codling moth (Lepidoptera: Tortricidae) distribution and dispersal within typical agroecosystems dominated by apple production in Central Chile. Environ. Entomol. 39 (5), 1399-1408 (2010).
  34. Horton, D. R., Jones, V. P., Unruh, T. R. Use of a new immunomarking method to assess movement by generalist predators between a cover crop and tree canopy in a pear orchard. Amer. Entomol. 55 (1), 49-56 (2009).
  35. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Pickett, C. H., Hagler, J. R., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Spatial density and movement of the Lygus spp. parasitoid Peristenus relictus (Hymenoptera: Braconidae) in organic strawberries with alfalfa trap crops. Environ. Entomol. 43 (2), 363-369 (2014).
  36. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Relative dispersal ability of a key agricultural pest and its predators in an annual agroecosystem. Biol. Control. 63 (3), 296-303 (2012).
  37. Slosky, L. M., Hoffmann, E. J., Hagler, J. R. A comparative study of the retention and lethality of the first and second generation arthropod protein markers. Entomol. Exp. App. 144 (2), 165-171 (2012).
  38. Hagler, J. R., Machtley, S. A., Blackmer, F. A potential contamination error associated with insect protein mark-capture data. Entomol. Exp. App. 154 (1), 28-34 (2015).
  39. Hagler, J. R., Jones, V. P. A protein-based approach to mark arthropods for mark-capture type research. Entomol. Exp. App. 135 (2), 177-192 (2010).
  40. Hagler, J. R., Naranjo, S. E., Machtley, S. A., Blackmer, F. Development of a standardized protein immunomarking protocol for insect mark-capture dispersal research. J. Appl. Entomol. 138 (10), 772-782 (2014).
  41. Hagler, J. R. Variation in the efficacy of several predator gut content immunoassays. Biol. Control. 12 (1), 25-32 (1998).
  42. Clark, M. F., Adams, A. N. Characteristics of microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of plant viruses. J. Gen. Virol. 34 (3), 475-483 (1977).
  43. Crowther, J. R. The ELISA guidebook. , Humana Press. Totowa, NJ. (2001).
  44. Stimmann, M. W. Marking insects with rubidium: Imported cabbageworm marked in the field. Environ. Entomol. 3 (2), 327-328 (1974).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

EiwitmarkeringinsectendispersieELISA detectieinterne taggingexterne taggingkippen IgYeiwitsandwich ELISAindirecte ELISAmedische vernevelaar
Toedienen en het detecteren van eiwit Marks op Insecten voor Verspreiding Onderzoek
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.