Gebruik makend van gecombineerde methoden om de rol van de plasmamembraan Delivery Tijdens Axon vertakking en neuronale Morphogenesis Definieer

Samenvatting

Lichtmicroscooptechnieken gekoppeld aan biochemische analyses verduidelijken de betrokkenheid van SNARE-gemedieerde exocytose bij netrine-afhankelijke axonvertakking. Deze combinatie van technieken maakt identificatie mogelijk van moleculaire mechanismen die axonvertakking en celvormverandering controleren.

Samenvatting

Tijdens de neurale ontwikkeling reiken groeiende axonen uit naar meerdere synaptische partners door axonale takken te ontwikkelen. Axontakking wordt bevorderd door extracellulaire geleidingssignalen zoals netrin-1 en resulteert in dramatische toenames van het oppervlak van de axonale plasmamembraan. Netrin-1-afhankelijke axontakking omvat waarschijnlijk temporele en ruimtelijke controle van de expansie van de plasmamembraan, waarvan de componenten worden geleverd door exocytische vesikelfusie. Deze fusiegebeurtenissen worden voorafgegaan door de vorming van SNARE-complexen, bestaande uit een v-SNARE, zoals VAMP2 (vesikel-geassocieerd membraaneiwit 2), en plasmamembraan t-SNAREs, syntaxine-1 en SNAP25 (synaptosomaal-geassocieerd eiwit 25). Hierin wordt een multi-gebaseerde benadering beschreven die wordt gebruikt om de rol van SNARE-gemedieerde exocytose in axontakking te onderzoeken. De kracht van de gecombineerde benadering is gegevensverwerving op een reeks ruimtelijke en temporele resoluties, variërend van de dynamica van enkele vesikelfusiegebeurtenissen in individuele neuronen tot SNARE-complexvorming en axontakking in populaties van gekweekte neuronen. Dit protocol maakt gebruik van gevestigde biochemische benaderingen om niveaus van endogene SNARE-complexen te meten en Total Internal Reflection Fluorescerende (TIRF) microscopie van corticale neuronen die VAMP2 gedragen met een pH-gevoelige GFP (VAMP2-pHlourin) tot expressie brengen om netrin-1-afhankelijke veranderingen in exocytische activiteit in individuele neuronen te identificeren. Om het tijdstip van netrin-1-afhankelijke vertakt te verduidelijken, wordt time-lapse differentiële interferentiecontrast (DIC) microscopie van enkele neuronen over een periode van uren gebruikt. Gefixeerde cel-immunofluorescence gecombineerd met botulinum neurotoxinen die SNARE-machinerie splijten en exocytose blokkeren, toont aan dat netrin-1-afhankelijke axontakking SNARE-gemedieerde exocytische activiteit vereist.

Inleiding

Recente schattingen suggereren dat de menselijke hersenen 10¹¹ neuronen bevatten met 10¹⁴ synaptische verbindingen¹, wat de belangrijkheid van axonvertakking in vivo benadrukt. Extracellulaire axon-geleidingssignalen zoals netrin-1 leiden axonen naar geschikte synaptische partners en stimuleren axonvertakking, waardoor de synaptische capaciteit toeneemt^2-5. Netrin-1-afhankelijke axonarborisatie omvat substantiële uitbreiding van het plasmamembraan⁶, waarvan we veronderstelden dat dit de levering van extra membraancomponenten vereist via SNARE-complex afhankelijke exocytische vesikelversmelting⁷.

Het onderzoek naar de rol van SNARE-gemedieerde exocytose in netrin-1 afhankelijke axonvertakking wordt bemoeilijkt door verschillende factoren. Ten eerste verhoogt de heterogeniteit van corticale neuronen de benodigde steekproefomvang om significante effecten te identificeren, wat single celtechnieken zoals beeldvorming bemoeilijkt. Ten tweede, hoewel biochemische technieken observatie van veranderingen mogelijk maken die op populatieniveau optreden, ontbreekt het aan de temporele en ruimtelijke resolutie die nodig is om plasmamembraanuitbreiding te lokaliseren naar het axon in de tijdskader van axonvertakking. Ten slotte, hoewel axonvertakkingen zich over uren vormen, kunnen de cellulaire veranderingen die bijdragen aan axonverlenging binnen enkele minuten beginnen en in de orde van seconden optreden, waardoor het temporele bereik voor experimentele overweging wordt uitgebreid.

We schetsen een multi-techniek benadering die deze verschillende temporele en ruimtelijke schalen van exocytose en axonvertakking aanpakt, en zo onze begrip van de fundamentele cellulaire mechanismen verbetert. Het gebruik van deze benaderingen levert bewijs dat een cruciale rol ondersteunt voor SNARE-gemedieerde exocytose in axonvertakking.

Protocol

Verklaring van het onderzoek ethiek: Alle experimenten met dieren hierin gedetailleerd zijn onderworpen aan de regels en voorschriften van de UNC Commissie Animal Care en NIH normen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren.

1. Voorbereiding en Plating van Gescheiden corticale neuronen

1. Euthanaseren timed-drachtige vrouwtjes door CO ₂ inhalatie, gevolgd door cervicale dislocatie. Verwijder gehele hersenen uit de schedels van de embryonale dag 15,5 (E15.5) muizen en microdissect cortex van elk halfrond. Voor gedetailleerde instructies met betrekking tot de microdissectie van embryonale muis cortex zie ​​Viesselmann et al ^8.
2. Plaats niet meer dan 4 cortex in 1 ml van het ontleden van media in een steriele 1,6 ml microbuisjes. Voeg 120 ul van 10x trypsine en keren de buis 3-5 keer om te mengen.
3. Met behulp van een hemocytometer, tel cellen om celkweek gerechten zaad. Opmerking: 1 corticale halfrond biedt ca.oximately 3.000.000 cellen.
   1. Voor de SDS-resistente SNARE complex biochemie assay plaat zes miljoen cellen per 35 mm schaal en gebruik maken van twee gerechten per aandoening. Opmerking: Dit is vereenvoudigd door het gebruik van 6 well platen bij het vergelijken van meerdere voorwaarden.
   2. Vertakkingspunt assays plaat neuronen op salpeterzuur gewassen ronde dekglaasjes bij een dichtheid van 250.000 cellen per 35 mm schaal, voor DIC beeldvorming van axon vertakking plaat bij een dichtheid van 150.000. Deze dichtheden voorkomen overbevolking en analyse te vereenvoudigen.
4. Voor levende cellen TIRF microscopie, resuspendeer twee miljoen neuronen per transfectie in nucleofection oplossing bij kamertemperatuur.
   1. Voeg 100 ul van celsuspensie tot microbuisjes die 10 ug VAMP2-pHlourin expressieplasmide en electroporate met een Nucleofector volgens de fabrikant protocol ^9.
   2. Na transfecties onmiddellijk 500 ul van trypsine blussen media toevoegen, verwijderen schorsing uit cuvette en plaat cellen op een holdiversiteit van 400.000 cellen per 35 mm PDL-gecoat glas onderste schaal.
5. Plaat alle corticale neuronen in 2 ml serumvrij medium.

2. SNARE Complex Formation Assay

Opmerking: SDS-resistente SNARE complexen werden verwerkt en geanalyseerd zoals oorspronkelijk beschreven ¹⁰ met de modificaties hieronder. Voor gevalideerde alternatieve antilichamen tegen degene die hier wordt gebruikt, zie het hoofdstuk materialen.

1. Stimuleer E15.5 corticale neuronen 2 dagen in vitro (DIV) met 250 ng / ml netrin-1 of sham controle gedurende 1 uur voorafgaand aan lysis.
2. Vóór verwerking monsters, koel centrifuge tot 4 ° C en ingesteld waterbad temperatuur tot 37 ° C, en het verwarmingsblok op 100 ° C.
3. Verwijder cel gerechten uit incubator en plaats op ijs.
   1. Aspireren media uit cellen, te vervangen door ~ 2 ml ijs koud fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) voorzichtig 2 keer voor 1-2 min per wasbeurt.
   2. Voor deze test gebruiken 2 waterputten per condvulle.
   3. Zuig PBS uit de eerste put van een aandoening en te vervangen door 250 ul homogenisering buffer. Laat op ijs gedurende 5 minuten, en vervolgens met behulp van een mobiele tillift, homogeniseren cellen op ijs.
   4. Zuig het PBS uit de volgende bron van dezelfde staat en voeg de recent gehomogeniseerd mengsel aan de put. Dit eiwit verhogen. Herhaal dit voor alle omstandigheden.
   5. Na voltooiing pipet gehomogeniseerd oplossing voor een voorgekoelde 1,6 ml microbuisjes op ijs en voeg 20% ​​Triton X-100 tot een eindconcentratie van 1% Triton X-100 bereikt. Vermaal mengen 10 maal met 1000 ui pipet terwijl het minimaliseren van bubbels.
4. Incubeer buizen op ijs gedurende 2 minuten om eiwitten te solubiliseren. Na incubatie centrifugeer gedurende 10 minuten bij 6010 RCF bij 4 ° C om niet-oplosbaar gemaakt materiaal te pelletiseren. Verplaats lysaat supernatant in nieuwe gekoeld 1,6 ml buis op ijs.
5. Voer eiwitconcentratie analyse met behulp van Bradford assay ¹¹ en verdun monsters naar een final eiwitconcentratie van 3-5 mg / ml met resterende homogenisatiebuffer aangevuld met 1% Triton X-100 en 5 x monsterbuffer aangevuld met B-Mercaptethanol (BME).
6. Verdeel elke experimentele monster gelijkmatig in 2 buizen. Incubeer een monster bij 37 ° C gedurende 30 min (SNARE complexen), en de andere bij 100 ° C gedurende 30 min (SNARE monomeren). Inverteer buizen tussenpozen monsters in oplossing te houden.
7. Freeze monsters bij -20 ° C tot klaar te scheiden via SDS-PAGE. Voordat monsters lopen via elektroforese onder toepassing van standaardtechnieken, reboil eerder gekookte monsters 5 min bij 100 ° C, maar 37 ° C ontdooien monsters bij kamertemperatuur.
8. Run duplicaten van monsters (30 - 40 ug eiwit per monster) over zowel een 8% en een 15% gel; de 8% geeft ideale scheiding van het complex, terwijl de 15% wordt gebruikt voor SNARE eiwitten monomeren (SNAP-25 ~ 25 kDa, VAMP2 ~ 18kDa, syntaxine-1 ~ 35kDa) kwantificeren. Handhaaf stroombron op 70 V tot de kleurstof lijn is door de stackoning gel en verhoging spanning naar 90V. Ren gels totdat de kleurstof af loopt.
9. Monomeren behouden transporterende eiwitten tot 0,2 urn nitrocellulosemembraan op ijs met koud overdracht buffer met 20% methanol (MeOH) toegevoegd, bij 70 V gedurende 45 minuten.
10. Droge membraan in een afgesloten schaaltje gedurende 2 uur tot O / N bij kamertemperatuur (O / N geeft de beste resultaten).
11. Blok SNARE complex membranen in 10% runderserumalbumine (BSA) gedurende 1 uur bij KT.
12. Bereid primaire antilichamen (het herkennen van specifieke SNARE complexe componenten) bij een verdunning van 1: 1000 en probe O / N bij 4 ° C op een rondschudapparaat.
    1. Spoel blots in Tris gebufferde zoutoplossing plus 0,1% Tween-20 (TBS-T) 3 maal gedurende 5 minuten elk.
13. Bereid fluorescerende secundaire antilichaam oplossingen bij een verdunning van 1: 20.000 in 1% BSA in TBS-T en probe voor 1 uur, bij kamertemperatuur bedekt. Herhaal stap 2.12.1 na 1 uur.
14. Afbeelding vlekken op een fluorescerende scanning machine uitgerust met een software suite en kwantificeren van zowel de SNARE eiwit complex (immunoreactieve bands boven 40 kDa) en monomeer bands (immunoreactieve banden bij 25 kDa, 18 kDa, 35 kDa voor SNAP-25, VAMP2 en syntaxine-1, respectievelijk) met behulp van instructies van de fabrikant voor het tekenen van rechthoekige ROI.

3. Imaging exocytose Events via TIRF Microscopie

Opmerking: Dit protocol vereist speciale microscopie apparatuur waaronder een klimaatkamer temperatuur, vochtigheid en CO _2, een omgekeerde TIRF microscoop uitgerust met een epifluorescerende verlichting, een sterke vergroting / hoge numerieke apertuur (NA) TIRF doelstelling, een geautomatiseerde XYZ stadium behouden en een gevoelige Charge Coupled Device (CCD) detector. Dit protocol maakt gebruik van een volledig geautomatiseerde omgekeerde microscoop uitgerust met een 100x 1.49NA TIRF doelstelling een solid state 491 nm laser en een elektron vermenigvuldigen CCD (EM-CCD). Alle apparatuur wordt door beeldvorming en laser besturingssoftware. Voor aanvang van de beeldvormingsprotocol vermogen op de milionmental kamer, toneel, lamp, computer, en de camera.

1. Kies een doel binnen imaging software. Zodra het doel is op zijn plaats, maak de doelstelling kachel rond de kraag.
2. Bevestigen dat doel wordt volledig omlaag voordat het veiligstellen van het podium incubator in de fase slot. Giet gedestilleerd water in het stadium incubator inlaten gelijkmatig te morsen te voorkomen.
3. Zet de incubatie systeem. Open de klep naar de CO ₂ tank en bevestig de druk die geschikt is voor het systeem instructies van de fabrikant is. Laat kamer enige tijd tot 5% CO ₂ en 37 ° C te bereiken. Voorafgaand aan het toevoegen van de beeldvorming schotel, plaats een lege schaal in de couveuse om condensatie van water op de doelstelling te vermijden.
4. Schakel de laserbron.
5. Open podium incubator en voeg immersie olie aan de lens. Plaats monster in incubator en te stabiliseren met de stabiliteit van de armen of een gerecht gewicht. Hef het doel tot de olie bodemcontact van het monster maakt. switch tot doorgelaten licht verlichting en vind neuronale focal plane door de oculairs.
6. Start laser software en verbinding met de laser besturingssoftware. Stel verlichting om groothoek en selecteer het doel wordt gebruikt (100X 1,49 NA TIRF wordt aanbevolen). Set brekingsindex van het monster (cellen ~ 1,38). Pas laser intensiteit door het vinkje "TTL" voor de 491 nm laser. Pas de schuifknop om 100 breng het dan terug naar een waarde tussen de 20 - 40%. Controleer "TTL".
7. Focus op proefmodel nog steeds in doorgelaten licht verlichting. Ga naar imaging software en selecteer 491 nm laser verlichting en open blind. Fijnafstelling het brandpunt van de laser op het plafond en centreren het punt naar het midden van de gesloten veld diafragma met de condensor verwijderd. Plaats condensor ondersteboven op de optische bank, zodat er geen krassen lens.
8. Vervang koeler en naar TIRF software en stel indringdiepte (PD) tot 110 nm. Overschakelen van groothoek verlichting naar TIRF Illumderzoek-modus voor beeldvorming.
9. Vind VAMP2-pHluorin tot expressie brengen door de oculairs met behulp van groothoek epifluorescentie met epifluorescerende lichtbron.
   1. Pas beeldvormingsparameters (belichtingstijd, versterking en laser uit) om signaal-ruisverhouding en het dynamisch bereik te maximaliseren met de minimale blootstellingstijd en laser intensiteit verminderen fotobleken en fototoxiciteit (bijvoorbeeld blootstelling gedurende 50 - 100 msec, met een 15-30 krijgen bij 30% maximale laservermogen).
   2. Stel continue autofocus per cel. Schaf een afbeelding timelapse set met overname plaatsvindt om de 0,5 sec gedurende 5 minuten. Voor de netrine-1 gestimuleerde toestand, voeg 500 ng / ml netrine-1 tot schotel van cellen in een laminaire stroming kap en zet de schotel naar de incubator gedurende 1 uur voorafgaand aan de beeldvorming.
10. Om de frequentie van exocytose gebeurtenissen genormaliseerd per cel ruimte en tijd te kwantificeren, geopende afbeelding stacks in ImageJ door het bestand te slepen naar het raam of naar Bestand> Open> Filename (Figuur0; 2A Inzet 1).
    1. Om stabiele fluorescerende signalen die niet blaasje fusie gebeurtenissen vertegenwoordigen verwijderen, maak een gemiddelde z projectie van de gehele stack met behulp van Image> Stapel> Z-Project> Projectie type: Gewoon Intensity. Trek dit beeld Het gemiddelde van elk beeld in de timelapse met behulp van Process> Afbeelding Calculator> Image1: je stack Operation: aftrekken Image2 nieuw gecreëerde gemiddelde z-projectie. Dit benadrukt exocytose gebeurtenissen (Figuur 2A Inzet 2-3).
    2. Count exocytose fusie gebeurtenissen op het oog. Exocytose zijn gedefinieerd als de gedaante van een buigingsbegrensde fluorescentiesignaal, die snel diffundeert als VAMP2-pHluorin in het plasmamembraan (Figuur 2A Inzet 6) diffundeert.
    3. Gebruik de opdracht Drempel om het eerste beeld te markeren met behulp van Image> Adjust> Drempel> schuifregelaar totdat de hele cel drempel gemarkeerd (Figuur 2A Inzet 7-8).
    4. onder AnaLyze, kiest SetMeasurements en controleer gebied en weergave label. Selecteer de thresholded cellulaire gebied met behulp van de staf tracing tool en druk op 'm' te meten (Figuur 2A Inzet 7-8).
    5. Transfer zowel de exocytose fusie gebeurtenissen te tellen, de cel gebied metingen en de verstreken imaging tijd om een spreadsheet te aantal exocytose events / mm ² / tijd (Figuur 2A Inzet 9) te berekenen.

4. Differentieel Interferentie Contrast (DIC) Timelapse Microscopie van Axon Vertakken

Opmerking: Een complete protocol en demonstratie voor een algemene benadering van DIC imaging is beschikbaar ^12. Hoewel dit protocol gebruikt DIC, kunnen andere doorvallend licht microscopie methoden worden gebruikt voor hetzelfde doel (bijvoorbeeld fasecontrast).

1. Op 2 DIV, plaats glazen bodem imaging schaaltje met ongetransfecteerde neuronen in voorverwarmde klimaatkamer aan een vochtige env behoudenironment met 5% _CO2 en 37 ° C. Maken gebruik van een microscoop uitgerust met een 60x Plan-Apochromat, 1.4 NA DIC objectief en een hoge NA condensor voor de beste beeldkwaliteit en resolutie.
2. Pas de focal plane neuronen door de oculairs met behulp van uitgezonden licht verlichting te vinden.
3. Met behulp van de multi-zone functie voor acquisitie van op imaging software, vinden en sla de XYZ plaatsen van ten minste 6 cellen. Plaats het podium, zodat de neuronen van belang passen binnen het gezichtsveld voor de beste resultaten.
   1. Stimuleer met 250 ng / ml netrin-1 en druk op 'start met meerdere gebied overname'. Sequentieel beelden te verwerven op elke positie elke 20 seconden gedurende 24 uur, pauzeren acquisitie en heroriëntatie als dat nodig is.
4. Geef je mening over beelden in imaging software met behulp van Apps> beoordelen Multi Dimensional Data> geopend bestandsnaam. Identificeer stabiel axon takken (20 micrometer lang) die vorm tijdens de opnamesessie. Gebruik de lijn draw tool om een ​​stableaxon branc metenh van de basis op de axon naar de tip om ervoor te zorgen de 20 urn lengte kwalificatie wordt voldaan.
   1. In een spreadsheet, noteert u het framenummer na netrin stimulatie wanneer membraan uitsteeksels starten in gebieden waar de takken later vormen evenals het framenummer na netrin stimulatie toen ontluikende takken oplopen tot 20 micrometer in lengte.
   2. Vermenigvuldig het aantal frames tussen uitsteeksel en vorming tak door 20 seconden om de vorming keer per tak berekenen.

5. Toxine Manipulaties en Fixed Cell immunofluorescentie

1. Bij 2 DIV behandelen neuronen in experimentele condities met 250 ng / ml netrine-1 en / of 10 nM Botulinum A toxine (Bonta), die splitst de SNARE eiwitten SNAP25 en SNARE gemedieerde exocytose ^13, plus 250 ng / ml remt effectief netrin- 1. Laat één set onbehandelde neuronen als controle conditie.
   LET OP: Bonta vereist het gebruik van oog- en adembescherming bij de voorbereiding en het gebruik vanoplossingen. Handhaaf alle verontreinigde materialen als biologisch gevaarlijk materiaal en de autoclaaf zo spoedig mogelijk.
2. Bij DIV 3 (24 uur na behandeling) aspireren media en onmiddellijk vervangen met ten minste 1 ml PHEM fix (zie tabel 1 voor details) verwarmd tot 37 ° C. Incubeer gedurende 20 minuten in het donker bij kamertemperatuur.
3. 3x spoelen met PBS (voor later gebruik afdichting met parafilm en bewaar bij 4 ° C).
4. Plaats dekglaasjes in een donkere, vochtige vlekken kamer en permeabilize de celmembranen gedurende 10 min in vers verdund met 0,2% Triton-100 in PBS (gemaakt van 10% Triton-100 stock).
5. Verwijderen permeabilisatie oplossing en spoelen met 50 pl 1x met PBS. Block for 30 min in ~ 50 pi 10% runderserumalbumine in PBS (BSA-PBS) of 10% Gekookte ezel serum in PBS bij kamertemperatuur.
6. Spoel met 1x PBS opnieuw. Incubeer dekglaasjes in 50 gl primair antilichaam (1: 1000 βIII tubuline, neuronale identiteit te bevestigen) in 1% BSA-PBS gedurende 1 uur bij KT, in het donker.
7. Voer 3x 5 min wassingen in PBS. Incubeer dekglaasjes in 50 pl spectraal verschillende secundaire antilichaam voor tubuline (1: 400), en fluorescerende phalloidin (afhankelijk van excitatie: 488 falloïdine bij 1: 400, 647 falloïdine bij 1: 100) in 1% BSA-PBS gedurende 1 uur .
8. Was 3x 5 min in 1x PBS en dekglaasjes op dia's te monteren in de montage media.
9. Vacuum overtollige montage media van de randen van het dekglaasje en afdichting met duidelijke nagellak.
10. Verzamel groothoek epifluorescentie beelden op een omgekeerde microscoop met een 40X 1.4NA doelstelling epifluorescerende mogelijkheden en EM-CCD.
    1. Handmatig analyseren vertakking met behulp van ImageJ. Open afbeelding stacks in ImageJ door het bestand te slepen naar het raam of naar Bestand> Open> Filename (Figuur 4A inzet 1).
    2. Met behulp van lijn> gesegmenteerde lijn, sporen de axon, gedefinieerd als de langste neuriet zich uitstrekt van de soma (Figuur 4A inzet 2-3).
    3. Met behulp van Analyze> Extra> ROI Manager, sparen de axon traceren als een regio van belang. Traceren en op te slaan elke axon tak, gedefinieerd als een neuriet ≥20 um in lengte. Neem alleen primaire takken (uitwassen rechtstreeks ontspruit uit de axon) bij de analyse (Figuur 4A inzet 3-4).
    4. Druk 'm' de opgeslagen gebieden van belang te meten en overdragen lengte in pixels van een spreadsheet om de lengte berekenen urn.
    5. Verdeel het aantal axon vestigingen ≥20 urn lengte door de lengte van het axon in urn gedeeld door 100 om het aantal axon vertakkingen per 100 pm lengte krijgen.

Resultaten

Gebruik in vitro biochemische technieken om de hoeveelheid SDS-resistente SNARE complexen in een populatie van neuronen te testen. Figuur 1 toont de resulterende Western blot na afloop van de SDS-resistente SNARE complex assay gesondeerd voor SNAP-25, syntaxin1A en VAMP2.

TIRF microscopie op de basale celmembraan biedt een hoge resolutie beelden van individuele exocytose fusie gebeurtenissen in enkele...

Discussie

Axonvertakking is een fundamenteel neurodevelopmentaal proces en vormt de basis voor de uitgebreide neuroconnectiviteit van het zoogdierzenuwstelsel. Het begrijpen van de mechanismen die betrokken zijn bij lokale plasmamembraanexpansie is essentieel voor ons begrip van zowel normale als pathologische neurodevelopment. Het gebruik van een meervoudige aanpak die zowel populatieniveau- als enkelcellig niveau-methodologieën combineert, verbetert de reproduceerbaarheid en verhoogt de ruimtelijke en temporele resolutie zonder ...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
6-well tissue culture treated plates	Olympus Plastics	25-105
glass coverslips	Fisher scientific	12-545-81	12CIR-1.5; moeten 24 uur met salpeterzuur worden behandeld, 2x worden gespoeld in DI water en worden gedroogd voor gebruik. Moeten worden gecoat met 1 mg/ml Poly-d-lysine en worden gespoeld voordat cellen worden geplaatst.
Amaxa nucleofection solution	Lonza	VPG-1001	100 ml/transfectie
Amaxa Nucleofector/electroporator	Lonza		programma O-005
35 mm Glass bottom live cell imaging dishes	Matek Corporation	p356-1.5-14-C	moet worden gecoat met 1 mg/ml Poly-d-lysine en worden gespoeld voordat cellen worden geplaatst
Olympus IX81-ZDC2 inverted microscope	Olympus
Lambda LS xenon lamp	Sutter Instruments Company
Environmental Stage top incubator	Tokai Hit
100x 1.49 NA TIRF objective	Olympus
Andor iXon EM-CCD	Andor
Odyssey Licor Infrared Imaging System	LI-COR	Odyssey CL-X	Gebaten voor het scannen van blots
Image studio software suite	LI-COR		Gebaten voor het scannen op het Odyssey Infrared systeem; Image studio lite wordt gebruikt voor offline analyse van blots
Metamorph for Olympus	Molecular devices, LLC	versie 7.7.6.0	Software gebruikt voor alle beeldvorming en de analyse van DIC timelapse
CELL TIRF control software	Olympus		Software gebruikt om lasers te besturen voor TIRF beeldvorming
Fiji (Image J)	NIH	ImageJ Version 1.49t
60x Plan Apochromat 1.4 NA objective	Olympus
40x 1.4 NA Plan Apochromat objective	Olympus
Neurobasal media	GIBCO	21103-049	Basisoplossing voor zowel serumvrij als trypsine quenching media
Supplement B27	GIBCO	17504-044	500 ml/50 ml Serumvrij media en Trypsine Quenching media
L-Glutamine		35050-061	1 ml/50 ml Serumvrij media
Bovine serum albumin	Bio Basic Incorporated	9048-46-8	10% oplossing in 1x PBS voor het blokkeren van coverslips; 5% oplossing in TBS-T voor het blokkeren van nitrocellulose membranen.
10x trypsin	Sigma	59427C
HEPES	CELLGRO	25-060-Cl
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (DPBS)+ Ca + Mg	Corning	21-030-cm
Fetal bovine serum	Corning/CELLGRO	35-010-CV
Hank’s Balanced Salt Solution (HBSS)	Corning/CELLGRO	20-021-CV
NaCl	Fisher scientific	BP358-10
EGTA	Fisher scientific	CAS67-42-5
MgCl2	Fisher scientific	BP214-500
TRIS HCl	Sigma	T5941-500
TRIS base	Fisher scientific	BP152-5
N-Propyl Gallate	MP Biomedicals	102747
Glycerol Photometric grade	Acros Organics	18469-5000
Glycerol (non optics grade)	Fisher scientific	CAS56-81-5
B-mercaptoethonal	Fisher scientific	BP176-100
SDS	Fisher scientific	BP166-500
Distilled Water	GIBCO	152340-147
Poly-D-Lysine	Sigma	p-7886	Opgelost in steriel water bij 1 mg/ml
Botulinum A toxin BoNTA	List Biological Laboratories	128-A
Rabbit polyclonal anti human VAMP2	Cell signaling	11829
Mouse monoclonal anti rat Syntaxin1A	Santa Cruz Biotechnology	sc-12736
Goat polyclonal anti human SNAP-25	Santa Cruz Biotechnology	sc-7538
Mouse monoclonal anti human βIII-tubulin	Covance	MMS-435P
Alexa Fluor 568 and Alexa Fluor 488 phalloidin, or Alexa Fluor 647	Invitrogen
LI-COR IR-dye secondary antibodies	LI-COR	P/N 925-32212,P/N 925-68023, P/N 926-68022	800 donkey anti-muis, 680 donkey anti konijn, 680 donkey anti geit
0.2 μm pore size nitrocellulose membrane	Biorad	9004-70-0
Tween-20	Fisher scientific	BP337-500
Methanol	Fisher scientific	S25426A
Bromphenol Blue	Sigma	B5525-5G
Sucrose	Fisher scientific	S6-212
Paraformaldehyde	Fisher scientific	O-4042-500
Triton-X100	Fisher scientific	BP151-500
TEMED	Fisher scientific	BP150-20
40% Bis-Acrylimide	Fisher scientific	BP1408-1
Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Alternatieve gevalideerde antilichamen
Mouse Monoclonal Anti-Syntaxin HPC-1 clone	Sigma Aldrich	S0664
Mouse Monoclonal Synaptobrevin 2 (VAMP2)	Synaptic Systems	104-211
Mouse Monoclonal SNAP25	Synaptic Systems	111-011