Methodenartikel

Heterotope Renal Autotransplantatie in een Varkens Model: A Step-by-Step Protocol

12.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/53765

⸱

21 februari 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina, La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology, Toronto General Hospital, 5Department of Medicine, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children

In dit artikel

Samenvatting

Varkensmodellen van orgaantransplantatie bieden een belangrijk platform om mechanismen van orgaanbehoud te bestuderen. Dit artikel beschrijft een heterotopisch varkensnier-autotransplantatiemodel, dat het onderzoek naar nieuwe benaderingen mogelijk maakt om het resultaat van transplantatie te verbeteren met behulp van marginale niertransplantaten.

Samenvatting

Nieratransplantatie is de behandelingsmethode bij patiënten die lijden aan eindstadium nierziekte. Het biedt een betere levensverwachting en hogere kwaliteit van leven in vergelijking met dialyse. Hoewel de afgelopen decennia grote verbeteringen zijn gezien in de resultaten voor patiënten na een niertransplantatie, vormt de toenemende schaarste aan beschikbare organen wereldwijd een ernstig probleem. Om de donorpool uit te breiden, worden marginale niertransplantaten die worden teruggevonden bij donoren met uitgebreide criteria (ECD) of gedoneerd na circulatoir overlijden (DCD) nu geaccepteerd voor transplantatie. Om het postoperatieve resultaat van deze marginale transplantaten verder te verbeteren, moet onderzoek zich richten op nieuwe therapeutische benaderingen zoals alternatieve bewaartechnieken, immunomodulatie, genoverdracht en stamceladministratie.

Experimentele studies in diermodellen zijn de laatste stap voordat nieuw ontwikkelde technieken kunnen worden vertaald naar de klinische praktijk. Varkensniertransplantatie is een uitstekend model voor menselijke transplantatie en maakt onderzoek naar nieuwe benaderingen mogelijk. Het grote voordeel van het varkensmodel is de anatomische en fysiologische gelijkenis met het menselijk lichaam, wat de snelle vertaling van nieuwe bevindingen naar klinische proeven mogelijk maakt. Dit artikel biedt een chirurgisch stapsgewijs protocol voor een autotransplantatiemodel en benadrukt belangrijke factoren om experimenteel succes te garanderen. Adequate pre- en postoperatieve huisvesting, zorgvuldige anesthesie en consistente chirurgische technieken resulteren in gunstige postoperatieve resultaten. Resectie van de contralaterale native nier biedt de mogelijkheid om de post-transplantatie graftfunctie te beoordelen. De plaatsing van veneuze en urinekatheters en het gebruik van metabole kooitjes maken verdere gedetailleerde evaluatie mogelijk. Voor langetermijnopvolgingsstudies en onderzoek naar alternatieve graftbewaartechnieken zijn autotransplantatiemodellen superieur aan allotransplantatiemodellen, omdat ze de verstorende bias veroorzaakt door afstoting en immunosuppressieve medicatie vermijden.

Inleiding

Nieratransplantatie is de voorkeursbehandeling voor patiënten met eindstadium nierziekte, vanwege de lagere morbiditeit en mortaliteit in vergelijking met dialyse 1-3. Ondanks grote verbeteringen in de resultaten voor patiënten na een niertransplantatie, blijft een tekort aan organen een ernstige wereldwijde uitdaging. Het aantal patiënten dat wacht op een niertransplantatie overschrijdt het aantal beschikbare organen veruit 4-6. Om het aantal nieren beschikbaar voor transplantatie te verhogen en de wachttijden voor patiënten te verkorten, zijn er verdere bronnen van niergrafts nodig.

Normaal gesproken worden standaard criteria donor (SCD) en uitgebreide criteria donor (ECD) niergrafts uit donatie na hersendood (DBD) evenals nieren die zijn teruggewonnen van levende donoren (LDKT) gebruikt. Sinds de jaren 1990 is er een toenemend aantal niergrafts dat is teruggewonnen in een donatie na circulatoire dood (DCD) scenario, om de donorpool verder uit te breiden 7,8. DCD en ECD niergrafts vertonen echter acceptabele maar verminderde resultaten na transplantatie, afhankelijk van verschillende factoren, zoals donorleeftijd, warme en koude ischemietijden en de gebruikte bewaartechniek 9-11. Daarom is aanvullende onderzoek vereist om het resultaat van patiënten die marginale niergrafts ontvangen te verbeteren en om de donorpool verder te vergroten.

Het varkensmodel van niertransplantatie is goed gevestigd en biedt een klinisch belangrijk scenario om innovatieve benaderingen voor de verbetering van marginale niergraft resultaten te onderzoeken. In tegenstelling tot knaagdier- en hondennieren, die unilobulair zijn, zijn varkens- en menselijke nieren multilobulair en anatomisch vergelijkbaar, vooral wat betreft de arteriële, veneuze en urinecollectiesystemen 12,13. Bovendien vertonen varkens- en menselijke nieren overeenkomsten in de pathofysiologie van ischemie-reperfusie letsel (IRI), biochemie en immunologische parameters 14. Daarom is varkensniertransplantatie goed geschikt om nieuwe orgaanbewaarmethoden voor marginale niergrafts te onderzoeken 15-17, menselijke IRI te modelleren 18, immunologische paden en allotransplantaattolerantie te bestuderen 19, chirurgische training te bieden 20-22, nieuwe farmacologische therapieën te testen 23, nieuwe medische apparaten te implementeren en nieuwe immunologische mechanismen in xenotransplantatie te bestuderen 24-26.

De varkens- en menselijke niertransplantatiesettings zijn niet volledig analoog. Dit artikel richt zich op belangrijke technische details die een succesvolle implementatie van een nierautotransplantatiemodel zullen faciliteren. Soort-aangepaste pre- en postoperatieve huisvesting, toediening van anesthesie met nauwlettend toezicht en gematchte chirurgische technieken worden in het protocol beschreven en in de video gedemonstreerd. Resectie van de contralaterale native nier biedt de mogelijkheid om de functie van de getransplanteerde nier te beoordelen. De plaatsing van veneuze en urinekatheters en het gebruik van metabolische kooien maken een diepere beoordeling mogelijk. Voor studies gericht op het onderzoeken van alternatieve graftbewaarmethoden en mechanismen van IRI zijn autotransplantatiemodellen superieur aan allotransplantatiemodellen, omdat ze de complicaties en verstorende bias geassocieerd met afstoting en gebruik van immunosuppressieve medicijnen vermijden.

Protocol

Alle dieren kregen humane zorg en alle onderzoeken we in overeenstemming met het beleid en de richtlijnen van de Canadian Council on Animal Care uitgevoerd. Alle procedures werden uitgevoerd onder Animal Met protocollen die door de Universiteit Health Network Institutional Animal Care Committee goedgekeurd uitgevoerd.

Opmerking: Een schematisch overzicht van het studieprotocol is weergegeven in figuur 1.

figure-protocol-1
Figuur 1. Studie protocol. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

1. Dieren

  1. Gebruik mannelijke Yorkshire varkens (30 kg) in dit protocol.

2. nier Graft Retrieval

  1. preoperatieve Procedure
    1. Het huis van de man Yorkshire varkens in een onderzoeksfaciliteit minstens een week acclimatiseren aan hen. Gebruik intramusculaire injectie van de derde generatie cefalosporine, zoals ceftiofur, gedurende 3 dagen om het potentiële risico van infecties met Streptococcus suis en Salmonella verminderen. Snel de varkens minimaal 6 uur voor inductie van anesthesie aspiratie te voorkomen.
    2. Initiëren verdoving van het varken door een intramusculaire injectie van ketamine (20 mg / kg), atropine (0,04 mg / kg), en midazolam (0,3 mg / kg). Vervolgens transporteren dier uit de behuizing mogelijk om de operatiekamer (OK).
    3. Plaats het varken in een liggende positie op de OR tafel. Laat het varken tot 2 liter zuurstof te ademen met 5% van isofluraan spontaan. Expose de stembanden met een laryngoscoop en spuit ze met 2% lidocaïne actueel oplossing to-intubatie geïnduceerde laryngospasm voorkomen. Na intubatie met een 6,5 mm buis, blokkeren de manchet met 3-5 ml lucht.
      Opmerking: Capnometrie bevestigt de juiste position van de tracheale buis.
    4. Verlaag de isofluraan gas naar 2,5%. Stel het beademingsapparaat 14-16 ademhalingen / min en het ademvolume tot 10-15 ml / kg lichaamsgewicht. Bewaak het varken op de voet. Hartslag en zuurstofverzadiging worden geregistreerd door puls oxymetrie. Bevestig juiste verdoving door vertraagde hartslag (minder dan 150 slagen / min) en de bloeddruk (systolische waarden onder 100 mmHg) en afwezigheid van varkens bewegingen (zonder gebruik van spierverslappers).
    5. Onder steriele omstandigheden, introduceren een 9,5 Fr. enkel lumen permanente katheter in de interne halsader behulp seldingertechniek 27. In het kort, gebruik dan een naald om de ader te prikken. Na de introductie van de gids-draads, vervang de naald met de peel-away introducer, gevolgd door vervanging van de draad met de vasculaire katheter. Bevestig de katheter aan de huid met een 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal.
      1. Dien 500 mg metronidazol, 1 g cefazoline en 20 mg pantoprazol. Advertentieminister 200 ml lactaat Ringer's oplossing met een 5% dextrose (D5W) en 1 ml fentanyl citraat per uur intraveneus gedurende de operatie. Toepassen veterinaire oogzalf op de ogen te voorkomen droogheid terwijl onder verdoving.
  2. chirurgische Procedure
    1. Na steriele desinfectie en dekking van het operatiegebied, het uitvoeren van een incisie van 25 cm lengte. Steek een retractor. Bedek grote en kleine darmen met een handdoek en plaats ze aan de linker kant voor een optimale toegang tot de rechter nier.
    2. Bevrijd de urineleider en de rechter nier zich van alle aanhangend weefsel met behulp van de cauterisatie.
    3. Ontleden rechts renale ader en slagader met de cauterisatie tot de oorsprong van de onderste vena cava en de aorta respectievelijk vrij. Om arterieel vasospasme te voorkomen, dient de toediening van 30-65 mg papaverine worden overwogen.
    4. Na volledige renale dissectie, stropdas (zijde, 3-0) en snijd de urineleider distaal. preparea kom van ijs en een steriele zak orgel.
    5. Ten eerste, klem de nierslagader in de buurt van de aorta en de tweede, klem de renale ader dicht bij de vena cava met behulp vaartuig klemmen. Vervolgens resect de nier transplantaat en meteen canule de nierslagader met een nierslagader canule. Gebruik 500 ml ijskoude histidine-tryptofaan-ketoglutaraat (HTK) oplossing voor het spoelen van het bloed. Bewaar de nier op ijs tot transplantatie.
    6. In situ, sluit de resterende nierslagader met een ligatuur (zijde, 2-0) en de renale ader met een lopende hechting (prolene, 6-0).
    7. Na controle van het uitgesneden gebied voor bloeden, sluit de buikwand met een doorlopende draad (monofil, 1) en de huid met 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal ..
  3. postoperatieve Procedure
    1. Bevestig de veneuze katheter subcutaan met een hechtdraad (zijde, 3-0) en de tunnel is terug van het varken om ongewenste manipulatie te voorkomen. Na het plaatsen van het varken gevoelig, sOEKOMSTIGE (zijde, 3-0) de catheter stevig op de huid.
    2. Spenen het varken uit de ventilator en laat het herstellen in zijn behuizing gebied na extubatie. Dien Ringer's lactaat intraveneus voor volume-uitbreiding en het beheer van 0,3 mg buprenorfine voor analgesie. Heeft een dier niet onbeheerd achter te laten tot het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven.

3. nier Graft Transplantation

  1. preoperatieve Procedure
    1. Verdoven het varken via intraveneuze injectie van propofol (1-2 mg / kg lichaamsgewicht) gevolgd door een continue infusie van propofol met een snelheid van 50-100 mg / uur. Re-intuberen het varken zoals beschreven in stap 2.1.3 en 2.1.4 en stel de isofluraan gas tot 3-4%.
    2. Dien 1 g cefazoline en 20 mg pantoprazol iv Tijdens de operatie, maken gebruik van dezelfde verdoving protocol zoals beschreven in 2.1.4.
    3. Na steriel desinfectie, maak een bezuiniging van 4 cm naast de luchtpijp. Ontleden de tissue de halsslagader bloot. Pass over-holt pincet en een zijden stropdas (2-0) rond de slagader. Gebruik de seldingertechniek een plastic katheter te introduceren voor het continu meten van de bloeddruk tijdens de operatie. Als alternatief kunnen niet-invasieve bloeddrukmeting technieken worden toegepast.
  2. chirurgische Procedure
    1. Na steriel desinfectie, heropening van de buikholte door het snijden van de steken van de huid en fascia hechtingen, opnieuw de chirurgische retractor aan de buikholte bloot te leggen, en de positie van de darm naar de linkerkant een betere toegang tot de infrarenale schepen mogelijk te maken.
    2. Transplant de bewaarde niertransplantaat end-to-side de infrarenale aorta en vena cava. Daarom ontleden vena cava en aorta meer dan 5-8 cm boven de darmbeenvertakking met behulp van pick-ups en cauterisatie. Indien mogelijk, niet de lymfevaten verstoren; Indien dit niet mogelijk is, sluit ze met 5-0 Prolene hechtingen.
    3. Na het voltooien van de dissectie, check for bloeden en verwijder de resterende weefsel van de schepen. Zorg ervoor dat volledige inklemming van de vena cava en de aorta met een Satinsky klem haalbaar is.
    4. Vervolgens resectie de contralaterale (linker) nier. Om dit te doen, plaatst u de darm naar rechts; ontleden de urineleider, de nier zelf, de renale ader, en de nierslagader van aanhangende weefsels. Bind de urineleider en bloedvaten en resect de nieren. Controleer voor bloeden.
    5. Plaats de darm naar links om de infrarenale aorta en vena cava bloot te leggen. Injecteren heparine (100 IE / kg lichaamsgewicht) en wacht minstens 2 min.
    6. Veneuze Anastomosis:
      1. Gebruik een Satinsky klem volledig klem de vena cava en een spleet incisie die overeenkomt met de grootte van de opening van de renale ader, met een 11 mes. Pott schaar kan worden gebruikt om de spleet verder uit te breiden.
      2. Na het verpakken van de nier in een doek met steriel ijs, verwijderen uit het ijs en plaats het in het chirurgische veld. Gebruik twee double-gewapend 6-0Prolene hechtingen om een ​​craniale en caudale hoek steek te voeren.
      3. Geschatte de nier, bind de bovenhoek en het uitvoeren van een lopende hechting met behulp van 6-0 prolene, te beginnen met de achterwand. Na het afronden 2/3, gebruik het andere einde van de band om de hechting te voltooien aan de voorzijde. Na het binden van de craniale steken, bind de steken aan de caudale hoek.
      4. Plaats een bulldog klem op de renale ader en open de Satinsky klem. Controleer de anastomose voor bloeden.
    7. Arteriële Anastomosis:
      1. Gebruik de Satinsky klem weer naar de aorta volledig klem. Met een mes 11 een spleet incisie, passend bij de opening van de nierslagader. Gebruik een 4,0 mm rond punch om een ​​schone opening te beveiligen.
      2. Gebruik een 6-0 Prolene hechtdraad aan de arteriële anastomose uit te voeren, te beginnen bij de ontvangende kant. Controleer of de arteriële endotheel is in elk hechtdraad een dissectie voorkomen. Ondertussen start een continue infuus van 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) verdund in 500 ml lactaat Ringer's en titreer de systolische druk boven 100 mmHg te houden.
      3. Injecteer verapamil intra-arterieel is vóór de arteriële anastomose en papaverine topisch toedienen aan de buitenzijde van het vaartuig vasospasme te verhinderen.
      4. Plaats een bulldog klem op de nierslagader en open de Satinksy klem. Controleer de anastomosen voor bloeden.
      5. Uitpakken van de nier van de doek en verwijder het ijs. Open de veneuze bulldog klem eerst, gevolgd door de arteriële bulldog klem. Na reperfusie moet de urineproductie onmiddellijk beginnen.
      6. Gebruik doek om een ​​gunstige positie voor de getransplanteerde graft veilig te stellen en handhaven van een homogene reperfusie.
    8. Ureteral Anastomosis:
      1. Gebruik Pott schaar om de ureter van het transplantaat en de ontvanger over een longitudinale lengte van 0,5 cm te openen.
      2. Gebruik twee 6,0 polyester, poly (p-dioxanon) hechtingen voor side-to-side ureterale anastomose. Voer een hoek stich aan elke zijde, vervolgens de achterwand eerst een continue wijze, gevolgd door de voorwand.
      3. Na het inchecken voor bloeden, verwijder de doek en wikkel een deel van de dunne darm rond de nieren om het in positie te houden. Sluit de buikwand met twee monofil 1 hechtingen. Sluit de huid met 3-0 zijde of niet-absorbeerbaar monofilament hechtmateriaal.
      4. Handhaving van de systolische druk boven 100 mmHg continu door voorzichtig titreren van de noradrenaline infuus totdat het varken is in buikligging is geplaatst.
  3. postoperatieve Procedure
    1. Na sluiting van de buik zoals hierboven vermeld, houdt het varken te verwarmen met behulp van een verwarmingselement en warmte-circulerende deken. Verwijder de arteriële lijn, sluit de punctie gat in de slagader met een 6-0 prolene stich en sluit de incisie.
    2. Draai het varken naar buikligging, stop de noradrenaline infuus en spenen het varken uit de ventilator. Allaag het varken te herstellen in het gebied van huisvesting en bewaken het nauw om zijn vlotte herstel van de procedure te waarborgen. Neem bloed gas monsters elk uur via het geïmplanteerde halsader katheter. Zorg voor Ringer's lactaat vervangende volume en beheren van 0,3 mg buprenorfine voor analgesie.
    3. Na de extubatie, volgen het varken voet totdat deze spontaan kunnen drinken. Heeft een dier niet onbeheerd achter te laten tot het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. Heeft een dier dat een operatie heeft ondergaan om het gezelschap van andere dieren tot volledig hersteld niet meer terug.

4. Operatieve Follow Up

  1. Dien 0,3 mg buprenorfine iv iedere 8 uur gedurende minstens 2 dagen na de operatie of langer indien nodig. Routinematig een enkele profylactische dosis antibiotica toe te dienen tijdens de operatie. Bij tekenen van infectie, toedienen cefazoline 1 g iv tweemaal per dag en metronidazol iv eenmaal per dag totklinische verbetering optreedt. Dien Ringer's lactaat tot het varken voldoende water drinkt. 1000 IU heparine kan worden gebruikt om de katheter om stolling te voorkomen vergrendelen.
  2. Verzamel veneuze bloedmonsters via de halsader katheter en urine monsters naar de klinische toestand van het varken en de nierfunctie te beoordelen.
  3. Voor euthanasie, induceren anesthesie van het varken met propofol iv (5-10 ml) en te onderhouden met isofluraan 5%. Intuberen het varken zoals hierboven beschreven. Na relaparatomy en nierweefsel monstername, veroorzaken hartstilstand door intraveneuze injectie van 40 Mval KCl.

Resultaten

Hieronder zijn de resultaten van renale autotransplantatie experimenten (n = 4) worden aangetoond. Na de eerste transplantaat retrieval, de varkens teruggevonden in hun woongebied. Ondertussen werden de nieren grafts op ijs bewaard gedurende gemiddeld van 7 uur 35 minuten (± 18 min). Na Herstart van de anesthesie en herhaal laparotomie, werden de contralaterale nieren weggesneden en de koude opgeslagen transplantaten heterotoop getransplanteerd zoals beschreven. Na ontwennen van de ventilator werden varkens van een operatie teruggewonnen en dat gedurende 10 dagen (zie figuur 1). Dagelijks (1-4 postoperatieve dag pod) of om de tweede dag (6-10 pod) bloedmonsters werden verzameld om bloed gas analyses uit te voeren; aan de nierfunctie, serum creatinine en bloed ureum stikstof te beoordelen (BUN) waarden werden geschat. Ter vergelijking zijn de resultaten van een allotransplantatie niertransplantaat gepresenteerd. Voor immunosuppressie, ontving deze varken cyclosporine 100 mg po en cortisone 250 mg ivbid De chirurgische techniek was dezelfde als in de autotransplant protocol; geen warme ischemie tijd werd toegepast.

Alle varkens waren in goede klinische toestand tijdens de follow-up periode. Het serum creatinine en BUN waarden bleek de grootste stijging op dag na chirurgie (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl BUN 25,3 ± 7 mg / dl) en daalde tot pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl BUN 10,7 ± 4 mg / dl) in de buurt van de oorspronkelijke uitgangswaarden. De allotransplantatie niertransplantaat aangetoond hogere creatinine en BUN waarden na goede initiële transplantaatfunctie, in vergelijking met de autografts, waarschijnlijk door afstoting (figuur 2 en 3). Zuur-base hemostase (figuur 4) en elektrolyten (figuur 5) stabiel zonder tussenkomst. Histologisch onderzoek bleek bewaard tubulointerstitium in de nier getransplanteerd (Figure 6) en diffuse interstitiële ontsteking, tubulitis en glomerulitis in de allotransplantatie nier (Figuur 7).

figure-results-1
Figuur 2. serumcreatininewaarden. Serum creatinine waarden (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 3. Serum BUN-waarden. Serum BUN-waarden (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 4. Zuur-base hemostase. Zuur-base hemostase (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 5. Elektrolyt niveaus. Elektrolyt niveaus (gemiddelde en standaarddeviatie) voor baseline en 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 6. histologie (H &# 38;.. E), 100X vergroting Normaal tubulointerstitium in de nier getransplanteerd 10 dagen na de operatie Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-6
Figuur 7. Histologie (H & E), 100X vergroting. Uitgebreide interstitiële ontsteking, tubulitis en glomerulitis, in overeenstemming met de afwijzing, in de allotransplantatie nier 10 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Het model van varkens niertransplantatie biedt een unieke kans om het gebied van menselijke transplantatie te bevorderen als gevolg van overeenkomsten in de chirurgische aspecten, fysiologie, biochemie, en immunologie 14.

Afhankelijk van het doel van de experimentele studie, het model van renale autotransplantatie heeft verscheidene voordelen tegenover allotransplantatiemodel. Hoewel verschillende groepen rapporteren goede niertransplantaatfunctie na allotransplantatie 28, immunosuppressie bij varkens is een uitdaging, vooral in niertransplantatie. Preoperatieve bloedmonster analyseert om de compatibiliteit voor varkens leukocyten antigeen (SLA) zorgen ervoor haalbaar zijn, maar duur en onpraktisch 14. Postoperatief, voorgesteld immunosuppressiva zoals tacrolimus en cyclosporine (calcineurineremmers, CNI) oraal of iv 28. Orale toediening is onpraktisch, zoals varkens meestal weigeren om mondelinge medica slikkentie. Bovendien zou darmobstructies voldoende absorptie van immunosuppressiva en onderhouden therapeutische geneesmiddelniveaus ondervangen. De continue infusie van iv CNI in actieve dieren is technisch veeleisend. Iv bolus toediening leidt tot hoge piekwaarden, waarbij toxiciteit veroorzaken. Aldus voor het onderzoeken van nieuwe conserveringstechnieken, het model van renale autotransplantatie heeft verschillende voordelen. In de representatieve resultaten van de allotransplantated nier transplantaat boven gedemonstreerd, een vertraagde en een grotere piek van creatinine en BUN aangeven afwijzing, die werd aangetoond door histologische evaluatie.

De varkens model van autotransplantatie is eerder gebruikt om nieuwe conserveringstechnieken 14,18,29 onderzoeken. Echter, variëren de gerapporteerde postoperatieve serumcreatinine en BUN-waarden van getransplanteerd varkens in een heart-beating scenario aanzienlijk afhankelijk van het experimentele systeem 22,30 . Het-heart-beating donoren protocol we hier presenteren resulteert in een lage postoperatieve serumcreatinine piek van 2,8 mg / dl (± 0,7) en BUN piek van 25,3 mg / dl (± 7,4). Deze resultaten zijn vergelijkbaar met de lage piekwaarden door Hanto en collega's 28 en 31 Snoeijs en collega's.

Om een ​​succesvolle uitkomst na niertransplantatie in een varkens autotransplantatie model te waarborgen, hebben we een aantal belangrijke technische factoren die de snelheid van bepaalde complicaties te beperken geïdentificeerd. Het gebruik van histidine-tryptofaan-ketoglutaraat oplossing (HTK) vermindert het risico van vasospasme vanwege het lagere gehalte aan kalium in vergelijking met University of Wisconsin (UW) oplossing. Om het risico van vasospasme verder afnemen op het moment van reperfusie, verapamil kan worden geïnjecteerd in de nierslagader en papaverine kunnen topisch worden toegediend tijdens het ophalen en na reperfusie. Bovendien, een continue infuus van noradrenaline getitreerd te handhavende systolische bloeddruk boven 100 mmHg zorgt voor een homogene reperfusie. Het is nuttig om deze bloeddrukmeter ten minste tot de varkens vatbaar is gepositioneerd houden. Bovendien is de positie van de getransplanteerde graft is belangrijk om knikken van de anastomose nieuwe bloedvaten te voorkomen. Daarom is het nuttig om de contralaterale linker nier resectie vóór het naaien van de anastomosen van het transplantaat uitgebreide mechanische manipulatie te vermijden. Na het afronden van de ureteral anastomose, het verpakken dunne darm rond de getransplanteerde graft beveiligt haar positie na sluiting van de buikwand. Complicaties zoals Darmobstructie door knikken van de darm worden zelden waargenomen, maar kan leiden tot ernstige complicaties, waaronder ileus, darmperforatie en de dood. Over het algemeen, nauwkeurige chirurgische techniek, attente anesthesie en nauwgezette controle tijdens de follow-up zorgen voor een goede klinische uitkomst en graft function.

Arteriële en veneuze anastomose kan worden performed met verschillende technieken. Orthotope plaatsing van het implantaat maakt end-to-end anastomose van de nierslagader en ader. Bij heterotopische transplantatie, kan het implantaat worden geplaatst in de contralaterale nier fossa voor end-to-end anastomose, op de darmbeenvaten of het distale aorta direct. Heterotopische transplantatie met anastomosen aorta en cava direct end-to-side techniek de voorkeur in dit model omdat het risico op trombose en vasospasme 32 kan verminderen. Anatomische variaties met een zeer vroege veneuze vertakkingen zou kunnen leiden tot de noodzaak van het naaien van twee aparte veneuze anastomoses. Als de slagader of ader relatief kort, kan het transplantaat worden gedraaid 180 ° lengte van de schepen te verkrijgen. Ureterale side-to-side anastomose kan goede experimentele resultaten te bereiken zonder complicerende vernauwingen of urine lekken.

In het algemeen, het varkensmodel van niertransplantatie biedt voordelen ten opzichte van andere dierlijke modellen. zoals described boven, bepaalde overeenkomsten bestaan ​​tussen de varkens en de menselijke instelling, die relatief snel vertalen van nieuwe technieken in de klinische praktijk mogelijk maakt. De techniek van transplantatie technisch eenvoudiger in vergelijking met knaagdiermodellen. Daarnaast, door plaatsing van veneuze katheters, perifeer bloedmonsters eenvoudig worden verzameld en verwerkt voor verder onderzoek. De collectie van de urine laat nadere beoordeling van nierschade en functie. Urine monsters te nemen, kan een percutane katheter worden ingebracht in de urineblaas. Manipulatie te vermijden door het varken, moet het distale uiteinde subcutaan getunneld om de rug van het dier. Een andere optie voor urine verzamelen is het gebruik van metabolische kooien, waardoor langere perioden collectie de creatinineklaring en concentratie van extra biomarkers in de urine te schatten. Echografie, CT-scans en MRI-beelden zijn mogelijk. Donatie na overlijden bloedsomloop protocollen kunnen worden nagebootst door het toepassen van warmischemie voorafgaand aan ophalen. Bovendien varkens relatief gemakkelijk te hanteren als gecastreerd hun agressief gedrag beperken.

Nadelen zijn de hoge kosten van de aankoop van dieren, huisvesting, chirurgische en andere medische apparatuur en mankracht. Deze factoren betekenen dat het niet mogelijk grote aantallen dieren omvatten in elke onderzoeksgroep. Bovendien in vergelijking met knaagdiermodellen, een beperkt aantal referenties zijn in de literatuur voor varkens normatieve biologische gegevens. Als alternatief voor het beoordelen van nieuwe ontwikkelde technieken, zoals nieuwe conserveringstechnieken zijn andere groepen beschreven normotherme de ex vivo reperfusie als alternatief voor niertransplantatie 33,34. Deze techniek is makkelijker uit te voeren en goedkoper. Echter, gestandaardiseerd niertransplantaat transplantatie een model meer op de klinische praktijk en maakt langere follow-up periode. Derhalve zorgt het voor een realistischer graft beoordelenment.

Kortom, de varkens model van heterotope renale autotransplantatie biedt een klinisch belangrijke scenario om innovatieve nieuwe benaderingen voor de verbetering van de nieren graft resultaten te onderzoeken. Vooral dit protocol biedt belangrijke technische details die met succes een een renale autotransplantatie model vergemakkelijkt en maakt de snelle vertaling van nieuwe inzichten klinische proeven.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Wij danken de Sorin Group (Milaan, Italië), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Zweden) en Braun AG (Melsungen, Duitsland) voor hun steun. We waarderen de steun van de John David en Signy Eaton Foundation zeer hoog.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anesthesiegoederen
Anesthesiemachine, OptimaxModuflex anesthesiegoederenSN5180
Infuuspomp 3.000SIMS Graseby LTD.SN300050447
InfuuslijnSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Intraveneuze permanente katheter (9.5 Fr)Cook Medical CompanyG01865
Isofluraan Damp 19.1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Mallinckrodt, Tracheale tube, 6.5 mmCovidien Canada86449
TemperatuurtherapiepadGaymar Industries IncTP26E
Ventilator, AV 800DRE Medical Equipment40800AVV
Warm Touch, patiëntverwarmingssysteemNellcor/ Covidien Canada5015300A
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Chirurgische apparatuur
Abdominale retractorMedite GmbH07-0001-00
Aorta/vene pons 4.0 mm, rondScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, Atraumatisch perifeer, klemAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatisch vena cava, klemAesculap Inc.FB519R
De Bakey, Atraumatisch Mini-Bulldog, rechtAesculap Inc.FB422R
De Bakey, Atraumatisch Mini-Bulldog, gebogenAesculap Inc.FB423R
De Bakey, Atraumatisch Coarctatieklem, hoekigAesculap Inc.FB453R
Dissectieblad #11Feather Safety Razor Co.089165B
Connector (1/4") met mannelijke luer-lockSorin Group Inc.AB1452
Leveradministratieset (flush line)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1Covidien Canada606173
Med-Rx zuigverbindingsbuisBenlan Inc.70-8120
OrgaanzakCardioMed Supplies Inc2990
Potts – De Martel, schaarAesculap Inc.BC648R
Nierarterie cannula, 1.6"Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Suprahepatische Cava-klemAesculap Inc.FB605R
ZuigtipTyco Healthcare Group LP8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, cauteristCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.216151480
Valleylab, patiënt retour elektrodeCovidien CanadaE7507
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Medicatie
Atropinesulfaat 15 mg/30 mlRafter 8 Products238481
Buprenorfine 0.3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDTN/A
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Cefazoline 1 gPharmaceutical Partners of Canada Inc.2237138
Fentanyl Citraat 0.25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.2240434
Heparine 10.000 iU/10 mlSandoz Canada Inc.10750
Histidine-tryptofaan-ketoglutaraat (HTK) oplossingMethapharmCU001LBG
Isofluraan 99,9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2231929
Ketamine Hydrochloride  5.000 mg/50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.612316
Lactated Ringer + 5% Dextrose 1 LBaxter CorporationJB1064
Lactated Ringer 1 LBaxter CorporationJB2324
Metronidazol 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.2242905
Norepinefrine 16 mg/250 ml Dextrose 5%Baxter CorporationN/A
Pantoprazol 40 mgSandoz Canada Inc.2306727
Papaverine 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1.000 mg/100 mlPharmascience Inc.2244379
Saline 0,9%, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.2367963
VerapamilSandoz Canada Inc.2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767

Referenties

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Niertransplantatiefunctiechirurgisch protocolvasculaire anastomoseureterale anastomosenierbewaringHTK-oplossingnorepinefrine-infuuscontralaterale nefrectomie
Heterotope Renal Autotransplantatie in een Varkens Model: A Step-by-Step Protocol
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.