Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gelijktijdig opnemen van Electroretinografie en Visual evoked potentials in verdoofde ratten

12.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54158

⸱

1 juli 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft gelijktijdige meting van elektroretinogram en visueel geëvokte potentialen bij geanesthetiseerde ratten.

Samenvatting

Het elektroretinogram (ERG) en het visueel geëvokte potentiaal (VEP) worden vaak gebruikt om de integriteit van de visuele route te beoordelen. De ERG meet de elektrische reacties van het netvlies op lichtstimulatie, terwijl de VEP de bijbehorende functionele integriteit van de visuele routes van het netvlies tot de primaire visuele cortex meet na dezelfde lichtgebeurtenis. De ERG-golfvorm kan worden onderverdeeld in componenten die de reacties van verschillende retinale neuronale en gliacellenklassen weerspiegelen. De vroege componenten van de VEP-golfvorm vertegenwoordigen de integriteit van de oogzenuw en hogere corticale centra. Deze opnames kunnen afzonderlijk of samen worden uitgevoerd, afhankelijk van de toepassing. De in dit artikel beschreven methodologie maakt gelijktijdige beoordeling van retinale en corticale visuele geëvokte elektrofysiologie mogelijk vanuit beide ogen en beide hemisferen. Dit is een nuttige manier om de retinale functie en de stroomopwaartse effecten die veranderingen in retinale functie kunnen hebben op visuele geëvokte corticale functie meer uitgebreid te beoordelen.

Inleiding

Meting van de electroretinogram (ERG) en visuele evoked potential (VEP) bruikbare kwantitatieve beoordeling van de integriteit van de visuele route. De ERG meet de elektrische respons van het netvlies lichtstimulatiebron, terwijl de VEP meet de overeenkomstige functionele integriteit van de visuele trajecten van de retina naar de primaire visuele cortex na hetzelfde licht event. Dit manuscript beschrijft een protocol voor de registratie en analyse van de ERG en VEP reacties in een algemeen gebruikt laboratorium model, de rat.

De ERG biedt een index van de functionele integriteit van een aantal belangrijke retinale cel klassen door het kwantificeren van de bruto elektrische reactie van de retina om een ​​lichtflits. Een gecoördineerde reeks ionische fluxen gestart door het aanzetten van licht en offset, detecteerbare veranderingen in de spanning die kan worden gemeten met behulp van oppervlakte-elektroden buiten het oog geplaatst. De resulterende golfvorm vertegenwoordigt de combinatie van een SERies van goed gedefinieerde componenten, die verschillen in amplitude, timing en frequentie. Een aanzienlijke hoeveelheid onderzoek is gebleken dat deze onderdelen relatief goed geconserveerd zijn over vele gewervelde retina en de componenten kunnen worden gescheiden van elkaar. Door oordeelkundig selecteren van de stimulus (flash stimulus, achtergrond, interstimulus interval) voorwaarden en de keuze van de specifieke kenmerken van de samengestelde golfvorm te analyseren kan men overtuigd van het terugsturen van een maatregel van een specifieke groep van retinale cellen 1,2 zijn. Deze kenmerken ten grondslag aan de bruikbaarheid en daarmee de wijdverspreide toepassing van de ERG als een niet-invasief meten van retina functie. Dit handschrift is gericht op de methode voor het meten van de ERG en de analyse van de mogelijkheden ervan om informatie terug te keren over een aantal van de grote mobiele klassen in het netvlies, namelijk fotoreceptoren (de PIII component), bipolaire cellen (de PII component) en retinale ganglion cellen (de positieve scotopisch drempel reactie of pstr).

The VEP biedt een analyse van de corticale reactie op licht; eerst afkomstig van het netvlies en daarna serieel gecommuniceerd via de oogzenuw, optische darmkanaal, thalamus (laterale geniculate nucleus, LGN) en optische straling tot gebied V1 van de cortex 3. Bij knaagdieren, de meerderheid (90-95%) van de optische zenuwvezels van elk oog kruisvormige 4 en innerveren de contralaterale midden hersenen. In tegenstelling tot de ERG, is het nog niet mogelijk verschillende componenten van de VEP toeschrijven aan specifieke klassen cellen, 5 verandert dus overal langs de gezichtsbaan kunnen hebben voor de VEP golfvorm. Toch is de VEP een nuttige niet-invasief meten van visuele prestatie en gezichtsbaan integriteit. De VEP, bij gebruik in combinatie met de ERG, kan een volledige beoordeling van de visuele systeem (bijv retina / gezichtsbaan) verschaffen.

ERG en VEP opnamen kan worden uitgevoerd of in combinatie, afhankelijk van de toekation. De in dit document beschreven methode maakt gelijktijdige evaluatie van het netvlies en corticale visuele opgeroepen elektrofysiologie van beide ogen en beide halfronden in verdoofde ratten. Dit is een handige manier om de retinale functie en de upstream-effecten die veranderingen in de functie van de retina op de visuele opgeroepen corticale functie kan hebben meer uitvoerig te evalueren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures werden uitgevoerd volgens de Australische Code of Practice voor de zorg en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden, uitgevoerd door de National Health en Medical Research Council in Australië te stellen. Ethiek goedkeuring werd verkregen van de Universiteit van Melbourne, FNWI, Animal Ethics Committee (erkenningsnummer 0.911.322,1).

1. Pre-implantatie van chronische VEP elektroden

Opmerking: Als gelijktijdige ERG en VEP signalen worden verzameld dieren moeten operatief worden geïmplanteerd VEP elektroden ten minste 1 week vóór de winning signaal.

  1. Steriliseer de chirurgische bank vóór experimenten door reiniging met chloorhexidine (0,5% in 70% ethanol). Autoclaaf alle chirurgische apparatuur voor gebruik. Bedek het dier een gesteriliseerd chirurgische doek. Zorg ervoor dat alle onderzoekers dragen chirurgische maskers, jassen en gesteriliseerde handschoenen.
  2. Induceren anesthesie met 3-3,5% isofluraan met O2 met een stroomsnelheid van 3 l / min. Handhaaf anesthesia 1.5% en 2 l / min gedurende de operatie. Zorg voor voldoende diepte van de anesthesie door de afwezigheid van de poot pinch reflex.
  3. Toepassen 1% natriumcarboxymethylcellulose op het hoornvlies om uitdroging van de ogen te voorkomen.
  4. Scheren een 30 mm x 30 mm ruimte boven het voorhoofd, posterieur van de ogen en anterior aan de oren.
  5. Plaats dier op een warmte-pad (37 ° C) om de lichaamstemperatuur te handhaven en stabiliseren van het hoofd van de dieren met een stereotaxische frame.
  6. Ontsmet het geschoren gebied met 10% driemaal povidonjood. Vermijd het gebruik van alcohol op basis van ontsmettingsmiddelen voor in de buurt van het oog, die in overeenstemming met de Standard of Practice door de Vereniging van Chirurgische Technologen uiteengezet.
  7. Maak een mediaan-sagittale incisie op het hoofd met een scalpel en uit deze accijnzen een ~ 20 mm cirkel met een diameter van huidweefsel aan de schedelbot bloot te leggen.
  8. Verwijder onderliggende periost door schrapen en drogen met gaas om de coronale en sagittale schedelnaden bloot te leggen.
  9. Onsing een tandheelkundige braam bevestigd aan een boor, trepaneren twee gaten (0,7 mm diameter, diepte ~ 1 mm) door de schedel op beide hersenhelften aan de stereotaxische coördinaten: 7 mm caudaal bregma, 3 mm lateraal van middellijn.
  10. Schroef in roestvrij stalen schroeven (diameter 0,7 mm, lengte 3 mm, gesteriliseerd met chloorhexidine) in de twee vooraf gemaakte gaten tot een diepte van ~ 1 mm (2 mm schroef blootgesteld) om vaste verankering mogelijk. Dit contact met de dura zonder beschadiging van het onderliggende weefsel corticale.
  11. Bereid chirurgische gebied voor amalgaam door het drogen van het schedelbot met gaas, en het terugtrekken van losse huid met twee 3-0 hechtingen bij ~ 4 en 8:00.
  12. Verspreid amalgaamvullingen over de blootliggende schedel om de schroef elektroden (roestvrij stalen schroeven in stap 1.10 beschreven) vast te zetten. Zorg ervoor ~ 1.5 mm van de schroeven blootgesteld blijven voor opname.
  13. Verwijder het terugtrekken hechtingen.
  14. Injecteer 0,5% carprofen subcutaan (5 mg / kg) voor analgesie en zoutoplossing (0,9% natriumchloride, 10,5 ml) subcutaan voor vloeistof vervanging.
  15. Laat dier te herstellen in aparte kooien. Niet dier onbeheerd achter, totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven.
  16. Do dier niet terug naar het gezelschap van andere dieren totdat deze volledig is hersteld van een operatie (minimaal 5 dagen).
  17. Blijven toedienen 0,5% carprofen subcutaan analgesie (5 mg / kg) eenmaal per dag gedurende 4 dagen.
  18. Record ERG en VEP 1 week na de operatie.

2. ERG en VEP Recording

  1. Het verzamelen van gegevens voorbereiding
    1. Gebruik de computer software om gelijktijdig triggeren stimulus en het verwerven van data 2 volgens de onderstaande instellingen aanbevolen.
      1. Versterken de signalen 3 (ERG: × 1000, VEP: X10.000) de versterking inwendig door een geïsoleerde voorversterker en versterker set, en met beide ogen gematched voor impedantie.
      2. Stel sampling rate voor de ERG tot 4 kHz over een 650msec opname venster (2560 punten), Om dit te doen, klikt u op het tabblad voor "time basis" in de data-acquisitie software (voor de naam en de versie van de software zie tabel voor Materiaalonderzoek), selecteer "2560" voor Samples, en "500 ms" voor de tijd die een 650 msec opname venster terug te keren.
        1. Gebruik dezelfde methode om de sampling rate van de VEP ingesteld op 10 kHz over een 250 msec tijdperk. Laat een 10 msec pre-stimulus uitgangswaarde voor zowel de ERG en VEP opnames. Om dit te doen, klikt u op het tabblad "Setup"; selecteer "Stimulator" om een ​​nieuwe dialoog venster te brengen; in dat venster selecteren "puls" uit de keuzelijst voor "Mode"; en stel de waarde voor de "vertraging" tot "10 ms".
      3. Set ERG band-doorlaatfilter om 0,3 - 1000 Hz (- 3 dB). Dit wordt gedaan door te klikken op "Bio Amplifier" in de data-acquisitie software. Stel vervolgens de waarde voor "High Pass" naar "0.3Hz", en de waarde voor "low pass" naar "1 kHz".
      4. Met behulp van de hierboven genoemde methode 2.1.1.3, stelt VEP band-pass-instellingen om 0,1-100 Hz (- 3 dB) zoals aanbevolen door de International Society for Clinical Elektrofysiologie van Vision (ISCEV) voor menselijke VEP opnames 6.
  2. elektrode voorbereiding
    1. Op maat maken van de ERG actief / inactief en VEP actief / inactief elektroden door het aanbrengen van zilver draad of een alligator clip om een elektrode lood, respectievelijk 2. In de handel te verkrijgen aardelektrode.
    2. Voor de 4-maat gemaakte elektroden, snijd het mannelijke uiteinde van de elektrode lood extensie. Verwijder 1 cm van de buitenste isolerende laag polytetrafluorethyleen met een scalpel waarborgen van de binnenste draad niet beschadigd.
    3. Pre-mode de ERG inactieve elektroden door het snijden van een 70 mm lengte van zilverdraad (0,3 mm dikte) en een lus vormt ~ 8 mm in diameter tot de rat oog omringen. Bereid een uniform cirkel door het vormen van de lus op een 1 ml pipet tip.
    4. Pre-fashion VEP inactief elektroden door het snijden van een 70 mm lengte van zilver en het vormen van een ellips ~ 8 mm in de lengte-wise diameter aan te sluiten op rat snijtanden.
    5. Pre-mode de ERG actieve elektroden door het snijden van een 30 mm lengte van zilverdraad en de vorming van een kleine lus om voorzichtig contact op met de rat cornea (~ 1-2 mm in diameter)
    6. Stevig hechten elektroden (2 ERG actief, 2 ERG inactief, 1 VEP actief) om de elektrode onder leiding van een mix van het zilver met de blootgestelde binnenste draad.
    7. Isoleer overmaat blootgestelde metalen met plakband aan fotovoltaïsche artefacten te verminderen.
    8. Op de ERG inactieve elektroden plakken een klein stukje van haak-en-lus sluiting (~ 5 mm x 20 mm) om de afplakband om een ​​stabiele bevestiging aan het knaagdier nekband mogelijk te maken.
    9. Hechten alligator clip aan de binnenste draad van de elektrode leidt tot de VEP actieve elektroden te maken.
    10. Vóór opnamen, galvanisch de blootgestelde oppervlakken van de zilveren draden (dwz de inactieve ring en active tip) met chloride met een 9 V DC bron voor 20 sec om het signaal geleiding te verbeteren.
      1. Om dit te doen, dompel de zilveren punt van de ERG elektrodedraad (optredend als de anode van een primaire cel) in de normale zoutoplossing; sluit het andere uiteinde van deze elektrode draad aan op de positieve aansluiting van een 9 V batterij.
      2. Sluit de andere draad (de kathode) naar de negatieve pool van de accu, en dompel het andere uiteinde in een zoutoplossing ook. Koppel na 20 sec en observeer de lont topje van de ERG elektrodedraad gelijkmatig worden gecoat in de kleur wit.
        Opmerking: Bereid nieuwe ERG elektroden voor elke experimentele sessie (~ tot 8 uur) om openheid van het chloride coating garanderen.
  3. Toebereiding van dieren
    1. Dark-passen de dieren 's nachts (≥ 8 uur) voorafgaand aan de opnames in een lichte strakke kamer. Zorgen voor maximale aanpassing aan het donker door het uitschakelen van de kamer lichten, sluiten alle deuren en rolluiken. Minimaliseren lichte lekkage door het plaatsen van licht-proof materiaal rondkruispunten van de deuren / ramen en plaatsing computerschermen buiten dikke zwarte gordijnen.
    2. Voeren dier preparaat in een donkere kamer met behulp van dim red-light emitting diode (LED; 17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm) op staaf gevoeligheid behouden.
    3. Verdoven rat door het injecteren van ketamine / xylazine (60: 5 mg / kg) intramusculair. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door het ontbreken van een poot snuifje reflex.
    4. Sedatie behouden toedienen Een hoeveelheid verdoving (50% van de aanvangsdosis) na 50 min indien nodig.
    5. Voor meer actueel verdoving toe te passen één daling van 0,5% proxymetacaïne naar elk oog, en knipperen overtollige vloeistof.
    6. Voor pupilverwijding gelden één druppel 0,5% tropicamide naar elk oog, dan droogt het overtollige vocht.
  4. ERG en VEP electrode positionering
    1. Plaats dier op het platform ERG voor de Ganzfeld kom zich in de kooi van Faraday. Vermijd het gebruik van een elektrische verwarming pad, zoals het cEen introduceren elektrische ruis in de elektrofysiologische opnames. Opmerking: Het platform wordt een gecirculeerd verwarmd water platform bevestigd aan lichaamstemperatuur te handhaven.
    2. Secure dier naar platform met een strook van haak-en-lus sluiting stevig maar niet geplaatst strak om de nek.
    3. Haak de inactieve VEP elektrode rond bodem snijtanden van verdoofde rat.
    4. Plaats de ERG inactieve elektroden door rond de sclerale ring non-invasief rond de evenaar van het oog. Stabiliseren dit door het aanbrengen van de elektroden aan de haak-en-lus sluiting strip rond de nek. Herhaal dit voor de contralaterale oog.
    5. Fasten VEP actieve elektroden door het aanbrengen van alligator clips roestvrij-stalen schroeven vooraf ingeplant op de schedel.
    6. Plaats een kleine druppel 1% natriumcarboxymethylcellulose op hoornvlies vóór plaatsing van de ERG actieve elektrode signaalkwaliteit verbeteren. Opmerking: De viscose vloeistof helpt ook te behouden hoornvlies hydratatie hele experimenteren met minimaliseren de vorming van verdroging-type cataract bij knaagdieren 7.
    7. Plaats een kleine daling van 1% natriumcarboxymethylcellulose op de onderste snijtanden om contact van de VEP inactieve elektrode te verbeteren en zo het signaal kwaliteit.
    8. Plaats de ERG actieve elektroden naar het centrale hoornvlies lichtjes aan te raken met behulp van een micromanipulator bevestigd aan een custom-built stereotaxische arm.
    9. Plaats 2-5 mm van de grond naald elektrode (roestvrij staal) subcutaan in de staart.
    10. Indien nodig drogen het overtollige vocht uit de onderste ooglid voorafgaand aan de opname om het signaal te verbeteren.
    11. Slide platform dichter bij de Ganzfeld bowl zorgen voor de ogen van het dier af te stemmen met de opening van de kom om gelijkmatige verlichting van beide netvliezen mogelijk te maken (zie stap 2.4.1).
    12. Sluit de kooi van Faraday om externe ruis te verminderen.
  5. Het verzamelen van gegevens
    1. Gebruik een dim-test-flash (- 0,52 log cd.sm -2) om te beoordelen of de elektrode placement is voldoende 2. Onder controle omstandigheden zou dit leiden tot een amplitude van ERG ~ 800 mV en een inter-oog variabiliteit van niet meer dan 10%. Indien nodig herpositioneren elektroden.
    2. Naar aanleiding van de test-flash toestaan ​​dat dieren naar donker-aan te passen voor 10 min in volledige duisternis voorafgaand aan de opname.
    3. Present lichtflitsen stimuli met behulp van een Ganzfeld kom, terwijl het verzamelen van ERG en VEP signaleert tegelijkertijd over een ~ 500 msec time-venster. Voortgang van dimmer aan het licht niveaus helderder om voldoende dark-aanpassing voor bepaalde golfvormen te handhaven.
    4. Verzamel signalen over een reeks lichtgevende energie ontlokken STR, b-wave en a / b-golf golfvormen van de ERG. Gemiddeld meer signalen op de dimmer lichtniveaus (20 herhalingen) en minder bij de heldere lichtgevende energieën (1 herhaling). Geleidelijk aan het verlengen van de inter-stimulus interval 1-180 sec van zwakste naar de helderste lichtniveau. Zie tabel 1 voor een voorbeeld protocol.
    5. isolaat de ERG staafjes en kegeltjes reacties, maken gebruik van een gepaarde-flash paradigma 8. Initiëren vier knippert met 1,52 log cd.sm -2 met een 500 msec inter-stimulus interval 2 tussenin. Digitaal aftrekken van de conus golfvorm (3e of 4e flash) uit de gemengde golfvorm (1 st flash) naar de vermeende stang reactie af te leiden.
    6. Om VEP signalen, gemiddeld 20 herhalingen op te nemen met de heldere lichtgevende energieën (dat wil zeggen, - 0,52-1,52 log cd.sm -2, 5 sec inter-stimulus interval). Merk op dat de eerste flits in deze volgorde de conventionele donker aangepaste ERG respons terug.
    7. Toestaan ​​1-3 min om opnieuw na aanpassing (20) VEP veegt voordat de volgende helderder ERG stap, afhankelijk van de lichtenergie.
    8. Na voltooiing van het verzamelen van gegevens, euthanaseren de verdoofde dier met intracardiale injectie van pentobarbital natrium (325 mg / ml, 3 ml).
waveform Stimulus lichtenergie (log cd.sm -2) Aantal herhalingen interstimulus interval (sec)
STR -6,24 20 2
STR -5,93 20 2
STR -5,6 20 2
STR -5,33 20 2
Rod b-golf -4,99 10 2
Rod b-golf -4,55 10 2
Rod b-golf -4,06 5 5
Rod b-golf -3,51 5 5
Rod b-golf -3,03 1 15
Rod b-golf -2,6 1 15
Rod b-golf -1,98 1 15
Mixed a- / b-wave -1,38 1 30
Mixed a- / b-wave -0,94 1 30
Flash 1: Mixed a- / b-golf Gemiddelde van 20: VEP -0,52 20 5
(90 sec voor de volgende)
Flash 1: Mixed a- / b-golf Gemiddelde van 20: VEP 0.04 20 5
(120 sec voor de volgende)
Flash 1: Mixed a- / b-golf Gemiddelde van 20: VEP 0.58 20 5
(180 sec voor de volgende)
Flash 1: Mixed a- / b-golf Gemiddelde van 20: VEP 1.2 20 5
(180 sec voor de volgende)
Flash 1: Mixed a- / b-golf Gemiddelde van 20: VEP 1.52 20 5
(180 sec voor de volgende)
Cone a- / b-wave 1.52 4 0.5

Tabel 1. ERG en VEP opnemen Protocol Met een bereik van Stimulus Energy. Stimulus presentaties voortgang van dim (boven) tot helder (onder) knippert, met voldoende inter-stimulus interval tot donker aanpassing te verzekeren. Eind protocol wordt herhaald vier flitsen met korte interval voorgelegd aan de kegel gemedieerde respons op te wekken.

3. Analyse van ERG Waveforms

Opmerking: ERG en VEP analyse is eerder in detail beschreven 3,9,10 The.volgende paragrafen geven een kort overzicht.

  1. Export signalen in digitale voltage-time formaat naar een spreadsheet-software voor data-analyse.
  2. Rod photoreceptoral functie
    1. Model de voorrand van een golf PIII met vertraagde Gaussische (Vergelijking 1) 11.
      PIII (i, t) = Rm PIII ∙ [1 - exp (- i ∙ S (t - t d) 2)] voor t> t d (Vergelijking 1)
    2. Optimaliseer de pasvorm over een ensemble van twee helderste lichtgevende energieën 12,13 (dat wil zeggen, 1,22 en 1,52 log cd.sm -2).
    3. Model tot 90% van de a-golf amplitude naar post-receptoral inbraken 14 vermijden.
      Opmerking: Het model geeft de verzadigde amplitude (Rom PIII, mV), gevoeligheid (S, m 2 .cd -1 .s -3) en vertraging (t d, msec) van de photoreceptoral respons.
  3. Rod bipolaire cel function
    1. Digitaal trek de PIII model (zie hierboven) uit de gemengde golfvormen gemengde PII keren met overliggende oscillerende potentialen.
    2. Om de stang PII uit de gemengde PII halen, digitaal de conus respons (3e of 4e flash op 1,52 log cd.sm -2) van de gemengde PII aftrekken (1 st flash op 1,52 log cd.sm -2).
    3. Breng daarna een laagdoorlaatfilter de golfvorm (46,9 Hz, -3 dB, Blackman venster) om oscillerende potentialen verwijderen. De resterende stroom is de stang 10 PII respons.
    4. Pak de stang PII piekamplitude en plot tegen alle stimulus intensiteiten (hieronder -2 log cd.sm -2 en rod-geïsoleerd PII op 1,52 log cd.sm -2) 10.
    5. Modelleren deze gegevens met een hyperbolische functie (vergelijking 2), die een maat binnenste retinale celintegriteit biedt.
      V (i) = Vmax (i n / (n iK + n)) (Vergelijking 2)
      Opmerking: Deze vergelijking PII maximale respons (Vmax, uV), 1 / gevoeligheid geeft (k, log cd.sm-2) en de helling van de functie (n) 15.
  4. Kegel bipolaire celfunctie
    Let op: Als de kegel reactie op een enkele intensiteit wordt genomen (1,52 log cd.sm -2) de amplitude en timing worden opnieuw ingesteld op dit lichtniveau.
    1. Extract maximale kegel PII reactie 2,16.
    2. Extract impliciete tijd waarop deze maximale respons overeenkomt 2,16.
  5. Ganglion celfunctie
    1. Aangezien de STR is een klein signaal, breng dan een laagdoorlaatfilter met 50 Hz inkeping te golfvorm van hoogfrequente ruis en elimineren (46,9 Hz, -3 dB, Blackman venster).
    2. Extract maximale pstr reactie 3,17.
    3. Extract impliciete tijd waarop deze maximale respons overeenkomt 3,17.

4. Analysis van VEP Waveforms

  1. Extract maximale en minimale componenten van het VEP (P1, N1 en P2). Voor detail zie referenties 3,6.
  2. Express amplitudes als dal-tot-piek amplitudes uit hun vorige piek of dal (P1N1 en N1P2) 3,6.
  3. Extract impliciete keer (it) waarop deze maximale respons overeenkomt (P1 het, N1 is, P2 is) 3,6.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De ERG a-wave (> -1,38 log cd.sm -2), b-golven (> - 4,99 log cd.sm -2) STR's (<- 4,99 log cd.sm -2) en de VEP (> - 0,52 log cd.sm -2) gelijktijdig (figuur 1 en 3 opgenomen). Bij zeer zwak knippert, wordt een positieve STR ​​(pstr) waargenomen bij ongeveer 110 msec na de flits, en een negatieve STR ​​(NSTR) bij ongeveer 220 msec (figuren 1 en 2). Een ERG met een grote b-golf, pieken tussen 50 tot...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De ERG en VEP objectieve metingen van de visuele functie van het netvlies en de cortex, respectievelijk. Het voordeel van gelijktijdige opname is dat een meer uitgebreid overzicht van het gehele visuele route wordt geboden. Daarbij zouden de aanvullende informatie van de samenlopende beoordeling een duidelijker afbakening van de plaats van letsel te voorzien in de visuele banen (bijvoorbeeld bij aandoeningen met overlappende Nog ERG afzonderlijke VEP manifestaties 18, wanneer optische neuropathie kan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen relevante bekendmakingen met betrekking tot dit werk.

Dankbetuigingen

De financiering voor dit project werd verstrekt door de National Health and Medical Research Council (NHMRC) 1046203 (BVB, AJV) en Melbourne Neuroscience Institute Fellowship (CTN).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alligator clipgeneric brandHM3022Roestvrijstalen clip van 26 mm voor het verbinden van VEP-schroefelektroden op kabels
BioamplifierADInstrumentsML 135Voor het versterken van ERG- en VEP-signalen
Carboxymethylcellulose natrium 1,0%AllerganCAS 0009000-11-7Visceus vocht om de signaalkwaliteit van de actieve ERG-elektrode te verbeteren
Carprofen 0,5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Merknaam: Rimadyl injecteerbaar (50 mg/ml). Voor pijnstilling na de operatie, verdund tot 0,5% (5 mg/ml) in fysiologische zoutoplossing
Chlorhexadine 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Voor het desinfecteren van chirurgische instrumenten
Circulerende waterbadLauda-KönigshoffenMGW LaudaVoor het handhaven van de lichaamstemperatuur van het verdoofde dier tijdens operaties en elektrofysiologische opnames
Tandheelkundig amalgamaDeguDent GmbH64020024Voor het omhullen van de elektrode-schedelsamenstelling om deze robuuster te maken
Tandheelkundige boorStorz Instruments, Bausch and Lomb#E0824AEen miniatuurboorkop van ~ 0,7 mm diameter voor het maken van een klein gaatje in de schedel boven elke hemisfeer om VEP-schroeven te implanteren
BoorBoschDremel 300 serieEen automatische boor voor het boren van gaten
ElektrodekabelGrass TelefactorF-E2-30Platinakabels voor het verbinden van zilverdraadelektroden op de versterker
Faradaykooiop maat gemaaktZorgt voor lichtdichtheid om donkeraanpassing te behouden. Omvat de Ganzfeld-opstelling om de signaal-ruisverhouding te verbeteren
GaasjesMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BVoor het drogen van de chirurgische incisie en blootgestelde schedeloppervlakte tijdens de operatie
Ganzfeld-integrerende bolPhotometric Solutions InternationalOp maat gemaakte lichtstimulator: 36 mm diameter, 13 cm opening
VelcroVELCRO Australia Pty LtdVELCRO Brand Herbruikbare omwikkelingHaak-en-lus-bevestiging om de elektroden en het dier op het opnameplatform te bevestigen
Isofluraan 99,9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Merknaam: Isoflo(TM) Inhalatie-anestheticum. Farmaceutische kwaliteit inhalatie-anestheticum gemengd met zuurstofgas voor VEP-elektrode-implantaatchirurgie
KetamineTroy LaboratoriesIlium KetamilMerknaam: Ketamil Injectie, Merk: Ilium. Farmaceutische kwaliteit anestheticum voor elektrofysiologisch opname
Luxeon LED'sPhillips Lighting Co.Voor lichtstimulatie twintig 5 W en een 1 W LED's.
MicromanipulatorHarvard ApparatusBS4 50-2625Houdt de actieve ERG-elektrode vast tijdens opnamen
NaaldelelektrodeGrass TelefactorF-E2-30Subcutaan ingebracht in de staart om als aardelektrode te dienen voor zowel de ERG als de VEP
Fenylefrine 2,5% minimsBausch and LombCAS 61-76-7Geïnstilleerd met Tropicamide om maximale dilatatie te bereiken voor ERG-opname
Povidonjodium 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Merknaam: Betadine, antisepticum om de geschoren huid voor te bereiden op de chirurgie 10%, 500 ml
Powerlab data-acquisitiesysteemADInstrumentsML 785Bestuurt de LED's
Proxymetacaïne 0,5%Alcon LaboratoriesCAS 5875-06-9Voor hoornvliesanesthesie tijdens ERG-opnamen
ZoutoplossingGelflexNiet-injecteerbaar, voor het elektroplating van zilverdraadelektroden
Scope SoftwareADInstrumentsversie 3.7.6Activeert tegelijkertijd het stimulus via het Powerlab-systeem en verzamelt gegevens
Zilver (fijne ronde draad)A&E metaal0,3 mmGebreikt om actieve en inactieve ERG-elektroden te maken, en de inactieve VEP-elektrode
Roestvrijstalen schroevenMicroFasterners0,7 mm asdiameter, 3 mm lengte om boven de primaire visuele cortex te worden geïmplanteerd en als actieve VEP-elektroden te dienen
Stereotaxisch frameDavid KopfModel 900Een stereotaxisch instrument voor kleine dieren voor het lokaliseren van de primaire visuele cortex volgens de coördinaten van de rattenhersenatlas van Paxinos & Watson uit 2007
Chirurgisch mesSwann-Morton Ltd.0206Voor het insnijden van het huidgebied boven de primaire visuele cortex om de VEP-elektroden te implanteren
HechtdraadShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co.,Ltd3-0 zijde gevlochten niet-absorbeerbare hechtdraad, voor huidretractie tijdens VEP-elektrode-implantatiechirurgie
Tobramycine oogzalf 0,3%Alcon LaboratoriesCAS 32986-56-4Merknaam: Tobrex. Profylactische antibioticumzalf aangebracht rond de huidwond na de operatie
Tropicamide 0,5%Alcon LaboratoriesCAS 1508-75-4Merknaam: 0,5% Mydriacyl oogdruppel, Geïnstilleerd om mydriase te bereiken voor ERG-opname
XylazijnTroy LaboratoriesIlium Xylazil-100Farmaceutische kwaliteit anestheticum voor elektrofysiologisch opname
PipettipEppendorf Pty Ltd0030 073.169Eppendorf epTIPS 100 - 5,000 ml, voor op maat gemaakte elektroden
Microsoft Office ExcelMicrosoftversie 2010spreadsheet software voor gegevensanalyse
Lethabarb Euthanazia InjectieVirbac (Australia) Pty LtdLETHA450

Referenties

  1. Nguyen, C. T. O., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  2. Weymouth, A. E., Vingrys, A. J. Rodent electroretinography: methods for extraction and interpretation of rod and cone responses. Prog Retin Eye Res. 27, 1-44 (2008).
  3. Tsai, T. I., Bui, B. V., Vingrys, A. J. Effect of acute intraocular pressure challenge on rat retinal and cortical function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 1067-1077 (2014).
  4. Cowey, A., Franzini, C. The retinal origin of uncrossed optic nerve fibres in rats and their role in visual discrimination. Exp Brain Res. 35, 443-455 (1979).
  5. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  6. Odom, J. V., et al. Visual evoked potentials standard (2004). Doc Ophthalmol. 108, 115-123 (2004).
  7. Ridder, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of cataract development in anesthetized mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Bui, B. V., et al. Using the electroretinogram to understand how intraocular pressure elevation affects the rat retina. J Ophthalmol. 2013, 262467(2013).
  10. Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  11. Hood, D. C., Birch, D. G. A quantitative measure of the electrical activity of human rod photoreceptors using electroretinography. Vis Neurosci. 5, 379-387 (1990).
  12. Birch, D. G., Hood, D. C., Locke, K. G., Hoffman, D. R., Tzekov, R. T. Quantitative electroretinogram measures of phototransduction in cone and rod photoreceptors - Normal aging, progression with disease, and test-retest variability. Arch Ophthalmol. 120, 1045-1051 (2002).
  13. Bui, B. V., Vingrys, A. J. Development of receptoral responses in pigmented and albino guinea-pigs (Cavia porcellus). Doc Ophthalmol. 99, 151-170 (1999).
  14. Robson, J. G., Saszik, S. M., Ahmed, J., Frishman, L. J. Rod and cone contributions to the a-wave of the electroretinogram of the macaque. J Physiol. 547, 509-530 (2003).
  15. Severns, M. L., Johnson, M. A. The care and fitting of Naka-Rushton functions to electroretinographic intensity-response data. Doc Ophthalmol. 85, 135-150 (1993).
  16. Bui, B. V., Fortune, B. Origin of electroretinogram amplitude growth during light adaptation in pigmented rats. Vis Neurosci. 23, 155-167 (2006).
  17. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. J Physiol. 555, 153-173 (2004).
  18. Tremblay, F., Laroche, R. G., Debecker, I. The Electroretinographic Diagnosis of the Incomplete Form of Congenital Stationary Night Blindness. Vision Res. 35, 2383-2393 (1995).
  19. Bayer, A. U., Keller, O. N., Ferrari, F., Maag, K. P. Association of glaucoma with neurodegenerative diseases with apoptotic cell death: Alzheimer's disease and Parkinson's disease. Am J Ophthalmol. 133, 135-137 (2002).
  20. Wostyn, P., Audenaert, K., De Deyn, P. P. An abnormal high trans-lamina cribrosa pressure difference: A missing link between Alzheimer's disease and glaucoma. Clinical Neurology and Neurosurgery. 110, 753-754 (2008).
  21. Yucel, Y. H., Zhang, Q. A., Weinreb, R. N., Kaufman, P. L., Gupta, N. Effects of retinal ganglion cell loss on magno-, parvo-, koniocellular pathways in the lateral geniculate nucleus and visual cortex in glaucoma. Prog Retin Eye Res. 22, 465-481 (2003).
  22. Gupta, N., Yucel, Y. H. What changes can we expect in the brain of glaucoma patients. Survey of Ophthalmology. 52, 122-126 (2007).
  23. Kong, Y. X., et al. Impact of aging and diet restriction on retinal function during and after acute intraocular pressure injury. Neurobiol Aging. 33, 1115-1125 (2012).
  24. Bui, B. V., Sinclair, A. J., Vingrys, A. J. Electroretinograms of albino and pigmented guinea-pigs (Cavia porcellus). Aust N Z J Ophthalmol. 26, Suppl 1 98-100 (1998).
  25. Jobling, A. I., Wan, R., Gentle, A., Bui, B. V., McBrien, N. A. Retinal and choroidal TGF-beta in the tree shrew model of myopia: isoform expression, activation and effects on function. Exp Eye Res. 88, 458-466 (2009).
  26. Robson, J. G., Frishman, L. J. Dissecting the dark-adapted electroretinogram. Doc Ophthalmol. 95, 187-215 (1998).
  27. Robson, J. G., Frishman, L. J. The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram. Prog Retin Eye Res. 39, 1-22 (2014).
  28. Hudnell, H. K., Boyes, W. K. The comparability of rat and human visual-evoked potentials. Neurosci Biobehav Rev. 15, 159-164 (1991).
  29. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS One. 8, e74172(2013).
  30. Hetzler, B. E., Berger, L. K. Ketamine-Induced Modification of Photic Evoked-Potentials in the Superior Colliculus of Hooded Rats. Neuropharmacology. 23, 473-476 (1984).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Retinale functiecorticale functieERG-elektrodenVEP-elektrodenGanzfeld-bowlkooi van Faraday
Gelijktijdig opnemen van Electroretinografie en Visual evoked potentials in verdoofde ratten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.