Methodenartikel

Implantatie en Registratie van Wireless electroretinogram en Visual opgewekte potentiele in Conscious Rats

DOI:

10.3791/54160

⸱

29 juni 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne, 2Pfizer Neusentis

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We tonen chirurgische implantatie en recording procedures visuele elektrofysiologische signalen van het oog (electroretinogram) en hersenen (visuele evoked potential) in ratten bij bewustzijn, dat meer analoog is aan de menselijke aandoening waarbij opnamen zonder verdoving uitgevoerd worden verwart meten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De full-field electroretinogram (ERG) en visuele evoked potential (VEP) zijn nuttige hulpmiddelen om retinale en visuele traject integriteit, zowel in het laboratorium en klinische settings te beoordelen. Op dit moment zijn preklinische ERG en VEP metingen uitgevoerd met verdoving te zorgen voor een stabiele elektrode plaatsingen. Echter, de aanwezigheid van anesthesie aangetoond dat normale fysiologische reacties verontreinigen. Om deze anesthesie verwart te overwinnen, ontwikkelen we een nieuw platform om ERG en VEP testen in bewuste ratten. Elektroden chirurgisch geïmplanteerd sub-conjunctivally op het oog om de ERG assay en epiduraal via visuele cortex naar het VEP meten. Een reeks van amplitude en gevoeligheid / timing parameters worden getest op zowel de ERG en de VEP op het vergroten van lichtgevende energie. De ERG en de VEP-signalen worden getoond stabiel en herhaalbaar zijn voor ten minste 4 weken na de chirurgische implantatie. Dit vermogen om ERG en VEP signalen opnemen zonder verdoving verwart in de preklinische setting moet superieur vertaling te verstrekken aan klinische gegevens.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ERG en VEP zijn minimaal invasief in vivo instrumenten om de integriteit van retinale en optische paden bepalen respectievelijk zowel het laboratorium en kliniek. De full-field ERG levert een karakteristieke golfvorm die naar beneden in verschillende onderdelen kan worden opgesplitst, waarbij elk element die verschillende cel klassen van de retinale pathway 1,2. De klassieke full-field ERG golfvorm bestaat uit een eerste negatieve helling (a-golf), waarvan is aangetoond dat om fotoreceptor activiteit na blootstelling aan licht 2-4 vertegenwoordigen. De a-golf wordt gevolgd door een substantiële positieve golfvorm (b-wave), die de elektrische activiteit van middelbare netvlies, voornamelijk de ON-bipolaire cellen 5-7 weerspiegelt. Voorts kan worden lichtenergie en inter-stimulus-interval variëren kegel isoleren van stang 8 reacties.

De flitser VEP vertegenwoordigt elektrische potentieel van de visuele cortex en de hersenstam in reactie op het netvlies licht stimulatie9,10. Deze golfvorm kan worden onderverdeeld in vroege en late componenten, met het begin van de component als gevolg van de activiteit van neuronen van de retino-geniculo-gestreept pathway 11-13 en wijlen component vertegenwoordigen corticale verwerking uitgevoerd in verschillende V1 laminae bij ratten 11,13. Daarom gelijktijdige meting van de ERG en VEP geeft uitgebreide beoordeling van de bij de visuele route structuren.

Momenteel, zodat elektrofysiologie bij dieren opnemen, anaesthesie wordt gebruikt voor een stabiele plaatsing van de elektroden mogelijk. Er zijn pogingen geweest om ERG en VEP meten bewuste ratten 14-16 geweest, maar deze studies gebruik van een bedraad setup, die lastig kan zijn en kan leiden tot een dier stress door het beperken van de verplaatsing van dieren en natuurlijk gedrag 17. Met recente ontwikkelingen in draadloze technologie, waaronder verbeterde miniaturisatie en batterij, is het nu mogelijk om een ​​telemetrie benadering ERG een inrichtingd VEP-opname, het verminderen van de stress in verband met bekabelde opnames en het verbeteren van levensvatbaarheid op lange termijn. Eigen centra stabiele implantaten telemetrie probes succesvol gebleken voor chronische controle van temperatuur, bloeddruk 18, activiteit 19 en 20 zijn elektro. Dergelijke vooruitgang in de technologie zal ook helpen met herhaalbaarheid en stabiliteit van de bewuste opnames, het verhogen van nut van het platform voor chronische studies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ethiek statement: Animal experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de Australische Code voor de zorg en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden (2013). Dierethiek goedkeuring werd verkregen van de Animal Ethics Committee, University of Melbourne. De materialen die hierin zijn voor laboratorium experimenten, en niet bedoeld voor medisch of diergeneeskundig gebruik.

1. Voorbereiden Elektroden

Opmerking: Een drie kanaalzender wordt gebruikt voor chirurgische implantatie waarvan 2 ERG en 1 VEP opname maakt gelijktijdig worden uitgevoerd. De drie actieve en inactieve drie elektroden moeten vooraf worden gevormd in een ringvorm voor implantatie om te hechten aan het oog. Voor identificatiedoeleinden, heeft de fabrikant actieve elektroden ingesloten in half wit, half gekleurde plastic omhulsels terwijl inactieve elektrodes zijn bedekt met volle gekleurde scheden. De massa-elektrode (doorzichtig plastic omhulsel) is ongewijzigd gelaten. Voor alle actieve en inactieve elektrodes gedrag stappen 1.1, 1.2, 1.3 en 1.7.

  1. Untwist de dubbelstrengs roestvrij staal elektrode met twee fijne getipt tang.
  2. Knip een van de roestvrijstalen draden (ongeveer 1 cm van de punt), waardoor een langere rechte draad overblijvende vorm de ringelektrode.
  3. Vouw het roestvrij single staalstreng terug naar zichzelf en twist, waardoor een gladde ring aan het uiteinde van de elektrode.
  4. Voor de ERG actieve elektroden mode deze lus ~ 0,2-0,5 mm diameter door het verdraaien van de basis van de lus (voor de hier beschreven doeleinden, size twee actieve elektroden op deze manier ERG opnemen van beide ogen) en de ERG inactieve en VEP elektroden maken het lusdiameter ~ 0,8 mm diameter (in dit voorbeeld is dit voor een actieve elektrode en VEP drie inactieve elektroden).
  5. Haak de circulaire VEP actieve elektrode rond een roestvrij stalen schroef (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm) zodat de elektrode rust tegen de schroefkop.
  6. Hook de 3 inactief elektroden (2 ERG, 1 VEP) rond een tweede roestvrijstalen schroeven (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm).
  7. Trek de plastic huls naar voren over de scherpe uiteinden van de twee roestvrijstalen streng om irritatie te verminderen.
  8. Steriliseer de telemetriezenders door het weken in 2% glutaaraldehyde gedurende meer dan 10 uur bij ongeveer 25 ° C. Spoel vervolgens de zender met een steriele zoutoplossing 3 keer.

2. Zender Implantatie

  1. Toebereiding van dieren
    1. Ontsmet het chirurgische gebied vóór experimenten door reiniging met 70% ethanol. Autoclaaf alle chirurgische apparatuur voor gebruik en apparatuur chloorhexidine handhaven wanneer niet in gebruik tijdens chirurgie. Bedek het dier met een chirurgische doek tijdens de operatie een steriele omgeving te houden. Zorg ervoor dat alle onderzoekers dragen chirurgische maskers, steriele handschoenen en jassen.
    2. Induceren anesthesie met 1,5-2% isofluraan, met een stroomsnelheid van 3 l / min en maintained bij 1,5-2% bij 2 l / min gedurende de operatie. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door de afwezigheid van een pedaal reflex op knijpen de spieren tussen de tenen.
    3. Scheren een 40 mm x 30 mm ruimte boven de buik van boven de lies aan het borstbeen.
    4. Scheren een 30 mm x 20 mm ruimte boven het voorhoofd, posterieur van de ogen en anterior aan de oren.
    5. Ontsmet de twee geschoren gebieden. Voor het voorhoofd gebied te desinfecteren met 10% driemaal povidonjood (vermijd het gebruik van alcohol op basis van ontsmettingsmiddelen voor in de buurt van het oog, die in overeenstemming met de Standard of Practice uitgevoerd door de Vereniging van Chirurgische Technologen ingesteld). Over de buik desinfecteren met 10% povidonjood en 70% ethanol.
    6. Breng 1 druppel proxymetacaïne het hoornvlies extra topicale anesthesie.
    7. Breng 1 druppel natriumcarboxymethylcellulose aan het hoornvlies om uitdroging van de ogen te voorkomen.
  2. chirurgische implantatie
    1. Maak een 10 mm incisieop de kop langs de verticale middellijn tussen de oren met een chirurgische scalpel.
    2. Wordt 5 mm insnijding op het abdomen door de huidlaag over de middellijn onder het borstbeen.
    3. Tunnel een 5 mm diameter canule subcutaan uit de buik incisie op het hoofd incisie.
    4. Voer de elektrodedraden (3 actieve en inactieve 3) van de zender door de canule uit de buik tot het hoofd.
    5. Laat de referentie-elektrode met de zender basis en hebben betrekking op de elektrode tip met aseptische gaas.
    6. Bedek de elektrode tips (3 actieve en inactieve 3) met aseptische gaas.
    7. Beveilig het hoofd van de rat een stereotaxische platform.
    8. Verleng het voorhoofd incisie tot 30mm in de lengte met chirurgische schaar.
    9. Expose chirurgische gebied door het terugtrekken van losse huid met 2 hechtingen (3-0) bij ~ 3 en 09:00.
    10. Schraap het periost bovenop de schedel met behulp van gesteriliseerde gaas om bregma, lambda en middellijn hechtingen bloot te leggen.
    11. Boor twee gaten door de schedel op de VEP actief (7 mm ventraal naar bregma 3 mm lateraal van middellijn) en inactieve (5 mm rostraal van bregma op de middenlijn) stereotaxische coördinaten.
    12. Bevestig VEP actieve en inactieve elektroden vooraf aangebrachte roestvrij stalen schroeven (diameter van 0,7 mm, lengte 3 mm) naar de schedel met een kleine schroevendraaier naar ~ 1 mm diep in de premade gaten. Dit verankert de schroef aan het bot zonder de onderliggende corticale weefsel.
    13. Om implanteren de ERG actieve elektroden maken gebruik van een 8-0 hechtdraad aan het bovenste ooglid tijdelijk intrekken.
    14. Steek een 16-21 G canule subcutaan van achter het oog door de superieure conjunctivale fornix.
    15. Verwijder de leidende naald.
    16. Voer de actieve elektrode door de verkorte plastic katheter van het voorhoofd naar het oog. Verwijder vervolgens de plastic catheter.
    17. Gebruik een tijdelijke hechting (8-0), die is geregen door de elektrode lus, het voorkomen elecvertrad uit terugtrekken terug in de tunnel.
    18. Maak een 0,5 mm incisie op de superieure bindvlies op 12 uur, 1 mm achter de limbus. Gebruik stompe dissectie van de onderliggende sclera bloot te leggen.
    19. Implanteren van een 8-0 of 9-0 hechtdraad direct achter de limbus op halve sclerale dikte.
    20. Verwijder tijdelijke hechtdraad uit ERG actieve elektrode.
    21. Verankeren van de ERG actieve elektrode naar de halve sclerale dikte hechtdraad door koppelverkoop 3 opeenvolgende knopen zorgen voor de punt van de elektrode ligt dicht bij de limbus.
    22. Sluit de conjunctivale flap behulp 1-2 onderbroken hechtingen (8-0 9 - 0). Zorg ervoor dat het bindvlies volledig bedekt de ERG elektrode om het comfort te verbeteren.
    23. Verwijder het ooglid terugtrekken hechtdraad.
    24. Herhaal de procedure voor de contralaterale oog.
    25. Solliciteer cyanoacrylaat gel over de schedel volledig roestvrij schroeven en elektrodedraden te beveiligen. Zorg ervoor dat de ERG actieve elektroden zijn niet te strak getrokken voor bevestiging aan enstaat oogbewegingen.
    26. Sluit de hoofdwond met een niet-absorbeerbare 3-0 hechtdraad.
    27. Draai knaagdier te buikstreek bloot te leggen. Verleng de abdominale huid incisie 40 mm langs de linea alba met chirurgische schaar.
    28. Wordt 35 mm ingesneden binnenwand spierwand de inwendige buikholte bloot.
    29. Met behulp van twee hechtingen (3-0) bevestig de zender lichaam naar de rechter binnenwand buikwand van het dier. Vermijd contact opnemen met de lever.
    30. Loop de grond elektrode en veilig in deze vorm met een hechtdraad (3-0). Plaats deze vrij drijvend in de buikholte.
    31. Sluit het peritoneum met een continue hechting (3-0).
    32. Sluit de incisie in de huid met behulp van onderbroken hechtingen (3-0).
  3. Post-operatieve zorg
    1. Bewaak het dier totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven. House het dier afzonderlijk na de operatie.
    2. Dien carprofen subcutaan analgesie (5 mg / kg) eenmaal per dag gedurende 4 dagen.
    3. Voeg profylactisch orale antibiotica (Enrofloxin, 5 mg / kg) aan het drinkwater gedurende 7 dagen na de operatie.
    4. Breng een anti-inflammatoire zalf huid incisie sites irritatie voor de eerste 7 dagen na de operatie.

3. Gedrag ERG en VEP Recordings in Conscious Rats

  1. Donker dier aan te passen voor 12 uur vóór ERG en VEP opnamen
  2. Voeren alle experimentele manipulaties onder dim rode verlichting (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
  3. Toepassen topicale anesthesie (0,5% proxymetacaïne) en verwijden (0,5% tropicamide) daalt tot het hoornvlies.
  4. Leid de bewuste knaagdier in een op maat gemaakte, heldere weerhouder.
    Noot: De lengte van deze plastic buis kan worden aangepast aan verschillende afmetingen ratten ontvangen met de totale diameter van 60 mm bevestigd. Het vooreinde van de inrichting taps naar head mo minimaliserenkenheid en bevat perforaties normale ademhaling mogelijk. Deze tapse voorste maakt aanpassing en stabilisatie van hoofd en de ogen van de rat naar de opening van de Ganzfeld bol. Merk op dat de knaagdieren is geacclimatiseerd aan de demper (3-5 keer) voor de operatie.
  5. Plaats het knaagdier voor de Ganzfeld kom met de ogen uitgelijnd met de opening van de kom.
  6. Zet inwonende zender door het passeren van een magneet op ~ 5 cm van de zender. Controleer of de zender is ingeschakeld door het controleren van de LED-status licht op de ontvanger basis.
  7. Verzamel signalen over een reeks lichtgevende energie (dat wil zeggen -5,6 tot 1,52 log cd.sm -2) zoals eerder 21 beschreven. In het kort, gemiddeld meer signalen op de dimmer lichtniveaus (~ 80 herhalingen) en minder bij de heldere lichtgevende energieën (~ 1 herhaling). Geleidelijk aan het verlengen van de interstimulus interval 1-180 seconden van zwakste naar de helderste lichtniveau.
  8. Om de ERG stang te isolerenen kegel reacties maken gebruik van een twin-flash paradigma 8. Bijvoorbeeld, initiëren twee knippert met 1,52 log cd.sm -2 met een 500 msec inter-stimulus interval in-between.
  9. Om VEP signalen, gemiddeld 20 herhalingen op te nemen met de heldere lichtgevende energieën (dat wil zeggen, 1,52 log cd.sm -2, 5 sec inter-stimulus interval).
  10. Om implantaat stabiliteit, die wordt bepaald door het signaal variabiliteit in de tijd te evalueren, voeren ERG en VEP opnames 7, 10, 14, 21 en 28 dagen na de ingreep.
  11. Volgende experimentele periode euthanize ratten via intracardiale injectie van pentobarbiturate (1,5 ml / kg) na ketamine: xylazine (12: 1 mg / kg).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De fotoreceptor reactie wordt geanalyseerd door het aanbrengen van een vertraagde Gaussische aan de voorrand van het eerste neergaande tak van de ERG respons boven 2 lichtgevende energie (1,20, 1,52 log csm -2) per dier, naar het voorbeeld van Lamb and Pugh 22, geformuleerd door Hood en Birch 23. Deze formule geeft een amplitude en een gevoeligheid parameter (figuur 1C en 1D, respectievelijk). Een hyperbolische functie is...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Door de minimaal invasieve karakter van visuele elektrofysiologie worden ERG en VEP recordings in menselijke patiënten uitgevoerd onder bewuste gevallen en vereisen het gebruik van topische anesthetica voor elektrodeplaatsing. Daarentegen wordt visueel elektrofysiologie in diermodellen gewoonlijk uitgevoerd onder algemene anesthesie stabiele plaatsing van de elektroden mogelijk door het elimineren vrijwillige oog en lichaamsbewegingen. Echter, veel gebruikte algemene anesthetica veranderen de ERG en VEP reacties zoals b...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

RG en RF zijn werknemers van de commerciële financier van dit onderzoek (Pfizer Neusentis en Pfizer Global Research). MI was een werknemer van Pfizer Global Research tijdens dit onderzoek en is momenteel een werknemer van Proteostasis Therapeutics (Cambridge, VS).

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JC wil de David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne danken voor de financiële ondersteuning bij het schrijven van dit manuscript. Financiering voor dit project werd verstrekt door een ARC Linkage-subsidie 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BioamplifierADInstrumentsML 135Versterkt ERG- en VEP-signalen
Carboxymethylcellulose natrium 1,0%AllerganCAS 0009000-11-7Onderhoud van de hoornvlieshydratatie tijdens de chirurgie
Carprofen 0,5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Pijnstilling na de operatie, gegeven met injecteerbaar zout voor vochtopvulling
Chlorhexadine 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Desinfectie van chirurgisch instrument
Cyanoacrylaatgel activatorRS components473-439Sneldrogende cyanoacrylaatgel
Cyanocrylaat gel RS components473-423Bevestig roestvrijstalen schroeven op de schedel
TandboorStorz Instruments, Bausch and LombE0824AMiniatuur boorkop van ~ 0,7 mm diameter voor het maken van een klein gaatje in de schedel boven elk halfrond om VEP-schroeven te implanteren
BoorBoschDremel 300 seriesAutomatische boor voor trepanatie
EnrofloxacineTroy LaboratoriesProfylactisch antibioticum na de operatie
Ganzfeld integrerende bolPhotometric Solutions InternationalOp maat ontworpen lichtstimulator: 36 mm diameter, 13 cm openingsgrootte
GaasjesMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BDroogt chirurgische incisie en blootgestelde schedeloppervlakte tijdens de chirurgie
Isofluraan 99,9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Merknaam: Isoflo(TM) Inhalatieanestheticum. Farmaceutische kwaliteit inhalatieanestheticum gemengd met zuurstofgas voor VEP-elektrode-implantatiechirurgie
Kenacomb-zalfAspen Pharma Pty LtdOm huidirritatie en jeuk na de operatie te verminderen
Luxeon LED'sPhillips Lighting Co.Voor lichtstimulatie, twintig 5 W en een 1 W LED's, bediend door Scope-software
Naald (macrochirurgie)World Precision Instruments501959voor het naaien van buik- en hoofdchirurgie, gebruikt met 3 - 0 naald, oognaald, snijkant 5/16 cirkel Maat 1, 15 mm
Naaldhaak (macrochirurgie)World Precision Instruments500224Om de naald vast te houden tijdens buik- en hoofdchirurgie
Naaldhaak (microchirurgie)World Precision Instruments555419NTOm de naald vast te houden tijdens oogchirurgie
Optiva katheterSmiths Medical International LTD16 of 21 GLeidt actieve hoornvlieselektroden van de schedel naar de conjunctiva
Povidonjodium 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Merknaam: Betadine, Antisepticum om de geschoren huid voor te bereiden op de chirurgie 10%, 500 ml
Powerlab data-acquisitiesysteemADInstrumentsML 785Verzamelt signaal van telemetrie-zender, gekoppeld aan telemetrie-gegevensconverter
Proxymetacaine 0,5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Topische oculaire analgese
Beugelop maat gemaaktVoorkant van de beugel is taps toelopend om hoofdbeweging te minimaliseren, lengte kan worden aangepast om verschillende ratlengte te accommoderen, totale diameter is 60 mm. 
MesbladR.G. Medical SuppliesSNSM0206Voor chirurgische incisie
Schaar (macrochirurgie)World Precision Instruments501225voor het snijden van weefsel op de buik en voorhoofd
Schaar (microchirurgie)World Precision Instruments501232Om de conjunctiva te disseceren voor het bevestigen van elektroden
Scope SoftwareADInstrumentsversie 3.7.6Activeert tegelijkertijd het stimulus via het ADI Powerlab-systeem en verzamelt gegevens
SchererOsterGolden A5Verschaaf het haar van chirurgische gebieden
Roestvrijstalen schroeven MicroFastenersL001.003CS3040,7 mm asdiameter, 3 mm lang 
Stereotaxische frameDavid KopfModel 900Een stereotaxisch instrument voor kleine dieren voor het lokaliseren van de implantatielandmerken op de schedel
Chirurgisch schermVital Medical SuppliesGM29-612EEZorgt voor een steriele omgeving tijdens de operatie
Naad (macrochirurgie)Ninbo medical needles3-0voor het naaien van buik- en hoofdchirurgie, steriele zijde, 60 cm
Naaldnaald (microchirurgie)Ninbo medical needles8-0 of 9-0voor oogchirurgie inclusief, het naaien van elektrode op de sclera en het sluiten van wond in de conjunctiva, nylonnaald, 3/8 cirkel 1 × 5, 30 cm
Telemetriegegevensconverter DataSciences InternationalR08laat het telemetriesignaal interfacen met gegevensverzamelsoftware
Telemetrie gegevensuitwisselingsmatrixDataSciences InternationalVerzamelt gegevens van zenders, koppel met ontvanger
TelemetriegegevensontvangerDataSciences InternationalRPC-1Ontvangt telemetriegegevens van zender
TelemetriezenderDataSciences InternationalF50-EEE3-kanaals telemetriezender
Tropicamide 0,5%Alcon Laboratories Irisdilatatie
Pincet (macrochirurgie)World Precision Instruments500092Manipuleren van weefsels tijdens buik- en hoofdchirurgie
Pincet (microchirurgie)World Precision Instruments500342Manipuleren van weefsels tijdens oogchirurgie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172(2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Draadloze telemetrieelektrode implantatiesubconjunctivale elektrodeepidurale elektrodesignaalstabiliteitanesthesievrije registratieretinaal functioneren

Gerelateerde artikelen