Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control van een vrij Flying Beetle (

12.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54260

⸱

2 september 2016

 , 
1School of Mechanical and Aerospace Engineering, Nanyang Technological University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft het proces van het construeren van een insect-machine hybride systeem en het uitvoeren van draadloze elektrische stimulatie van de vliegspieren die nodig zijn om de draaibeweging van een vliegende insect te besturen.

Samenvatting

De opkomst van radio-compatibele digitale elektronische apparaten is het gebruik van kleine draadloze neuromusculaire recorders en stimulatoren gevraagd voor het bestuderen van in-flight insect gedrag. Deze technologie maakt de ontwikkeling van een insect-machine hybride systeem met een levende insecten platform beschreven in dit protocol. Bovendien is dit protocol geeft de systeemconfiguratie en vrije vlucht experimentele procedures voor evaluatie van de functie van de vliegspieren per ongebonden insect. Voor de demonstratie, gericht we de derde oksel skleriet (3AX) spier te beheersen en het bereiken van links of rechts draaien van een vliegende kever. Een dunne zilverdraad elektrode geïmplanteerd op de 3AX spier aan weerskanten van de kever. Deze zijn verbonden met de uitgangen van een draadloze rugzak (dwz een neuromusculaire elektrische stimulator) aangebracht op de pronotum van de kever. De spier werd gestimuleerd vrije vlucht door afwisselend de stimulatie zijde (links of rechts) of het variëren van de stimulation frequentie. De kever wendde zich tot de ipsilaterale kant wanneer de spier werd gestimuleerd en vertoonden een graded reactie op een toenemende frequentie. De implantatie proces en het volume kalibratie van de 3-dimensionale motion capture camera systeem moet met zorg worden uitgevoerd om te voorkomen dat schade aan de spieren en het verliezen van spoor van de markering, respectievelijk. Deze methode is zeer gunstig voor insectenvlucht bestuderen, aangezien het helpt om de functies van de vlucht spier van belang onthullen vrije vlucht.

Inleiding

Een hybride systeem van insect en machine, vaak aangeduid als een cyborginsect of biobot, is de fusie van een levend insectplatform met een gemonteerde miniatuur elektronische apparaat. Het elektronische apparaat, dat draadloos wordt aangestuurd door een externe gebruiker, geeft een elektrisch signaal af om neuromusculaire sites in het insect elektrisch te stimuleren via geïmplanteerde draadelektroden om door de gebruiker gewenste motorische acties en gedragingen te induceren. In de vroege stadia van dit onderzoeksgebied waren onderzoekers beperkt tot het uitvoeren van draadloze registratie van de spieractiviteit van een insect, met behulp van eenvoudige analoge circuits bestaande uit oppervlaktegemonteerde componenten1-3. De ontwikkeling van system-on-a-chip technologie met radiofrequentiefunctionaliteit maakte niet alleen de draadloze registratie van neuromusculaire signalen mogelijk, maar ook de elektrische stimulatie van de neuromusculaire sites in levende insecten. Op dit moment is een ingebouwde radiomicrocontroller klein genoeg om op levende insecten te worden gemonteerd zonder enige obstructie van hun voortbeweging4-13.

De ontwikkeling van de ingebouwde radiomicrocontroller stelt onderzoekers in staat om elektrische stimulatieprotocollen te bepalen om gewenste motorische acties te induceren om de voortbeweging van het insect van belang te controleren. Op de grond hebben onderzoekers het lopen van kakkerlakken4,12,14, spinnen15 en kevers16,17 gedemonstreerd door de neuromusculaire sites te stimuleren. In de lucht werden de initiatie en stopzetting van vlucht bereikt met behulp van verschillende methoden, zoals de stimulatie van de optische lobben (de massieve neurale cluster van een samengesteld oog) bij kevers7,9 en hersensubregio's bij bijen18, terwijl de draaisturing werd gedemonstreerd door de antenne spieren en het zenuwstelsel van de buik te stimuleren bij motten11,19 en de vliegspieren van kevers7,9,13. In de meeste gevallen werd een ingebouwde radiomicrocontroller geïntegreerd op een op maat ontworpen printplaat om een miniatuur draadloze stimulator (rugzak) te produceren, die op het insect van belang werd gemonteerd. Dit maakt het mogelijk om draadloze elektrische stimulatie toe te passen op een vrij lopend of vliegend insect. Een dergelijk insect met een gemonteerde microcontroller wordt aangeduid als een insect-machine hybride systeem.

Deze studie beschrijft de experimentele protocollen voor het bouwen van een insect-machine hybride systeem, waarbij een levende kever wordt gebruikt als het insectplatform, en geeft instructies over hoe de robot te bedienen en zijn vluchtcontrolesystemen te testen. De derde axillaire scleriet (3Ax) spier werd gekozen als de spier van belang voor elektrische stimulatie en demonstratie van links- of rechtsdraairegeling13. Een paar dunne zilveren draadelektroden werd geïmplanteerd in zowel de linker- als rechter 3Ax spieren. Bovendien werd een rugzak op de levende kever gemonteerd. De andere uiteinden van de draadelektrode werden aangesloten op de uitgangspen van de microcontroller. De rugzak was klein genoeg voor de kever om tijdens de vlucht te dragen. Dit stelt een experimentator in staat om op afstand de spier van belang van een insect in vrije vlucht te stimuleren en zijn reacties op de stimulaties te onderzoeken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Studie Animal

  1. Achter individuele Mecynorrhina torquata kevers (6 cm, 8 g) in een aparte plastic containers met houtpellets beddengoed.
  2. Voed elke kever een kopje suiker gelei (12 ml) om de 3 dagen.
  3. Houd de temperatuur en vochtigheid van de kweek kamer bij 25 ° C en 60%, respectievelijk.
  4. Test de vlucht vermogen van elk kever voordat het implanteren van dunne draad elektroden.
    1. Voorzichtig gooi een kever in de lucht. Als de kever kan vliegen voor langer dan 10 seconden gedurende 5 opeenvolgende studies concluderen dat de kever heeft regelmatig vlucht mogelijkheden en maken gebruik van deze voor de volgende vlucht experimenten. Om de kever te heroveren, schakel alle lichten in de kamer om het donker te maken. Dit zorgt ervoor dat de kever op de vlucht te beëindigen.
      Opmerking: Een kever begint spontaan weg te vliegen wanneer ze vrijkomen in de lucht. Het is beter om de vlucht experimenten in een grote gesloten ruimte zoals die getoond in figuur 1 (16 x 8 x 4 m 3 met een motion capture ruimte van 12,5 x 8 x 4 m 3), een vliegende kever beweegt zeer snel (ongeveer 3-5 m / sec) en trekt grote bogen bij het ​​draaien in de lucht.

2. Electrode Implantatie

  1. Verdoven de kever door het plaatsen van het in een plastic container gevuld met CO 2 voor 1 min 13,16,20-24.
  2. Verzachten tandheelkundige wax door dompelen in heet water gedurende 10 sec. Plaats de verdoofde kever op een houten blok en immobiliseren het met de zachte tandheelkundige wax. De tandheelkundige wax nature koelt en stolt binnen een paar minuten.
  3. Cut geïsoleerde zilveren draden (127 urn bare diameter, 178 urn diameter wanneer bekleed met perfluoralkoxy) in lengten van 25 mm als dunne draadelektroden gebruikt voor implantatie.
  4. Expose 3 mm kale silver door vlammende de isolator aan beide uiteinden van elke draad.
  5. Ontleden de bovenkant van cuticula de kever met behulp van een fijne punt schaar een sma creërenll raam van ongeveer 4 x 4 mm op metepisternum (figuur 2c). Opmerking: Een lichtbruin gekleurde cuticula wordt vervolgens blootgesteld, zoals getoond in figuren 2c - e. De 3AX spier bevindt zich onder de zachte nagelriemen.
  6. Pierce twee gaten op de blootgestelde bruine cuticula met een insect pin (maat 00) met een afstand van 2 mm tussen de twee gaten (Figuur 2d).
  7. Plaats twee draadelektroden (inclusief één actief en één retourelektroden bereid in stap 2,4) voorzichtig door de gaten en implanteren ze in elk 3AX spier op een diepte van 3 mm.
  8. Zet de geïmplanteerde elektroden en houd ze op hun plaats om contact en kortsluitingen te vermijden door het droppen van gesmolten bijenwas op de gaten. Indien nodig, reflow de bijenwas over de cuticula door het aanraken van de bijenwas met de punt van een hete soldeerbout. De bijenwas snel stolt en versterkt de implantatie.
    Opmerking: Om te controleren of de implantatie correct is, de dekschilden van de bietenle kan worden om de beweging van de spieren 3AX observeren tijdens elektrische stimulering.

3. Draadloze Backpack Assembly

Noot: De rugzak bestond uit een ingebouwde radio microcontroller op een gelaagde 4 FR-4 board (1,6 x 1,6 cm 2). De rugzak werd aangedreven door een lithium-polymeer microbatterij (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). De totale massa van de rugzak met de batterij was 1,2 ± 0,26 g die kleiner is dan het laadvermogen van de kever (30% van 10 g lichaamsgewicht). De rugzak werd voorgeprogrammeerd om draadloze communicatie te ontvangen en had twee uitgangskanalen.

  1. Reinig het pronotum oppervlak (verwijder de waslaag op de cuticula) met dubbelzijdig tape. Maak dan de rugzak op de pronotum van de kever met een stukje dubbelzijdige tape.
  2. Sluit de uiteinden van de geïmplanteerde elektroden op de uitgangen van de rugzak.
  3. Wikkel retroreflecterende tape rond de MicroBattery om een ​​markering te produceren for motion capture camera's op te sporen.
  4. Bevestig de microbatterij naar de top van de rugzak met een stukje dubbelzijdig plakband zodat de retroreflecterende tape door beweging capture camera kunnen worden gedetecteerd.

4. Wireless Control System

Opmerking: In dit geval is de term draadloze besturing is voorzien van een ontvanger voor de afstandsbediening, een laptop computer aan de aangepaste flight control software te draaien, een basisstation, de rugzak en de motion capture systeem.

  1. Sluit het basisstation en de ontvanger van de afstandsbediening om de laptop computer via USB-poorten.
  2. Schakel de motion capture-systeem en sluit deze aan op de laptop computer via een Ethernet-poort.
  3. Voer volume kalibratie door zwaaiend met de kalibratie toverstokje (verstrekt door de leverancier gezelschap van de motion capture-systeem) volledig te dekken van de motion capture ruimte.
    1. Open de motion capture software van de desktop van de laptop. Klik en drag om alle camera's te selecteren in het menu "Systeem" van de "Resources" panel.
    2. Klik op het menu "3D Perspectief" en selecteer "Camera" om naar de camera te bekijken. Klik op het tabblad "Camera" op de "Tools" paneel om de kalibratie setup te laten zien. Klik op "Start" op de "Create Camera Maskers" menu om het geluid van de camera's weg te nemen en vervolgens "Stop" na de ruis wordt gemaskeerd in blauw.
    3. Klik op en selecteer "5 Marker Wand & L-Frame" in het menu "Wand" en het menu "L-Frame" op het tabblad "Camera". Stel de "Wand Count" tot 2500, klikt u op "Start" op het menu "Calibrate camera's", en zwaaien de kalibratie staf door de hele motion capture ruimte. De kalibratie proces stopt als de staf telling 2500 bereikt.
    4. Herhaal het kalibratieproces als beeldfoutbronnen (onderaan de tab "camera" van het panel "Tools") hoger is dan 0,3 fof een camera. Na het kalibreren, zet de staf op de vloer in het midden van de motion capture ruimte en klik op "Start" op het menu "Set Volume Origin" naar de oorsprong van de motion capture ruimte in te stellen.
  4. Controleer de dekking van het motion capture systeem met behulp van een dummy-test om de beweging pad van een marker zwaaide door een gebruiker in de motion capture ruimte opnemen en bevestigen of de markering wordt gedetecteerd en gevolgd. Als de markering vaak verloren gaat tijdens de detectie, herhaal volume kalibratie totdat de dummy-test slaagt.
    1. Klik op het tabblad 'Capture' op de "Tools" paneel en vervolgens op "Start" op het menu "Capture" voordat zwaaiend met de sample marker door de hele motion capture ruimte om zijn baan op te nemen.
    2. Na de opname, klikt u op "Voert de Reconstruct pijplijn" om de posities van de marker te reconstrueren en controleer de kwaliteit van de opname.
  5. Sluit de klemmen van de microbde kracht pinnen van de rugzak CCU (in stap 3.4 bevestigd aan de rugzak).
  6. Test de draadloze communicatie tussen de laptop en de rugzak met behulp van de aangepaste flight control software. Klik op de opdracht "Start" op de software en controleer de weergegeven status van de verbinding.

5. Vrije Vlucht Experiment

  1. Het uitvoeren van de vrije vlucht experiment in een vlucht arena meet 16 x 8 x 4 m 3.
  2. Voer de juiste parameters om de vlucht control software (voltage, pulsbreedte, frequentie en duur van de stimulatie). Opmerking: Voor demonstratie, we bevestigd de spanning 3 V, pulsbreedte 3 msec, en de duur stimulatie 1 sec en varieerde de frequentie 60-100 Hz.
    1. Op de software-scherm, type 3 voor 3 V in het vak "Voltage", 1.000 voor 1000 msec in de "Stimulation Duur" box, 3 voor 3 ms in het vak "Pulse Width" en een gewenste frequentie in Hz in de " Frequency "box on het commando venster.
  3. Laat de rugzak bevestigd kever in de lucht waardoor het vrij binnen de vlucht arena vliegen. Handmatig te activeren de stimulatie als de kever komt in de motion capture ruimte. Druk op de juiste opdracht knop (links of rechts) op de afstandsbediening om het doel spieren te stimuleren aan de linker- of rechterkant van de kever.
    Let op: Zodra de knop wordt ingedrukt, de flight control software die draait op de laptop genereert het commando en stuurt het naar de rugzak. De rugzak voert vervolgens de elektrische prikkel om de spier van belang (links of rechts).
  4. Let op de reactie van de kever in real time tijdens de stimulatie en reconstrueren van de gegevens met behulp van 3D-grafische software.
    1. Selecteer een van de proeven zijn opgenomen in de lijst met gegevens van het venster "Beetle Display" en klik op "Export Panda" om de gegevens van dat proces naar de map analyse te kopiëren en de 3D-grafische module.
    2. Druk op de "N" ophet toetsenbord om de stimulus signaal te combineren met het opgenomen van de bal. Op I aan de baan van de kever met de gemarkeerde perioden stimulatie vertonen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De elektrode implantatieprocedure is weergegeven in figuur 2 dunne zilverdraad elektroden werden geïmplanteerd in de 3AX spier van de kever door kleine gaten gemaakt op de zachte opperhuid op de spier (figuren 2d - e).. Deze zachte opperhuid is zojuist boven de apodema van de basalar spieren na het verwijderen van het voorste deel van de metepisternum (figuren 2d - c). De elektroden werden vervolgens vas...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het implantatieproces is belangrijk omdat het de betrouwbaarheid van het experiment beïnvloedt. De elektroden moeten in de spier worden geplaatst op een diepte van 3 mm of minder, afhankelijk van de grootte van de kever (vermijden van contact met nabijgelegen spieren). Als de elektroden raken de spieren in de buurt, kunnen ongewenste motorische handelingen en gedragingen voordoen als gevolg van de inkrimping van de nabijgelegen spieren. De twee elektroden moeten goed worden afgestemd dat er geen kortsluiting optreedt. B...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen belangenconflicten zijn.

Dankbetuigingen

Dit materiaal is gebaseerd op de werken die worden ondersteund door Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (The Japan Science and Technology Agency) gezamenlijke subsidie (M4070198) en Singapore Ministry of Education (MOE2013-T2-2-049). De auteurs willen de heer Roger Tan Kay Chia, Prof. Low Kin Huat, de heer Poon Kee Chun, de heer Chew Hock See, de heer Lam Kim Kheong en Dr. Mao Shixin van de School of MAE bedanken voor hun ondersteuning bij het opzetten en onderhouden van de onderzoeksfaciliteiten. De auteurs danken Prof. Michel Maharbiz (U.C. Berkeley) voor zijn advies en discussie, Prof. Kris Pister en zijn groep (U.C. Berkeley) voor hun ondersteuning bij het verstrekken van de GINA die in dit onderzoek is gebruikt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Mecynorrhina torquata keverKoninkrijk van Kever Taiwan10 g, 8 cm, laadvermogen is 30% van de lichaamsmassa
Goedkeuring van import en gebruik door Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS-code: 01069000, productcode: ALV002).
Draadloze rugzakstimulatorOp maatTI CC2431 microcontroller
Het bord is op maat gemaakt op basis van de GINA-bord van Prof. Kris Pister’s lab. De lay-out van het GINA-bord is te vinden op    https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA
Wii-afstandsbedieningNintendoBluetooth-afstandsbediening om de opdracht naar de laptop van de operator te sturen
BeetleCommander v1.8Op maat. Maharbiz-groep bij UC Berkeley en Sato-groep bij NTUDe draadloze communicatie van de rugzak en de laptop van de operator tot stand brengen. De stimulatieparameters configureren en de positionele gegevens loggen. De vluchtgegevens visualiseren.
GINA-basisstationKris Pister-groep bij UC BerkeleyTI MSP430F2618 en AT86RF231
BewegingsregistratiesysteemVICONT1608 camera's voor een vliegarena van 12,5 m x 8 m x 4 m
BewegingsregistratiesysteemVICONT40s12 camera's voor een vliegarena van 12,5 x 8 x 4 m
MicrobatterijFullriver 201013HS10C 3,7V, 10 mAh
Retro reflecterend tapeReflexiteV92-1549-010150V92 reflecterend tape, zilveren kleur
PFA-geïsoleerde zilverdraad A-M systemen786000127 µm ongecoat, 177,8 µm gecoat, 3 mm ongecoat zilvervlammetje blootgesteld aan de punten
SMT Micro Header SAMTECFTSH-110-01-L-DV0,3 mm x 6 mm, gebogen om een 3 mm lange schuifregelaar te maken om de elektrode in de PCB-header te bevestigen.
BijenwasDe elektroden bevestigen
TandartswasVertexDe kever immobiliseren
InsectpinROBOZRS-6082-30Grootte  00; 0,3 mm Staafdiameter; 0,03 mm tipbreedte; 38 mm Lengte 
Maak elektrodegeleidelijk gaatjes op de cuticula
PincetDUMONTRS-5015Patroon #5;.05 mm x.01 mm Tipgrootte; 110 mm Lengte
Dissected en implantatie
SchaarROBOZRS-5620Vannas Micro Dissected Spring Scissors; Recht; 3mm Snijsnijder; 0,1 mm Tipbreedte; 3" Totale lengte 
Dissected en implantatie
Draagbaar soldeerboutDAIYODS241Reflow bijenwas
Hotplate CORNINGPC-400DBijenwas en tandwas smelten
FluorescentielampPhilipsTL5 14WVerlicht de hele vliegarena met 30 panelen (60 x 60 cm2). Elk paneel heeft 3 lampen.
14 W, 549 mm x 17 mm 

Referenties

  1. Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust. J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).
  2. Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria. J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).
  3. Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).
  4. Sanchez, C. J., et al. Locomotion control of hybrid cockroach robots. J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).
  5. Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. IEEE 21st International Conference on Micro Electro Mechanical Systems, , 164-167 (2008).
  6. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots. IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).
  7. Sato, H., et al. Remote Radio Control of Insect Flight. Front. Neurosci. 3, (2009).
  8. Daly, D. C., et al. A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control. IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).
  9. Maharbiz, M. M., Sato, H. Cyborg Beetles. Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).
  10. Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 39-42 (2010).
  11. Hinterwirth, A. J., et al. Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes. PloS ONE. 7 (12), (2012).
  12. Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. Engineering in Medicine and Biology Society (EMBC), 2013 35th Annual International Conference of the IEEE, , 1470-1473 (2013).
  13. Sato, H., et al. Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation. Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).
  14. Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot. PLoS ONE. 10 (8), e0134348(2015).
  15. Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. Control & Automation (ICCA), 11th IEEE International Conference, , 128-132 (2014).
  16. Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. Robotics and Automation (ICRA), 2015 IEEE International Conference, , 4576-4582 (2015).
  17. Cao, F., et al. A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles. PLoS ONE. 9 (8), e105389(2014).
  18. Zhao, H., et al. Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation. PLoS ONE. 9 (11), e113012(2014).
  19. Tsang, W. M., et al. Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).
  20. Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).
  21. Cooper, J. E. Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates. ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).
  22. Miller, T. A. Insect neurophysiological techniques. , Springer Science & Business Media. (2012).
  23. Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , (2013).
  24. Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , Blackwell Publishing Ltd. 75-80 (2008).
  25. Mischiati, M., et al. Internal models direct dragonfly interception steering. Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).
  26. Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity. J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).
  27. Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).
  28. Sato, H., Maharbiz, M. M. Recent developments in the remote radio control of insect flight. Front. Neurosci. 4, (2010).
  29. Tien Van, T., et al. Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation. Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021(2012).
  30. Sane, S. P., Dickinson, M. H. The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production. J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).
  31. de Croon, G. C., et al. Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly. Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003(2012).
  32. Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot. Science. 340 (6132), 603-607 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Draadloze elektrische stimulatiespier van het derde axillaire sclerietneuromusculaire stimulatormotion capture systeemfunctie van vliegspierenimplantatie van elektrodenexperiment in vliegarena
Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control van een vrij Flying Beetle (
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.