Methodenartikel

Creatie en transplantatie van een blad van de stamcel adipeus afkomstige (ASC) in een diabetische wondgenezing Model

10.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54539

⸱

4 augustus 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Diabetic Center, Tokyo Women's Medical University School of Medicine, 2The Institute of Advanced Biomedical Engineering and Science, Tokyo Women's Medical University, 3The Department of Anatomy and Developmental Biology, Tokyo Women's Medical University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Adipeus-afgeleide cellen van de stam (ASC's) gemakkelijk kunnen worden geïsoleerd en geoogst van het vet van de normale ratten. ASC bladen kunnen worden gemaakt met behulp van cellaag engineering en in Zucker vette diabetesratten exposeren full-dikte huid gebreken met blootgestelde bot en vervolgens bedekt met een dubbelgelaagde van kunstmatige huid kunnen worden getransplanteerd.

Samenvatting

Kunstmatige huid heeft bereikt aanzienlijke therapeutische resultaten in de klinische praktijk. Kunstmatige huid behandelingen voor wonden bij diabetische patiënten met belemmerde doorbloeding of grote wonden kunnen echter worden verlengd. Cel-gebaseerde therapieën zijn verschenen als een nieuwe techniek voor de behandeling van diabetische ulcera, en cellaag techniek is de werkzaamheid van cel transplantatie verbeterd. Een aantal verslagen hebben gesuggereerd dat adipeus afkomstige stamcellen (ASC's), een soort mesenchymale stromale cellen (MSC), vertonen therapeutisch potentieel als gevolg van hun relatieve overvloed in vetweefsel en hun toegankelijkheid voor collectie in vergelijking met MSCs van andere weefsels. Daarom, ASC's lijken te zijn een goede bron van stamcellen voor therapeutische doeleinden. In deze studie, werden ASC bladen van de epididymaire obesitas vet van normale Lewis ratten gemaakt met behulp van temperatuur-responsieve cultuur gerechten en normale kweekmedium dat ascorbinezuur. De bladen van ASC in Zucker diabetische vetzuren (ZDF) ratten werden getransplanteerd, een rat model van type 2 diabetes en obesitas, die vertonen verminderde wondheling. Een wond is gemaakt op de achterste craniale oppervlak, ASC bladen waren getransplanteerde in de wond en een dubbelgelaagde kunstmatige huid werd gebruikt ter dekking van de bladen. ZDF ratten die ASC bladen ontvangen had beter wondgenezing dan ZDF ratten zonder de transplantatie van ASC bladen. Deze aanpak was beperkt omdat ASC bladen gevoelig voor droge omstandigheden zijn, die het onderhoud van een vochtige wond-omgeving. Daarom, kunstmatige huid werd gebruikt ter dekking van het ASC blad om te voorkomen dat het drogen. Allogene transplantatie van ASC bladen in combinatie met kunstmatige huid kan ook gelden voor andere hardnekkige zweren of brandwonden, zoals die waargenomen met perifere arteriële ziekte en ziekte van collageen, en kan worden toegediend aan patiënten die ondervoed zijn of zijn het gebruik van steroïden. Deze behandeling zou dus de eerste stap naar verbetering van de therapeutische opties voor diabetische wond genezing.

Inleiding

De bevolking van diabetische patiënten wereldwijd groeit en bereikt 400 miljoen in 20151; naar schatting 15-25% van de patiënten met diabetes zijn in gevaar van de progressie van een lagere-extremiteit diabetische Ulcus2. Lager-extremiteit diabetische ulcera zijn hardnekkig en wellicht een therapeutische langdurig met revalidatietraining na volledig herstel. Een periode van lange therapie vaak resulteert in een significante vermindering van geduldige levenskwaliteit. Nieuwe therapieën die verminderen of voorkomen van verergering moeten zo worden ontwikkeld voor de behandeling van diabetische wonden. Om te beoordelen diabetische wondgenezing, we een diabetische Ulcus wondgenezing model bij ratten, die klinische praktijkomstandigheden bootst, geoptimaliseerd en geëvalueerd of verplanten adipeus afkomstige stamcel (ASC) bladen met behulp van cellaag engineering versnelde wondheling.

Mesenchymale stromale cellen (MSCs) vertonen een uitstekende mogelijkheden om wondgenezing vanwege hun zelf-vernieuwing capaciteit, hun immunomodulerende-effecten en hun vermogen om te onderscheiden in verschillende cel lineages3te versnellen. ASC's zijn een soort MSC afgeleid van vetweefsel, en zij vertonen verschillende voordelen ten opzichte van de MSCs afgeleid van andere weefsels, inclusief hun potentiële angiogenic en de paracrine activiteit4,5. Adipeus weefsel is relatief overvloedig in het menselijk lichaam, en de toegankelijkheid zorgt voor collectie met gebruikmaking van minimaal invasieve procedures. Daarom, ASC's experimenteel zijn gebruikt voor wondgenezing toepassingen6,,7.

Eerdere rapporten is gebleken dat de directe injectie van eencellige MSC schorsingen in gebieden rond wonden wond genezing8,9kan versnellen. Echter, ondanks de rapporten van de versnelling van de wondgenezing in diabetische Ulcus modellen na de injectie van eencellige schorsingen, de overlevingstijd van getransplanteerde cellen op de site van de wond is niet duidelijk.

In deze studie pasten we cellaag techniek met behulp van temperatuur-responsieve cultuur gerechten. Deze gerechten zijn de temperatuur-responsieve polymeer N- isopropylacrylamide op hun oppervlakte10covalente. De geënte polymeer laag zorgt voor temperatuurgevoelig cel adhesie te of detachement van het oppervlak van de cultuur-schotel. Het oppervlak van de schotel wordt hydrofobe bij 37 ° C, waardoor cellen te houden en te verspreiden, terwijl cellen spontaan van het oppervlak, losmaken zodra het hydrofiele bij temperaturen lager dan 32 ° C. Gekweekte cellen kunnen worden geoogst als het blad van een aangrenzende cel met intact cel-naar-cel kruispunten en extracellulaire matrices (ECMs) gewoon door het verminderen van de temperatuur; Proteolytische enzymen, die schade toebrengen aan de ECM, zoals trypsine, zijn dus, niet vereist11. Daarom kan cellaag engineering cel-naar-cel verbindingen behouden en verbeteren van de doeltreffendheid van cel transplantatie.

Daarnaast verhoogt de cellaag transplantatie cel overlevingskansen vergeleken met cel injectie12. In dit protocol, Zucker vette (ZDF) diabetesratten uitgekozen als type 2 diabetes en obesitas model met vertraagde wondgenezing. Obesitas ontwikkelen ZDF ratten spontaan op ongeveer 4 weken. Vervolgens ontwikkelen ze diabetes type 2 met obesitas tussen 8 en 12 weken leeftijd, op welk punt zij vertonen hyperglycemie geassocieerd met insuline resistentie, dyslipidemia en hypertriglyceridemie13. Vertraagde wond genezing, verminderde bloedstroom in de perifere bloedvaten en diabetische nefropathie zijn ook waargenomen14,15,16. ZDF ratten zou bovendien een passende model voor het bestuderen van de genezing van hardnekkige cutane ulcera, zoals diabetische ulcera.

De verschillen tussen mensen en knaagdieren in de wond-genezing mechanismen worden geassocieerd met anatomische verschillen in de huid. Wond genezing in normale ratten is gebaseerd op de wond contractie, overwegende dat de wondgenezing bij de mens is gebaseerd op de vorming van nieuwe epithelialization en granulatie weefsel. Meestal wond spalken gebruikt in knaagdier modellen helpt bij het minimaliseren van de samentrekking van de wond en zorgt voor de geleidelijke vorming van granulatie weefsel17, hoewel wonden bij niet diabetische ratten bijna volledig door contractie gesloten zijn. Echter, diabetische wond contractie in ZDF ratten verminderde en wond genezing voornamelijk vindt plaats via re epithelialization en de vorming van de granulatie weefsel; Dus, dit proces is meer vergelijkbaar met menselijke wond genezing van14.

Diabetische wonden met blootgestelde been nadat debridement ondervindt vaak klinisch. Eerdere studies hebben onderzocht diameter 12-mm full-dikte huid wonden op de ruggen van athymic naakt muizen18,19 en diameter 10-mm full-dikte huid wonden op de ruggen van normale muizen20. Ontwikkeling van een klinische model voor ernstige diabetische wonden, grotere (15 x 10 mm2) volledig-dikte huid gebreken met blootgesteld been en zonder het beenvlies zijn gemaakt, zoals eerder beschreven21, bij ratten met type 2 diabetes en obesitas.

Rat ASC (rASC) bladen van de ASC's van normale Lewis ratten werden gecreëerd door middel van allogene transplantatie van ASC bladen. In de klinische praktijk is autologe transplantatie onhaalbaar omdat diabetische patiënten met maagzweren vaak ernstige diabetische complicaties, zoals ongecontroleerde hoge bloedglucosespiegels en hoge lichaam massa indexen, en deze complicaties oorzaak wondgenezing aandoeningen die de moeilijkheid vertonen van het verkrijgen van adipeus weefsel van deze patiënten verhogen. Bovendien, ASC's van dieren met diabetes tentoonstelling eigenschappen gewijzigd en verminderde functie22. Daarom wordt het protocol hier gepresenteerd beschreven allogene transplantatie van rASC sheets van normale ratten en de toepassing van kunstmatige huid op diabetische ratten.

De dubbelgelaagde kunstmatige huid gebruikt in dit protocol wordt voorkomen dat de spontane samentrekking van de wonden, bevordert de synthese van een nieuwe matrix van bindweefsel en lijkt op de echte dermis23. In dit protocol, is de kunstmatige huid geplaatst op een vel rASC en vaste met nylon draden om te voorkomen dat de wond inkrimping of uitbreiding als gevolg van losse rat huid. Bovendien, de kunstmatige huid biedt een driedimensionaal raamwerk voor de ASC-bladen, houdt van een vochtige omgeving voor de getransplanteerde ASC lakens en wonden en de wonden beschermt tegen infecties en externe krachten. Ten slotte wordt een niet-klevende dressing geplaatst over de wond te beschermen tegen externe effecten, een vochtige wond omgeving onderhouden en absorberen afgescheiden.

Een rASC vel is dun, flexibel en vervormbare en ontvangende plaatsen, zoals een kloppend hart24verplaatsen kan worden aangehouden. Cellaag techniek is gebruikt voor de wederopbouw van verschillende weefsels en annuleerteken voortbrengen genezende effecten25,26. ASC bladen die klinische therapeutisch potentieel vertonen kunnen versnellen de genezing van vele soorten wonden. Bovendien misschien allogene transplantatie van ASC bladen, gecombineerd met het gebruik van kunstmatige huid, die van toepassing zijn bij de behandeling van hardnekkige zweren of brandwonden, zoals die waargenomen bij perifere arteriële ziekte of collageen ziekte, of ze kunnen worden toegediend aan patiënten die ondervoed zijn of zijn het gebruik van steroïden. Deze aanpak verhoogt de efficiëntie van het ASC's verplanten. De wond-genezing ZDF rat model produceert een ernstige wond aandoening die lijkt op de menselijke wond genezing proces en klinische omstandigheden in een kleine proefdieren nabootst.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele protocollen die hieronder worden gepresenteerd, zijn goedgekeurd door de Animal Welfare Committee van Tokyo Women's Medical University School of Medicine en voldoen aan alle vereisten van de Richtlijnen voor correcte uitvoering van dierproeven.

1. Voorbereiding van dieren, instrumenten, kweekmedia en schotels

  1. Bereid een compleet kweekmedium met minimaal essentieel medium alpha dat 20% foetaal bovijn serum (FBS) en 1% penicilline/streptomycine bevat. Bewaar dit gedurende enkele maanden bij 4 °C tot gebruik.
  2. Gebruik volwassen mannelijke ZDF-ratten als model voor type 2 diabetes en obesitas. Gebruik de vetkwab van mannelijke Lewis-ratten om vetweefsel te isoleren voor de bereiding van de cellagen.

2. Isolatie en kweek van rASCs

  1. Verkrijg vetweefsel van Lewis-ratten (8 - 33 weken oud, mannelijk) onder algemene anesthesie met isofluraan.
    1. Bereid een mechanische ventilator voor knaagdieren en 4% isofluraan. Bereid verschillende steriele wattenstaafjes, schone gaasjes, een scalpel, een naaldhouder, operatiescharen, een paar pincetten en een 5-0 nylondraad. Steriliseer de chirurgische instrumenten en benodigdheden.
    2. Bereid een 100 mm petrischaal met 10 mL steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) om het verkregen vetweefsel tijdelijk te bewaren. Weeg de petrischaal met PBS op een weegschaal voordat u met de operatie begint om het verzamelde vetweefsel te meten. Leg de chirurgische instrumenten en benodigdheden op een steriele doek.
    3. Anesthesieer de ratten door isofluraan met 3 - 4% te gebruiken via een mechanische ventilator voor knaagdieren en houd de ratten gedurende de operatie op 2 - 3% isofluraan. Controleer de diepte van de anesthesie door de diepte en snelheid van de ademhaling van elke rat te observeren.
    4. Terwijl u steriele handschoenen draagt, plaats de rat in rugligging op een steriele doek. Scheer het operatiegebied met een elektrische scheermachine en reinig de buiksectie van de rat met steriele gaasjes gedrenkt in 70% ethanol.
    5. Maak een huidsnede van ongeveer 5 cm lang met een scalpel in de laterale onderbuik van de rat. Blootstel en ontleed de externe oblique spier. Blootstel vervolgens het epididymale vetweefsel rond de epididymis. Trek het epididymale vetweefsel voorzichtig naar buiten.
      OPMERKING: Het vetweefsel kan aan beide zijden van de buik van de rat worden verkregen.
    6. Verwijder alleen het epididymale vetweefsel, vermijd schade aan de epididymis, testis en epididymale bloedvaten (Figuur S1). Week het verwijderde vetweefsel in de PBS in de petrischaal om uitdroging te voorkomen en weeg het weefsel.
    7. Sluit de buikspier met 5-0 VICRYL en de huid met een 5-0 nylondraad. Breng vervolgens elke rat die aan een operatie heeft ondergaan terug naar een aparte kooi (één rat per kooi).
      OPMERKING: Controleer de ratten totdat ze volledig zijn hersteld.
  2. Isoleer rASCs uit 2 - 3 g vetweefsel (verkregen uit een Lewis-rat en verwerkt volgens een eerder gerapporteerde methode)27. Kort gezegd, verwerk het verwijderde vetweefsel enzymatisch met 0,1% type A collageenase bij 37 °C gedurende 1 uur om de stroma-vasculaire fractie (SVF; Figuur S2) te verkrijgen.
    1. Bereid verschillende cellezaaifilters van 100 µm, verschillende 50 mL buizen, verschillende 15 mL buizen en twee scalpels voor op een biologische schone werkbank. Zet een centrifuge aan en verwarm een waterbad op tot 37 °C. Bereid bovendien ongeveer 50 mL steriele PBS in een 50 mL buis met 0,1% (eindconcentratie) type A collageenase.
    2. Snij het vetweefsel in kleine stukjes met twee scalpels.
    3. Breng al het gesneden vetweefsel over naar een 50 mL buis en voeg PBS toe om het totale volume op 15 mL te brengen.
    4. Laat de 50 mL buis 5 min rechtop staan. Gooi de bovenste laag weg en verzamel de onderste laag, behalve het vuil.
    5. Voeg 0,1% type A collageenase-oplossing toe aan de 50 mL buis met PBS die de bovenste laag bevat om het vetweefsel enzymatisch te verteren.
      OPMERKING: Verwarm ongeveer 20 mL PBS per 2 - 3 g vetweefsel in een waterbad van 37 °C.
    6. Kanteel en schud de 50 mL buis voorzichtig gedurende 1 uur bij 120 - 130 rpm in een waterbad van 37 °C.
    7. Laat de 50 mL buis na het schudden 5 min rechtop staan.
    8. Filter de oplossing met een cellezaaifilter van 100 µm en giet de oplossing in een nieuwe 50 mL buis. Verdeel de gefilterde oplossing in twee 15 mL buizen.
    9. Centrifugeer de oplossing in de 15 mL buizen gedurende 5 min bij 700 x g. Verwijder voorzichtig de bovenste laag supernatant en laat 5 mL van de onderste laag van de oplossing achter. Aspiseer niet het pellet.
    10. Voeg ongeveer 5 mL compleet kweekmedium toe aan elke 15 mL buis, tot 10 mL per 15 mL buis, en suspendeer voorzichtig het pellet.
    11. Herhaal stappen 2.2.8 - 2.2.9. Verkrijg vervolgens de SVF.
  3. Bereid twee 60 cm2 kweekschotels voor. Verzamel de SVF na twee centrifugaties bij 700 x g gedurende 5 min. Suspendeer de SVF en plaats 10 mL SVF-oplossing op elke 60 cm2 kweekschotel.
  4. Kweek de schotels gedurende 24 uur bij 37 °C in een 5% CO

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Dit protocol heeft geprobeerd om een nieuwe cel-gebaseerde therapie voor hardnekkige diabetische wonden. Kort (zoals geïllustreerd in Figuur 1), allogene rASC lakens zijn gemaakt van normale ratten met behulp van cellaag engineering en werden vervolgens getransplanteerde een dubbelgelaagde van kunstmatige huid op een full-dikte huid defect met een diabetische ratten. Lichte Microscoop beelden van een goed voorbeeld van een rASC blad (figuur 2A) en een sle...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De meest kritische stappen voor met succes het kweken van een blad rASC zijn als volgt: 1) de temperatuur moet worden gehouden bij ongeveer 37 ° C gedurende het kweken op de temperatuur-responsieve cultuur gerechten. Tijdens de creatie van een rASC blad, elke procedure werd uitgevoerd op een 37 ° C thermo-plaat, en elke reagens werd opgewarmd tot 37 ° C om te voorkomen dat de cellen spontaan loskoppelen van de schotel31. 2) de ontvangende ZDF ratten moeten worden gecontroleerd om te voorkomen dat ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De volgende auteurs vermelden financiële relaties relevant zijn voor deze publicatie: Teruo Okano is mede-oprichter en directeur van het bestuur van cel zaad Inc., die licenties technologie en patenten uit Tokyo vrouwen Medizinische Universität, en Teruo Okano en Masayuki Yamato zijn belanghebbenden in cel zaad Inc. Tokyo vrouwen Medizinische Universität ontvangt onderzoeksgelden van cel zaad Inc. De andere auteurs verklaren dat zij geen financiële relaties relevant zijn voor deze publicatie.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken Dr. Yukiko Koga van het departement van de plastische en reconstructieve chirurgie, Juntendo University School of Medicine, voor het verstrekken van praktische adviezen. Wij danken ook de heer Hidekazu Murata van het centrum van Tokyo DiabetesVrouwen van medische University School of Medicine voor uitstekende technische ondersteuning. Deze studie werd ondersteund door de oprichting van innovatie centra voor geavanceerde interdisciplinaire gebieden onderzoeksprogramma van het Project voor ontwikkelingslanden innovatiesystemen "cel blad Tissue Engineering Center (CSTEC)" van het ministerie van onderwijs, cultuur, sport, wetenschap en technologie (MEXT) van Japan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
α-MEM glutamaxInvitrogen32571-036Carlsbad, CA
Fetaal bovien serum (FBS)Japan Bioserum Co Ltd.S1650-500
Penicillin/streptomycinLife Technologies15140-122
Collagenase ARoche Diagnostics10 103 578 001Mannheim, Germany
60 cm2 Primaria weefselkweekschaalBD Biosciences353803Franklin Lakes, NJ
Dulbecco's Phosphate Buffer Saline (PBS)Life Technologies1490-144
0.25% Trypsin-ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA)Life Technologies25200-056
L-ascorbinezuurfosfaat magnesiumzout n-hydraatWako013-19641
35-mm temperatuurresponsieve kweekschaal (UpcellTM)CellSeedNUNC-174904Tokyo, Japan
Microwarm plate (MP-1000)Kitazato Science Co., Ltd.1111
Rodent mechanisch ventilatieapparaatStoelting#50206Wood Dale, IL
4% isofluraanPfizer Japan114-13340-3Tokyo, Japan
Kunstmatige huid (Pelnac®)Smith & NephewPN-R40060 Tokyo, Japan
Niet-klevend verband (Hydrosite plus®)Smith & Nephew66800679Bekend als Allevyn non-adhessing® in de Verenigde Staten
5-0 nylon hechtdraadAlfresaEP1105NB45-KF2
20 CELLSTAR BUIZENgreiner bio-one227 261
15 mL CentrifugeerbuisCorning Incorporated430791
14 GOLDMAN-FOX PERIOSTEALHu-FriedyP14Chicago, IL

Referenties

  1. International Diabetes Federation. IDF Diabetes Atlas, 7 ed.. , International Diabetes Federation. Brussels, Belgium. Available from: http://www.diabetesatlas.org/ (2015).
  2. Boulton, A. J., Vileikyte, L., Ragnarson-Tennvall, G., Apelqvist, J. The global burden of diabetic foot disease. Lancet. 366 (9498), 1719-1724 (2005).
  3. Zannettino, A. C., et al. Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo. J Cell Physiol. 214 (2), 413-421 (2008).
  4. Kern, S., Eichler, H., Stoeve, J., Kluter, H., Bieback, K. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells. 24 (5), 1294-1301 (2006).
  5. Casteilla, L., Planat-Benard, V., Laharrague, P., Cousin, B. Adipose-derived stromal cells: Their identity and uses in clinical trials, an update. World J Stem Cells. 3 (4), 25-33 (2011).
  6. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  7. Zuk, P. The ASC: Critical Participants in Paracrine-Mediated Tissue Health and Function. , (2013).
  8. Nie, C., et al. Locally administered adipose-derived stem cells accelerate wound healing through differentiation and vasculogenesis. Cell Transplant. 20 (2), 205-216 (2011).
  9. Shin, L., Peterson, D. A. Human mesenchymal stem cell grafts enhance normal and impaired wound healing by recruiting existing endogenous tissue stem/progenitor cells. Stem Cells Transl Med. 2 (1), 33-42 (2013).
  10. Okano, T., Yamada, N., Sakai, H., Sakurai, Y. A novel recovery system for cultured cells using plasma-treated polystyrene dishes grafted with poly(N-isopropylacrylamide). J Biomed Mater Res. 27 (10), 1243-1251 (1993).
  11. Yamato, M., et al. Thermo-responsive culture dishes allow the intact harvest of multilayered keratinocyte sheets without dispase by reducing temperature. Tissue Eng. 7 (4), 473-480 (2001).
  12. Sekine, H., et al. Cardiac cell sheet transplantation improves damaged heart function via superior cell survival in comparison with dissociated cell injection. Tissue Engineering Part A. 17 (23-24), 2973-2980 (2011).
  13. Kuhlmann, J., et al. Intramyocellular lipid and insulin resistance: a longitudinal in vivo 1H-spectroscopic study in Zucker diabetic fatty rats. Diabetes. 52 (1), 138-144 (2003).
  14. Slavkovsky, R., et al. Zucker diabetic fatty rat: a new model of impaired cutaneous wound repair with type II diabetes mellitus and obesity. Wound Repair Regen. 19 (4), 515-525 (2011).
  15. Oltman, C. L., et al. Progression of vascular and neural dysfunction in sciatic nerves of Zucker diabetic fatty and Zucker rats. Am J Physiol Endocrinol Metab. 289 (1), E113-E122 (2005).
  16. Coppey, L. J., Gellett, J. S., Davidson, E. P., Dunlap, J. A., Yorek, M. A. Changes in endoneurial blood flow, motor nerve conduction velocity and vascular relaxation of epineurial arterioles of the sciatic nerve in ZDF-obese diabetic rats. Diabetes Metab Res Rev. 18 (1), 49-56 (2002).
  17. Galiano, R. D., Michaels, V., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-492 (2004).
  18. Lin, Y. C., et al. Evaluation of a multi-layer adipose-derived stem cell sheet in a full-thickness wound healing model. Acta Biomater. 9 (2), 5243-5250 (2013).
  19. McLaughlin, M. M., Marra, K. G. The use of adipose-derived stem cells as sheets for wound healing. Organogenesis. 9 (2), 79-81 (2013).
  20. Cerqueira, M. T., et al. Human adipose stem cells cell sheet constructs impact epidermal morphogenesis in full-thickness excisional wounds. Biomacromolecules. 14 (11), 3997-4008 (2013).
  21. Koga, Y., et al. Recovery course of full-thickness skin defects with exposed bone: an evaluation by a quantitative examination of new blood vessels. J Surg Res. 137 (1), 30-37 (2007).
  22. Cianfarani, F., et al. Diabetes impairs adipose tissue-derived stem cell function and efficiency in promoting wound healing. Wound Repair Regen. 21 (4), 545-553 (2013).
  23. Matsuda, K., Suzuki, S., Isshiki, N., Ikada, Y. Re-freeze dried bilayer artificial skin. Biomaterials. 14 (13), 1030-1035 (1993).
  24. Miyahara, Y., et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).
  25. Iwata, T., et al. Cell sheet engineering and its application for periodontal regeneration. J Tissue Eng Regen Med. , (2013).
  26. Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine. J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).
  27. Watanabe, N., et al. Genetically modified adipose tissue-derived stem/stromal cells, using simian immunodeficiency virus-based lentiviral vectors, in the treatment of hemophilia. B. Hum Gene Ther. 24 (3), 283-294 (2013).
  28. Kim, W. S., et al. Wound healing effect of adipose-derived stem cells: a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts. J Dermatol Sci. 48 (1), 15-24 (2007).
  29. Nakagami, H., et al. Novel autologous cell therapy in ischemic limb disease through growth factor secretion by cultured adipose tissue-derived stromal cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (12), 2542-2547 (2005).
  30. Asahara, T., et al. VEGF contributes to postnatal neovascularization by mobilizing bone marrow-derived endothelial progenitor cells. EMBO J. 18 (14), 3964-3972 (1999).
  31. Kato, Y., et al. Allogeneic transplantation of an adipose-derived stem cell (ASC) sheet combined with artificial skin accelerates wound healing in a rat wound model of type 2 diabetes and obesity. Diabetes. , db141133(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Adipose afgeleide stamcellentemperatuurgevoelige kweekschaalstromale vasculaire fractieZucker diabetische vette ratkunsthuidceltransplantatieepididymale vetweefselfull thickness huiddefect

Gerelateerde artikelen