Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Visualisatie en kwantificering van de Cell-vrij laag in van de rat cremasterspier

6.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54550

⸱

19 oktober 2016

 ,  ,  ,  , 
1NUS Graduate School for Integrative Sciences and Engineering, National University of Singapore, 2Department of Biomedical Engineering, National University of Singapore, 3Department of Surgery, National University of Singapore

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie toont de chirurgische voorbereiding van de rat cremaster spier voor de visualisatie van de in vivo cel-vrije laag. Aanzienlijke factoren die de nauwkeurigheid van de meting van de breedte van de cel-vrije laag beïnvloeden, worden in deze studie besproken.

Samenvatting

De celvrije laag wordt gedefinieerd als de pariëtale plasmalaag in de microvasculaire stroom, die vrij is van rode bloedcellen. De meting van de in vivo breedte van de celvrije laag en zijn ruimtelijk-tijdelijke variaties kan een uitgebreid begrip van de hemodynamiek in de microcirculatie bieden. In deze studie gebruikten we een intravitale microscopisch systeem gekoppeld aan een high-speed videocamera om de breedtes van de celvrije laag in arteriolen in vivo te kwantificeren. De cremaster spier van Sprague-Dawley ratten werd chirurgisch geëxterioriseerd om de bloedstroom te visualiseren. Er werd ook een op maat gemaakt beeldverwerkingsscript ontwikkeld om de beeldverwerking en analyse van de breedte van de celvrije laag te automatiseren. Deze benadering maakt de kwantificering van ruimtelijk-tijdelijke variaties consistenter mogelijk dan eerdere handmatige metingen. De nauwkeurigheid van de meting is echter gedeeltelijk afhankelijk van het gebruik van een blauwe filter en de selectie van een geschikte drempelalgoritme. Specifiek hebben we het contrast en de kwaliteit van beelden geëvalueerd die zijn verkregen met en zonder het gebruik van een blauwe filter. Daarnaast vergeleken we vijf verschillende op histogrammen gebaseerde drempelalgoritmen (Otsu, minimum, intermode, iteratieve selectie en fuzzy entropische drempelbepaling) en illustreerden we de verschillen in hun bepaling van de breedte van de celvrije laag.

Inleiding

In vivo dierstudies zijn instrumenteel voor de fundamentele wetenschap om de menselijke fysiologie en pathologie te begrijpen. In het bijzonder kunnen in vivo microhemodynamisch onderzoek de mogelijke beperking van microcirculatoire functies, gewijzigd door abnormale reologische omstandigheden van bloed, verduidelijken. Een aantal eerdere microhemodynamische studies1 hebben het cremaster spiermodel van de rat gebruikt om microvasculaire bloedstroom te visualiseren. De cremaster spier is een dunne laag van gestreept spierweefsel rond de testikels. Zo kan de bloedstroom in de spier worden gevisualiseerd met een trans-verlichtingsmicroscoop door middel van chirurgische blootstelling. Dit stelt ons in staat om de in vivo bloedstroombeelden te verkrijgen zonder het gebruik van enige fluorescentie of contrastmiddelen. Bovendien kan de volledige bloedperfusie van het spiernetwerk worden gecontroleerd door de stroomopwaartse bloedstroom te verminderen met occlusie van de abdominale aorta2. Dankzij deze voordelen is het cremaster spiermodel veel gebruikt om de vorming van de celvrije laag (CFL) in microvaten te onderzoeken1,3.

De breedte van de CFL is een prominente hemodynamische parameter in de microcirculatie, die van groot belang is vanwege de belangrijke rollen bij het reguleren van microcirculatoire functies. De CFL wordt gevormd door de schuif-geïnduceerde transversale binnenwaartse migratie van rode bloedcellen (RBC's) naar het stromingscentrum4. Gevolglijk leidt deze migratie tot de uitputting van RBC's nabij de vaatwanden, wat uiteindelijk resulteert in een celvrije plasmalaag. Bijgevolg wordt de pariëtale CFL van nature een diffusiebarrier voor zuurstof (O2) levering vanuit de RBC-kern naar de weefsels, en voor het opruimen van stikstofmonoxide (NO) door de RBC's5,6. Bovendien kan de productie van NO ook worden gemoduleerd door de dynamische variaties van de CFL-breedte7,8. Daarom moeten de rollen van de CFL in zowel gastransport als de regulatie van homeostase in de microcirculatie volledig worden vastgesteld om de bloedstroom in de microcirculatie beter te begrijpen. Recente studies hebben zich gericht op het overbruggen van de hemodynamische en gastransportfuncties van de CFL in de microcirculatie9-12. Verder heeft een aparte reeks studies ook onderzocht hoe de pathologische verhoging in RBC-aggregatie de vorming van de CFL moduleert en het effect ervan op O2 en NO-beschikbaarheid in weefsels13,14.

De rollen van de CFL worden belangrijker in de microcirculatie waar de relatieve grootte van de CFL-breedte tot de vaatdiameter prominent is. Dit vereist een effectieve aanpak voor het kwantificeren van de CFL in in vivo bloedstroom. Met name beeldverwerving en beeldanalyse zijn de twee belangrijkste componenten die de nauwkeurigheid van de CFL-breedtemeting bepalen. Succesvolle visualisatie van weefselbloedstroom moet worden voorafgegaan door een geschikte chirurgische voorbereiding van het diermodel. Bovendien is een goede beeldanalysetechniek nodig om de beperkingen van conventionele handmatige metingen, die meestal worden veroorzaakt door menselijke fouten, te overwinnen15,16. Met de vooruitgang in optische instrumentatie en rekenkracht voor digitale beeldverwerking, is het nu mogelijk om een nauwkeurigere en consistentere meting van de CFL-breedte te bereiken17-19. Niettemin, is de nauwkeurigheid van deze metingen, omdat ze op beeld gebaseerd zijn, uiteindelijk nog steeds afhankelijk van de kwaliteit van de beelden.

Daarom onderzoekt deze studie de factoren die de meting van de in vivo CFL-breedte beïnvloeden. We concentreerden ons met name op het demonstreren van de chirurgische voorbereiding en digitale beeldanalyse voor metingen van de CFL-breedte in arteriolen van de cremaster spier van de rat.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Deze studie is in overeenstemming met de National University of Singapore Institutional Animal Care en gebruik Comite (goedgekeurd protocol nr. R15-0225).

1. Chirurgische Voorbereiding van de Animal Model

  1. Vessel canuleringen
    1. Verdoven een mannelijke Sprague-Dawley ratten (6-7 weken oud) met een gewicht (203 ± 20) g met ketamine (37,5 mg / ml) en xylazine (5 mg / ml) cocktail met intraperitoneale (ip) injectie (2 ml / kg) . Raak de naald niet samen te vatten of te verwijderen uit de spuit na de injectie.
    2. Zodra het dier is verdoofd (bevestigd door de teen knijpen), leg het op een verwarmingselement om zijn lichaamstemperatuur op 37 ° C te houden. Voorzichtig scheren het haar op de schouderbladen, anterior baarmoederhals, onderbuik, mediale achterbeen en scrotum sac. Voorzichtig weerhouden de benen met behulp van zelfklevend papier tapes.
    3. Voer alle chirurgische procedures met behulp van microdissectie schaar en schuine pincet tijdens het bekijken door middel vaneen stereomicroscoop. Plaats alle scherpe chirurgische instrumenten op een lekke band-bestendig lade om de schade tijdens de operatie te voorkomen.
    4. Schrobben alle operatieplaatsen 3 maal afwisselend met jodium en 70% alcohol voordat de incisie. Spoel alle catheters met 30 IU / ml heparine-zoutoplossing.
    5. Wordt 1-1,5 cm middellijn incisie op de scapulae met een paar chirurgische schaar via rechter halsader. Scheid de fascia door stompe dissectie van de halsader bloot te leggen en canule met een polyethyleen buis (PE-50) gevuld met heparine-zoutoplossing met behulp van 5-0 zijden hechtingen. Infuseren aanvullende verdoving indien nodig (1/3 tot 1/2 van de initiële dosering, intraveneuze (iv)) in de loop van de operatie en experiment.
    6. Voer tracheotomie om openheid van de luchtweg te handhaven. Maak een 1 - cm incisie 1.5 in de voorste cervicale gebied. Canule de luchtpijp met behulp van een polyethyleen buis (PE-205) met 2-0 zijde hechtingen aan de katheter vast te zetten.
    7. Monitor bloeddrukdoor de canule in de femorale slagader. Maak een 1 - cm incisie 1.5 aan de linker mediale oppervlak van de achterpoot. Scheid de dij slagader door stompe dissectie. Canule van de dijbeenslagader met een polyethyleen buis (PE-10) gevuld met heparine-zoutoplossing met behulp van 5-0 zijden hechtingen.
  2. Cremaster Muscle Voorbereiding en Flow Visualisatie
    1. Plaats een 5-0 zijden hechtdraad door de top van de scrotum sac om het te verlengen. Maak een incisie langs het ventrale oppervlak van het scrotum sac. Breng regelmatig warme isotone oplossing (37 ° C, pH 7,4) aan de blootgestelde spier.
    2. Verwijder omringende bindweefsel zorgvuldig en grondig met behulp van een wattenstaafje.
    3. Plaats een 5-0 zijden hechtdraad door de top van de cremaster spier. Snijd de hechtdraad in twee stukken van gelijke lengte en een knoop aan elke kant. Snijd de spier tussen de twee knopen en rek het op een op maat gemaakte transparante plexiglas platform door zachtjes trekken van de hechtdraad. reparerenhet einde van de hechtdraad op het platform met blauwe tack.
      LET OP: Grondige verwijdering van de omliggende bindweefsel is van cruciaal belang bij het verkrijgen van een optimaal beeldcontrast.
    4. Herhaal stap 1.2.3 tot 5-6 fixaties zijn gemaakt. Haal de cremaster spier uit de bijbal met behulp van hoge temperatuur cauterisatie. Superfuse warme isotone oplossing blootgestelde spieren om uitdroging van het weefsel te voorkomen.
      1. Omringen de cremaster spier met gevouwen stukken van gaas. Bedek de blootgestelde spier met een polyvinyl film. Het gaas stukken met de film vormen een ondiepe bassin te warm isotone oplossing voor de water-immersie microscoop doelstelling (Figuur 1A) vast te houden.
    5. Breng het dier op het dier fase van een intravitale microscoop (Figuur 1C). Sluit de arteriële canule een fysiologische data-acquisitie systeem voor continue druk controle (figuur 1E).
    6. Handhaving van de spier temperature bij 35 ° C met een verwarmingselement onder zo'n dier platform (Figuur 1B). Plaats een temperatuursensor naast de spier negatieve feedback aan de vermogensbesturing van het verwarmingselement (figuur 1D) verschaffen.
    7. Laat het dier op het podium voor 15 min in evenwicht met de omgeving.
    8. Visualiseer de bloedstroom onder een intravitale microscoop met een 40X water-immersie objectief en een lang werkende condensor.
    9. Kies een onvertakte arteriole (<60 pm) op een duidelijke beeldscherpte en het contrast tussen de RBC kern, CFL en vaatwanden teneinde de microscoop richten op de diametrale vlak van het bloedvat. Draai de camera gemonteerd op de microscoop op de vaatwand verticaal uitgelijnd.
    10. Noteer de bloedstroom met een high-speed video camera met een framesnelheid van 3000 / sec gedurende 1 sec. Sla de opgenomen video als niet-gecomprimeerde 8-bits grijsschaal AVI formaat om de beeldkwaliteit te behouden.
      NOTITIE: Een minimale Opnamesnelheid van 3000 frames / sec wordt aanbevolen dat de CFL meting ten minste eenmaal per RBC onder fysiologische stroomomstandigheden arteriolaire kan worden uitgevoerd.
    11. Gebruik een blauw filter met grootste doorlating bij een golflengte van 394 nm en spectrale band- bij 310-510 nm het contrast tussen RBC en plasma verbeteren.
      OPMERKING: Zorg dat het lichtspectrum dat door het blauwe filter uit de microscopische lichtbron (100 W halogeen lamp) is van lage lichtintensiteit om mogelijke weefselschade te voorkomen.
    12. Na afloop van het experiment inslapen de dieren met een overdosis natriumpentobarbital.

2. Image Analysis

  1. Preprocessing voor de CFL breedte meting
    1. Open MATLAB en de 'CFL_pre.m' bestand uit te voeren. (Deze en andere MATLAB bestanden zijn te vinden in deip "> Aanvullende MATLAB Archief.)
    2. Klik op 'Open bestand' om de video bestand te selecteren om te analyseren.
    3. Stel de 'Rotation' slider aan de vaatwanden verticaal uit te lijnen.
      LET OP: Gebruikers kunnen de meewerkende rasterlijnen voor het schip uitlijning weergeven door de 'Grid On' radio-knop en past u het zoomniveau van het beeld door het schuiven van de schuifknop 'Zoom'.
    4. Klik op 'Bevestig bewerken' knop om het schip uitlijning bevestigen.
    5. Klik op de 'Set ROI te gewas' om de regio van belang (ROI) te definiëren. De uitgelijnde beeld wordt weergegeven in een pop-up venster. Pas de rechthoekige doel op de afbeelding, en dubbelklik op om de ROI te bevestigen. Sla deze stap over als de uitsnede van het beeld is niet vereist.
      OPMERKING: Neem alleen een schip in het ROI op de breedte CFL uit het vat te analyseren. Klik op de 'Reset Image' knop om het beeld te herstellen in zijn oorspronkelijke vorm, indien nodig.
    6. Klik op de9; Extract 'knop om alle bewerkte video frames uit te pakken in opeenvolgende bit map afbeeldingen (8-bit grijswaarden' Images bmp "formaat). De onttrokken beelden zijn te vinden in de map met dezelfde naam als het geselecteerde videobestand.
  2. Meting van CFL breedte
    1. Open MATLAB en de 'CFL_measure.m' bestand uit te voeren.
    2. Klik op 'Map selecteren' naar de map met de uitgepakte beelden te selecteren.
    3. Klik op de map met de beelden en klik op 'Select Folder'. De eerste beeldframe in de map zullen worden geladen en getoond in de 'grijswaardenafbeelding' panel, samen met zijn grijze intensiteit histogram in panel de 'Image Histogram'.
    4. Selecteer de gewenste afbeelding frame uit de keuzelijst om de analyse, anders wordt de eerste beeldframe wordt geselecteerd uit te voeren.
    5. Klik 'vaatwanden om de binnenste vaatwand identificeren in het beeld, die wordt bepaald op de plaats waar delichtintensiteit profiel piek doorvoer van donker naar licht over twee pixels.
    6. Vink 'Median Filter' om een ​​mediaan filter toepassen op de afbeelding om de 'peper en zout' ruis te verminderen.
    7. Controleer 'Auto Contrast' om het beeld intensiteiten digitaal aan te passen aan het beeldcontrast te verbeteren.
    8. Selecteer een drempelwaarde-algoritme in de keuzelijst die bepaalt automatisch een drempelwaarde waarde (τ), die de grijswaarden verdeelt in twee klassen - witte pixels met grijze niveaus boven τ (CFL), en zwarte pixels met grijze niveaus onder τ (RBC kern).
      LET OP: Als een alternatieve methode, gebruik dan de handmatige drempelwaarden als geen van geautomatiseerde-drempelwaarde-algoritme zorgt voor een passende afbeelding drempelwaarden. Klik op de 'Manual' radio-knop en stel de schuifknop om de handleiding een drempel waarde te definiëren.
    9. Om de ruimtelijke variatie van de CFL breedtes te meten, voert u de pixel resolutie in het vak 'Pixel Resolution' (de resolutiemet deze experimentele opzet was 0,42 um / pixel).
    10. Klik op 'Berekenen' om de ruimtelijke variatie van de CFL breedtes te verkrijgen. Klik op 'Export CSV' om de CFL breedte gegevens exporteren in een tabel formaat.
    11. Om de temporele variatie van de CFL breedten bij een specifieke analyse lijn langs het schip te meten, klik op de 'Temporal Variation' radio button en vul de frame rate informatie (het frame rate gebruikt in deze experimentele opstelling was 3000 frames / sec).
    12. Voer het eerste frame en het laatste frame van de foto's voor de analyse in het 'Start Frame' en 'Last Frame' dozen, respectievelijk.
    13. Selecteer de positie van de analyse lijn langs het schip door het schuiven van de 'Analyse Line' schuifbalk. Controleer de positie van de analyse lijn, die wordt afgebeeld op zowel de 'grijswaarden imago' en 'Binary imago'.
    14. Klik op 'Berekenen' om de temporele variatie van de CFL breedtes te verkrijgen. Click 'Export CSV' om de CFL breedte gegevens exporteren in een tabel formaat.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De visualisatie van de CFL in vivo is grotendeels afhankelijk van de chirurgische voorbereiding van het dier. Overmatig bloedverlies of uitgebreide operatie duur kan het dier te onderwerpen aan schokken en de doorbloeding aberraties. Onderhoud van weefseltemperatuur een verwarmingselement gebruikt als een maat platform tijdens de operatie en experiment is ook cruciaal voor het handhaven van de fysiologische omstandigheden van de rat. Door een 100 W halogeenlamp in het microscoopsysteem, werd geen waarneembare w...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De meting van CFL breedte is essentieel voor een beter begrip van de hemodynamica in de microcirculatie. In het bijzonder is het meten van CFL breedten uitgevoerd in mesenteriale 6, spinotrapezius 24 en cerebrale 25 microcirculations. Conventionele meting van in vivo CFL breedte werd beperkt schattingen van handmatige inspectie van de opgenomen videoframes. De handmatige metingen nodig zijn de middeling van meerdere opeenvolgende video frames voor visueel identificeren van de gr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Medical Research Council (NMRC)/Cooperative Basic Research Grant (CBRG)/0078/2014.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Intravital microscopeOlympusBX51WIEquipment
High speed cameraPhotron1024PCIEquipment
Blue filterHOYAB390Equipment
Pressure sensor & biopac systemBiopac systemTSD104A, MP100Equipment
Temperature controllerShimadenSR 1Equipment
Plasma Lyte ABaxterNDC:0338-0221Warm in 37 °C water bath before use
Saline 0.9%Braun
Heparin (5,000 IU/ml)LEO
PE-10 polyethylene tubeBecton Dickinson427400.024" OD x.011" ID 
PE-50 polyethene tubeBecton Dickinson427411.038" OD x.023" ID
PE-205 polyethene tubeBecton Dickinson427446.082" OD x.062" ID
2-0 non-absorbable silk sutureDeknatel113-S
5-0 non-absorbable silk sutureDeknatel106-S
Water circulating heating padGaymar
Water bathFisher ScientificIsotemp 205Equipment
Sterile Cotton Gauze Fisher Scientific22-415-468
Cotton-tipped applicatorsFisher Scientific23-400-124
Dumont ForcepsKent ScientificINS14188Surgical instrument
Micro Dissecting forcepsKent ScientificINS15915Surgical instrument
Iris forceps 1 x 2 teethKent ScientificINS15917Surgical instrument
Vessel cannulation forcepsKent ScientificINS500377Surgical instrument
Micro scissorKent ScientificINS14177Surgical instrument
Iris scissorKent ScientificINS14225Surgical instrument
Vessel clipKent ScientificINS14120Surgical instrument
Gemini cautery systemBraintree ScientificGEM 5917Surgical instrument

Referenties

  1. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Temporal and spatial variations of cell-free layer width in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1526-H1535 (2007).
  2. Ong, P. K., Namgung, B., Johnson, P. C., Kim, S. Effect of erythrocyte aggregation and flow rate on cell-free layer formation in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (6), H1870-H1878 (2010).
  3. Namgung, B., Kim, S. Effect of uneven red cell influx on formation of cell-free layer in small venules. Microvasc Res. 92, 19-24 (2014).
  4. Goldsmith, H. L. The Microcirculatory Society. Eugene M. Landis Award Lecture. The Microrheology of Human-Blood. Microvasc Res. 31 (2), 121-142 (1986).
  5. Buerk, D. G. Can We Model Nitric Oxide Biotransport? A Survey of Mathematical Models for a Simple Diatomic Molecule with Surprisingly Complex Biological Activities. Annu Rev Biomed Eng. 3 (1), 109-143 (2001).
  6. Tateishi, N., Suzuki, Y., Soutani, M., Maeda, N. Flow dynamics of erythrocytes in microvessels of isolated rabbit mesentery: cell-free layer and flow resistance. J Biomech. 27 (9), 1119-1125 (1994).
  7. Ong, P. K., Cho, S., Namgung, B., Kim, S. Effects of cell-free layer formation on NO/O2 bioavailability in small arterioles. Microvasc Res. 83 (2), 168-177 (2012).
  8. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Modulation of NO bioavailability by temporal variation of the cell-free layer width in small arterioles. Ann Biomed Eng. 39 (3), 1012-1023 (2011).
  9. Park, S. W., Intaglietta, M., Tartakovsky, D. M. Impact of stochastic fluctuations in the cell free layer on nitric oxide bioavailability. Front Comput Neurosci. 9, 131(2015).
  10. Ng, Y. C., Namgung, B., Kim, S. Two-dimensional transient model for prediction of arteriolar NO/O2 modulation by spatiotemporal variations in cell-free layer width. Microvasc Res. 97, 88-97 (2015).
  11. Sriram, K., et al. The effect of small changes in hematocrit on nitric oxide transport in arterioles. Antioxid Redox Sign. 14 (2), 175-185 (2011).
  12. Hightower, C. M., et al. Integration of cardiovascular regulation by the blood/endothelium cell-free layer. Wiley Interdiscip Rev Syst Biol Med. 3 (4), 458-470 (2011).
  13. Ng, Y. C., Namgung, B., Leo, H. L., Kim, S. Erythrocyte aggregation may promote uneven spatial distribution of NO/O in the downstream vessel of arteriolar bifurcations. J Biomech. , (2015).
  14. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Temporal variations of the cell-free layer width may enhance NO bioavailability in small arterioles: Effects of erythrocyte aggregation. Microvasc Res. 81 (3), 303-312 (2011).
  15. Maeda, N. Erythrocyte rheology in microcirculation. Jpn J Physiol. 46 (1), Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8743714 1-14 (1996).
  16. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels - Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), Available from: http://ajpheart.physiology.org/content/268/5/H1959 H1959-H1965 (1995).
  17. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. A computer-based method for determination of the cell-free layer width in microcirculation. Microcirculation. 13 (3), 199-207 (2006).
  18. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels. Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), H1959-H1965 (1995).
  19. Namgung, B., et al. A comparative study of histogram-based thresholding methods for the determination of cell-free layer width in small blood vessels. Physiol Meas. 31 (9), N61-N70 (2010).
  20. Ong, P. K., et al. An automated method for cell-free layer width determination in small arterioles. Physiol Meas. 32 (3), N1-N12 (2011).
  21. Otsu, N. A Threshold Selection Method from Gray-Level Histograms. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 9 (1), 62-66 (1979).
  22. Prewitt, J. M., Mendelsohn, M. L. The analysis of cell images. Ann N Y Acad Sci. 128 (3), 1035-1053 (1966).
  23. Ridler, T. W., Calvard, S. Picture Thresholding Using an Iterative Selection Method. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 8 (8), 630-632 (1978).
  24. Shanbhag, A. G. Utilization of Information Measure as a Means of Image Thresholding. Cvgip-Graph Model Im. 56 (5), 414-419 (1994).
  25. Bishop, J. J., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Effects of erythrocyte aggregation and venous network geometry on red blood cell axial migration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (2), H939-H950 (2001).
  26. Yamaguchi, S., Yamakawa, T., Niimi, H. Cell-free plasma layer in cerebral microvessels. Biorheology. 29 (2-3), 251-260 (1992).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Intravitale microscopiehogesnelheidsvideocameradrempelwaarde-instelling van beeldenblauw filtertemporele variatieruimtelijke variatiemediaanfilter
Visualisatie en kwantificering van de Cell-vrij laag in van de rat cremasterspier
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.