Methodenartikel

Beoordeling van de labiele organische koolstof in de bodem met behulp van Sequential Fumigatiediensten Incubation Procedures

DOI:

10.3791/54614

⸱

29 oktober 2016

 , 
1Hill Farm Research Station, Louisiana State University Agricultural Center, 2School of Forestry and Natural Resources, University of Arkansas at Monticello

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Labiele organische koolstof (LOC) en de potentiële koolstofomzettingssnelheid zijn gevoelige indicatoren voor veranderingen in de processen van bodemvoedselcycli. Details worden gegeven voor een methode gebaseerd op het besmoken en incuberen van bodem in een reeks cycli en het gebruik van de CO2 die zich accumuleert gedurende de incubatieperioden om deze parameters te schatten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Management praktijken en veranderingen in het milieu kunnen de bodem van voedingsstoffen en carbon fietsen veranderen. Bodem labiele organische koolstof, een gemakkelijk afbreekbare C zwembad, is zeer gevoelig voor verstoring. Het is ook de primaire substraat voor de bodem micro-organismen, dat fundamenteel is voor voedingsstoffen fietsen. Door deze kenmerken heeft labiele organische koolstof (LOC) geïdentificeerd als indicator parameter voor bodemgezondheid. Kwantificeren van de omloopsnelheid van LOC helpt ook bij het begrijpen van veranderingen in de bodem van voedingsstoffen fietsen processen. Een sequentiële begassing incubatie-methode is ontwikkeld om de bodem LOC en potentiële omzet C tarief te schatten. De werkwijze vereist ontsmetten bodemmonsters en kwantificeren CO 2 -C ingeademde gedurende een 10 dagen incubatieperiode over een reeks van begassing incubatie cycli. Labiele organische C en potentiële C omloopsnelheid worden dan geëxtrapoleerd van geaccumuleerd CO 2 met een negatief exponentiële model. Procedures voor het uitvoeren van deze werkwijze zijn beschrevend.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vanwege de cruciale rol in koolstof (C) en nutriënrecyclage en zijn gevoeligheid voor veranderingen bodem, bodem LOC is een belangrijke parameter te meten als een indicator van organische stof kwaliteit. Bossen en agro in grote mate afhangen van de mineralisatie van nutriënten in organische stof als een bron van nutriënten. Management activiteiten kunnen de grootte van het zwembad en de omloopsnelheid van de bodem organische C veranderen, wat resulteert in veranderingen in de toevoer van voedingsstoffen 1. Bodem organische C bestaat uit twee primaire fracties van recalcitrante C, waarin de omzet tarieven van enkele duizenden jaren heeft, en LOC, die de omzet tarieven van een paar weken tot een paar jaar 2,3,4 heeft. Bodem labiele C bestaat uit gemakkelijk afbreekbare substraten zoals microbiële biomassa C, laag-molecuulgewicht verbindingen (aminozuren, enkelvoudige koolhydraten) uit plantaardige rhizodeposition en ontledingsproducten ontstaan en percolatiewater van plantaardig afval 1,4,5. Omdat bodem labiele C gemakkelijk afbreekbaar iszeer gevoelig voor management praktijken en natuurverschijnselen die verstoren of te wijzigen bodem 6. Bodem labiele C dient als de primaire energiebron voor bodemmicro-organismen in de afbraak van organisch materiaal 7. Als zodanig, LOC gevolgen nutriëntencycli tot een grotere mate dan doet stabiele vormen van de bodem organische C 8. Bodemmicro-organismen zijn ook verantwoordelijk voor het merendeel van heterotrofe respiratie die tijdens afbraak van recalcitrante organische stof vergemakkelijkt door priming effect van LOC 9,10,11. Deze ademhaling speelt een belangrijke rol in de wereldwijde C cycli, omdat de bodem organische C is ongeveer het dubbele van die van de atmosferische C 11.

Als gevolg van het belang in terrestrische ecosystemen, zijn verscheidene werkwijzen ontwikkeld bodem LOC schatten. Deze werkwijzen kunnen worden afgebakend in drie algemene indelingen fysische, chemische en biochemische. Densitometrische scheidingsmethoden fysieke methODS die bestaan uit het scheiden van de bodem organische C in zware of lichte fracties of in grove en fijne deeltjes organische C 12,13,14,15. Scheidingsmethodes zijn relatief gemakkelijk uit te voeren, maar niet vaak consistente resultaten omdat deze fracties variëren bodemtype minerale samenstelling, plantenmateriaal grootte en dichtheid en bodem totale consistentie 13,15. Scheidingswerkwijzen produceren ook enige kwantitatieve informatie over LOC 15.

Verschillende chemische methoden zijn beschikbaar voor LOC schatting. Waterige extractie van organische koolstof is relatief gemakkelijk uit te voeren en de werkwijzen vaak gemakkelijk reproduceerbare resultaten. Echter, deze extracties niet het gehele spectrum van beschikbare substraten voor micro-organismen 15 te betrekken. Verschillende werkwijzen voor chemische oxidatie fractionering van bodemorganische C ontwikkeld. Oxidatie werkwijzen hebben het voordeel van het karakteriseren van de kwantiteit en kwaliteit van labiele organische CHoewel sommige vereisen werken met gevaarlijke stoffen en er is variabiliteit onder de methoden reproduceerbaarheid 15. De zure hydrolyse extractiemethode is een ander type chemische fractionering dat de kwantiteit en kwaliteit van LOC kan meten, maar de resultaten van deze methode geen interpretatie van de biologische eigenschappen 13,15 vergemakkelijken.

Biochemische werkwijzen voor interpretatie grond LOC ontwikkeld. Labiele organische C kan worden gemeten als CO 2 door micro-organismen vrijgegeven ademhaling assays. Deze testen schattingen van echte mineralizable organisch materiaal, maar meestal alleen de meest labiele verbindingen zijn gemineraliseerd tijdens de testen 15. Bodem microbiële biomassa C gemeten met begassing-incubatie 16 begassing-extractie 17 werd gebruikt om conclusies over LOC ontwikkelen. Echter, deze procedures schattingen van C in microbiële biomassa in plaats van LOC. Beide begassing onder aftrekken van de waarden van niet-begaste bodem microbiële biomassa C te bepalen, maar er is gesuggereerd dat waarden verkregen zonder aftrekking van niet-begaste bodem uitvoert maat voor labiele organische fracties van C naast microbiële biomassa 18 .

De sequentiële begassing-incubatie (SFI) procedure 13 voor het meten van LOC is een biochemische methode aangepast van de begassing-incubatie procedure 16 voor de bodem microbiële biomassa C meting. De SFI-methode heeft een aantal voordelen ten opzichte van andere methoden voor het schatten van LOC. Een conceptuele basis voor de werkwijze is dat LOC is de microbiële afbreekbare C dat microbiële groei regelt en dat LOC is toegankelijk en chemisch afbreekbaar door bodemmicro-organismen. Onder veldomstandigheden wordt microbiële groei doorgaans beperkt door carbon beschikbaarheid, beschikbaarheid van voedingsstoffen, beschikbare poriën en / of predatie. Deze factoren zijn bijna Elimineerd door begassing, het creëren van een onbelemmerde voorwaarden voor microbiële groei. Nr stoffen gaan tijdens de incubatieperiode van de werkwijze. Gedurende meerdere gassing en incubatie cycli wordt microbiële groei beperkt C kwantiteit en kwaliteit (labiliteit) 13. De cumulatieve CO 2 ingeademde tijdens de incubatie cycli wordt gebruikt voor het LOC extrapoleren met een eenvoudige negatieve exponentiële model 11,13,19. De potentiële omzet C tarief kan ook worden afgeleid uit de helling van het exponentiële model, zodat de SFI werkwijze heeft het voordeel over de meeste andere LOC methoden simultaan schatten van de concentraties en mogelijke omloopsnelheid van 11 LOC. Voor andere methoden, kan informatie over de mogelijke omzet tarieven van de LOC alleen worden vastgesteld als tracers zoals 14 C worden gebruikt 13. De SFI methode is dus een relatief eenvoudige en goedkope techniek voor metingen van zowel LOC en de mogelijke omloopsnelheid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Verzamel Soil to Get Monsters Vertegenwoordiger van voorwaarden binnen de experimentele omgeving en binnen de experimentele eenheden 20

  1. Identificeer eventuele verschillen in website eigenschappen, zoals helling en bodemeigenschappen zoals textuur, dichtheid, pH, organisch horizon diepte en / of nutriënt concentraties. Identificeer eventuele verschillen in de vegetatie soort binnen percelen. Bekende en voor gepubliceerde schattingen van variatiecoëfficiënten voor plaatsspecifieke eigenschappen aan de monsters aan een vooraf gespecificeerde relatieve fout bereiken schatten.
  2. Sample bodem met behulp van een vijzel of een ander apparaat verzamelen in een patroon gebaseerd op het terrein en experimentele omstandigheden unit.
    1. Voor homogene voorwaarden, gebruik maken van een aselecte steekproef patroon binnen elke experimentele eenheid.
      1. Wijs monster punten aan ofwel volledig willekeurige locaties binnen de experimentele eenheid of in een zigzagpatroon.
      2. Monster bodem op elk willekeurig punt of punten toegekend in een zigzag gekletsn. Vegen organisch materiaal van het oppervlak van de minerale bodem voordat u de boor of een ander apparaat verzamelen om bodemmonster graven.
        LET OP: De SFI-methode werd ontwikkeld met behulp van de bodem horizonten van de Oa en onder 13. Nader onderzoek is nodig als horizon boven de Oa kan worden getest met behulp van de SFI-methode.
      3. Combineer alle monsters verzameld binnen de experimentele apparaat in een container en fysiek de individuele monsters te mengen in de container naar een mengmonster voor elke experimentele eenheid te creëren.
    2. Voor heterogene voorwaarden, die veel vaker zijn, maken gebruik van een systematische bemonstering patroon binnen elke experimentele eenheid.
      1. Monster bodem langs de transect in het midden van elke experimentele eenheid zodanig dat de afstand tussen de bemonsteringspunten in het transect kleiner is dan de afstand die nodig is om variabiliteit te vertegenwoordigen binnen de experimentele eenheden.
      2. Sample bodems langs meerdere transecten binnen elke experimental eenheid die een rasterpatroon in relatief grote experimentele eenheden of experimentele eenheden met meerdere bronnen van variabiliteit te vormen.
      3. Combineer alle monsters verzameld langs elke transect in een container en fysiek de individuele monsters te mengen in de container naar een mengmonster per transect te creëren.

2. Bereid de bodem voor de SFI Assay

  1. Leg monsters in een ijs-pack gevuld koeler onmiddellijk na het verzamelen in het veld.
  2. Bij aankomst op de faciliteit waar monsters worden opgeslagen tot analyse plaats monsters in een koelkast bij 4 ° C tot monstervoorbereiding en SFI procedures worden uitgevoerd.
  3. Zeef bodemmonsters door middel van een 6,4 mm x 6,4 mm zeef. Reinig het gaas met water tussen elk monster om kruisbesmetting tussen de monsters te voorkomen.
  4. Voor elk monster, gemeten drie 100 g deelmonsters en plaats de 100 g deelmonsters in een 250 ml bekerglas. Cover each beker met Parafilm en laat ze op een aanrecht gedurende 10 dagen bij 25 ° C.

3. Neem Submonsters voor ovendroogmethode Gewicht Determination

  1. Aan het eind van de 10 dagen voorincubatie van bodemmonsters verwijderen Parafilm uit elk monster.
  2. Noteer het gewicht van een aluminium gewichtboot. Neem 1 g van de bodem van alle monsters en plaats in wegen boot.
  3. Noteer het gewicht van de vochtige grond en gewichtboot.
  4. Plaats de boten met grond wegen in een oven bij 105 ° C. Nadat de monsters komen tot een constant gewicht, die doorgaans na 48 uur, op te nemen gewichten van de wegen boten en bodem.
  5. Aftrekken wegen boot gewicht van de maatregelen van de vochtige grond en de droge grond in de weging boot naar vochtige en droge bodem gewicht krijgen gewichten. Leid de droge: vochtige bodem verhouding door het delen van droge grond gewicht door de vochtige grond gewicht.

4. Ontsmetten bodemmonsters

  1. Plaats een vochtige papieren handdoek op de bodem van ten minste twee (more kan noodzakelijk zijn afhankelijk van het aantal monsters) 10,5 L glazen vacuüm exsiccators met porseleinen borden.
  2. Voor alle monsters, weegt 30 g van de bodem in drie afzonderlijke glazen flesjes. Gebruik flesjes groot genoeg om 40 g van de bodem vast te houden en smal genoeg binnen een opening van 40 mm te passen als de incubatie container ontwerp in hoofdstuk 5 beschreven wordt gebruikt.
  3. Bij gebruik van labeling tape om elke 30 g bodem deelmonster te identificeren, gebruiken potlood omdat begassing degradeert inkt.
  4. Plaats twee van de drie 30 g deelmonsters voor elk bodemmonster in een vacuümexsiccator begassing en een subgroep in een vacuümexsiccator die niet begassing zal uitvoeren.
  5. In een 100 ml bekerglas, plaats een laag kooksteentjes voldoende om de bodem van de beker te dekken.
  6. Giet 50 ml ethanol-chloroform (CHCl3) in de 100 ml beker met een laag kooksteentjes. Plaats het bekerglas met 100 ml kooksteentjes en CHCI3 in het midden van een exsiccator gevuld met 30 g bodemdeelmonsters. Voeren deze stap onder een zuurkast.
  7. Onder een zuurkast, gebruik maken van een vacuüm op de CHCl3 kook tot twee sets van deelmonsters per bodemmonster uitroken.
    1. Sluit het vacuüm op de vacuümexsiccator met vacuüm slang. Start het vacuüm en kijken als CHCl3 begint te koken.
    2. Laat CHCl3 aan de kook gedurende 30 seconden en ontkoppel de vacuüm slang uit de exsiccator om de lucht te laten terugvloeien naar de exsiccator. Deze stap bevordert CHCI3 gas binnenkomst in de bodemmonsters. Herhaal dit twee keer.
    3. Voer een vierde en laatste kook CHCI3, waardoor het koken gedurende 2 min.
    4. Met vacuüm nog loopt, sluit het zegel op de vacuümexsiccator zodat het vacuüm in de exsiccator wordt gehandhaafd. Schakel de stofzuiger uit en trek het vacuüm slang uit de exsiccator.
  8. Dicht de exsiccator die de niet-begaste monsters door een deksel op de exsiccator en afdichten van het vacuüm stopper. Pkant de droogmiddelen (gegast niet-begaste) in een verduisterde omgeving (zoals een kast) gedurende 24 uur. Mis het vacuüm procedures van onderafdeling 4.7 niet te herhalen op de exsiccator met niet-ontsmette monsters.

5. Zet Containers voor Soil Sample Incubation

  1. Duw een 15 cm lengte glazen staaf door een maat 10 rubberen stop met een gat in het midden. De stang diameter moet voldoende zijn om precies door het gat te passen zijn.
  2. Label 0,5 L doorzichtig polypropyleen brede mond flessen met identificatiegegevens die overeenkomt met de gegast niet-begaste deelsteekproef identificatie.

6. Evacueer Chloroform van Desiccators onder een afzuigkap

  1. Open de stopper op een vacuümexsiccator om de luchtstroom in de exsiccator mogelijk te maken. Verwijder het deksel van de exsiccator, en neem de monsters en de vochtige handdoek uit de exsiccator.
  2. Gebruik een stofzuiger te evacueren CHCI3 gas uit bodemmonsters.
    1. Plaats het deksel op de exsiccator. Sluit de exsiccator tot een vacuüm met vacuüm buizen.
    2. Schakel de vacuümpomp en laat de pomp een looptijd van vijf minuten. Koppel het vacuüm slang uit de exsiccator om de luchtstroom mogelijk te maken in de exsiccator.
    3. Herhaal stap 6.3.2 viermaal.

7. Verplaats Elke Bodem subgroep in een Incubation Container (figuur 1) een 10 Day Incubation gedragscode

  1. Pipetteer 1 ml gedeïoniseerd water in de incubatie container. Sluit een lege glazen flacon met de glazen staaf die zich uitstrekt van de maat 10 stopper met een rubberen band. Het open einde van het glazen flesje moet de onderkant van de stopper gezicht. Het glazen flesje moet van een voldoende grootte om maximaal 40 ml fluïdum.
  2. Plaats een flacon met 30 g grond subgroep in de incubatie container.
  3. Voeg 1 g niet-gegaste bodem van de oorspronkelijke grondmonster aan elk van de bijbehorende deelmonsters (gegaste en niet-ontsmette) als inoculum.
  4. Pipetteer 1 ml van 2 M NaOH in het glazen flesje verbonden met de stop / glasstaaf. Duw de stopper / glasstaaf op de bovenkant van de container incubatie. Bedek de bovenkant van de container incubatie met Parafilm.
  5. Maak een incubatietijd container die geen bodem bevat. Monteer 3-5 no-bodem incubatie containers.
    Opmerking: Het zuur gebruikt om monsters van de niet-bodem container titreren is essentieel voor het bepalen van CO 2 mineralisatie tijdens de incubatieperiode zijn hierna beschreven in paragraaf 9.3. Als zodanig, multiple no-bodem containers worden gemaakt als een bescherming tegen verkeerde behandeling of titratie van een no-bodem incubatie container die een fout in CO 2 mineralisatie berekening voor alle monsters zou leiden. Het zuur wordt gebruikt om monsters van de no-grondcontainers titreren dicht in de waarden moeten zijn; een zeer ongelijke zuur waarde onder de no-bodem container monsters is waarschijnlijk het gevolg van onjuiste monster behandeling of titratie.
    1. Volg de procedures van artikel 5 incubatie containers te monteren.
    2. Volg de procedures van 7,1 en 7,4.
  6. Plaats alle incubatie containers in een donkere opslagruimte bij 25 ° C. Laat alle incubatie containers in de opslagruimte voor 10 dagen.

8. Voer Titratie op elk deelmonster om de CO 2 Geproduceerd door Microbial Ademhaling kwantificeren tijdens de incubatietijd

  1. Verwijder de glazen flacon met 2 M NaOH van de incubatie container.
  2. Pipetteer 2 ml 1 M BaCl2 in het glazen flesje met 2 M NaOH.
  3. Één druppel fenolftaleïne (C 20 H 14 O 4) vanaf een pipet of druppelaar in het glazen flesje bevattende het mengsel van BaCl2 en NaOH. Plaats een magnetische roerstaaf in het glazen flesje en plaats het glazen flesje op een roer plaat.
  4. Met het roer plaat geactiveerd, voeg langzaam 0,1 N HCl met een buret tot de red verkleuring van het mengsel in het glazen flesje helder wordt.
  5. Noteer de hoeveelheid HCl nodig is om de kleur van het mengsel verandert in het glazen flesje.

9. Bepaal microbiële biomassa C uit gegevens verzameld tijdens de Eerste Fumigatie-incubatie Cycle 16,21,22

  1. Bepaal het gewicht van droge bodem in elke subgroep door het vochtige gewicht vermenigvuldigen met het droge: vochtig gewichtsverhouding verkregen in stap 3.8.
  2. Bepaal het gemiddelde bedrag van HCl gebruikt om de no-bodem incubatie containers titreren.
  3. Bereken CO 2 gemineraliseerde tijdens de 10-daagse incubatie met de formule:
    figure-protocol-1
    waarbij CO 2 = CO 2 gemineraliseerde tijdens de 10-daagse incubatie
    NS = Acid gebruikt om monsters in no-bodem incubatie container titreren
    S = Acid gebruikt om monsters die de bodem in de houder incubatie bevatte titreren
    M = molariteit van the HCl
    E = 6, het equivalentgewicht
    W = drooggewicht van de bodem in de houder incubatie
  4. Bereken microbiële biomassa C met de formule:
    figure-protocol-2
    waarbij BioC = microbiële biomassa C
    F = CO 2 gemineraliseerde uit de bodem deelmonsters die werden gegaste
    NF = CO 2 gemineraliseerde uit de bodem deelmonsters die waren niet-ontsmette
    K = fractie van microbiële biomassa C gemineraliseerd tot CO2
    1. Bepaal de waarde voor K door een directe meting van 14 C mineralisatie in voorproeven met de bodem of de gepubliceerde waarden 22. Een waarde van 0,45 wordt gebruikt voor K voor deze test 23.
  5. Voer sequentiële ontsmetting en incubatie cycli door het herhalen secties 4-8 zeven keer voor de bodem deelmonsters die werden begast in de eerste begassing-incubatie cyclus.

10. determine Labiele C en Potentiële C Omzet snelheid met behulp van CO 2 gemineraliseerde in de loop van de Acht Fumigatie en Incubation Cycles

  1. Gebruik de volgende formule om een ​​correctiefactor te bepalen voor de bodem entstof toegevoegd aan monsters na elke ontsmetting:
    figure-protocol-3
    Waar IC = correctiefactor voor entstof
    C '= Hoeveelheid CO 2 uit de niet-begaste subgroep tijdens de eerste 10 dagen incubatie
    r = gewichtsverhouding inoculum bodem gegaste bodem in de eerste begassing incubatie cyclus
    C t = incubatie cyclus (1, 2 ... 8), zodanig dat C-1 t = 0 als t = 1
  2. Gebruik de volgende formule om de CO 2 die vrijkomt bij elke incubatie van elk deelmonster te schatten:
    figure-protocol-4
    waarin Ct = CO 2 die vrijkomt bij de incubatie
    NS = Acid gebruikt om monsters titrerenin no-bodem incubatie container
    S = Acid gebruikt om monsters die de bodem in de houder incubatie bevatte titreren
    IC = correctiefactor voor entstof (bepaald in stap 10.1)
    E = 6, het equivalentgewicht
    W = drooggewicht van de bodem in de houder incubatie
  3. Leid labiele organische C met behulp van niet-lineaire regressie.
    1. Organiseren een spreadsheet voor elk monster identificatiemiddelen voor het monster omvat, incubatie cyclusnummer (1, 2 ... 8) en CO 2 vrijkomt bij de incubatie (verkregen bij stap 10.2).
    2. Middels software waarmee niet-lineaire regressie, past volgende model om de dataset:
      figure-protocol-5
      waarbij Csum = de som van de CO 2 die vrijkomt bij de acht incubatie cycli
      LOC = bodem labiele organische C
      k = potentiële omzet tijd
      t = incubatie cyclus (1, 2 ... 8)
  4. Converteren potentiële omzet tijd van stap 10.3.2 in dagen met de inverse van k door 10 vermenigvuldigen vanwege de 10 dagen incubatie cyclus.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De SFI methode werd gebruikt zoals beschreven in dit document in een reeks experimenten uitgevoerd in bepaalde regio 24,25,26,27. Samen vormen deze experimenten omvatte een verscheidenheid aan vegetatie types, waaronder loblolly den (Pinus taeda L.), switchgrass (Panicum virgatum L.), populieren (Populus deltoides Bartram ex Marsh.), En soja (Glycine max L. Merr.). De werkwijze was gevoelig bij het bepalen van verschillen in LOC en / of pote...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De SFI-methode is een effectief protocol voor het detecteren van verschillen in LOC in de bodem en potentiële C-omzetsnelheden over een reeks beheerspraktijken (zoals bemesting, bodembewerking, vegetatiecontrole en oogstpraktijken) en bodemcondities. LOC-gehalte in de bodem en C-omzetsnelheid kunnen worden gebruikt om veranderingen in nutriëntencycli te begrijpen. De SFI-methode biedt ook meting van microbiële biomassa C vanaf het eerste fumigatie-incubatie-evenement. Het vermogen om LOC in de bodem, C-omzet en microbiël...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs danken Michelle Gonzales, Kenny Kidd, Brad Osbon en al het andere personeel dat de laboratoriumprocedures voor deze gegevens heeft uitgevoerd. De auteurs zijn dankbaar voor de hulp van Andrew Scott bij het ontwikkelen van softwarecodering om modelaanpassingsprocedures uit te voeren. De auteurs waarderen ook de financiering van het U.S. Department of Agriculture National Institute of Food and Agriculture, Sustainable Agriculture and Research & Education, Sun Grant South Central region en de National Council of Air and Stream Improvement die de studies mogelijk maakten waaruit de representatieve resultaten in dit artikel zijn gehaald.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Boorkit met grondboorJMCPN039Er zijn verschillende andere fabrikanten van ponsboor beschikbaar
ParafilmCurwoodPM999
Aluminium weegschalenFisherbrand08-732-103
Laboratoriumoven voor algemeen gebruikFisher Scientific15-103-0511Er zijn veel andere fabrikanten van algemene laboratoriumovens beschikbaar
10.5 L vacuüm exsiccatorCorning3121-250
Glas scintillatieglasWheaton968560
Glazen schroefdraadglazen, 41 mlFisherbrand03-339-21N
Chloroform, gestabiliseerd met amylenenSigma-Aldrich67-66-3
KookchipsFisher ScientificS25201
Glazen roedeFisherbrandS63449
Gummistop maat 10Fisherbrand14-130PGummistoppen kunnen worden gekocht als massief en geboord in het midden om een glazen roede te installeren of gekocht met een gat om een glazen roede in te brengen
PPCO-fles met brede hals, 0.5 LThermoScientific3121050016
Natriumhydroxide, reagentiakwaliteitSigma-AldrichS5881
BariumchlorideSigma-Aldrich202738
Phenolphthaleïne-indicatorFisher ScientificS25466
Zoutzuuroplossing, 0.1 NFisher ScientificSA54-4

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
  2. Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
  3. Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
  4. Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
  5. Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
  6. Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
  7. Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
  8. Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
  9. Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
  10. Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
  11. Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
  12. Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
  13. Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
  14. Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
  15. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
  16. Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
  17. Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
  18. De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
  19. Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
  20. Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
  21. Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
  22. Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
  23. Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
  24. Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
  25. Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
  26. Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
  27. Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
  28. Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
  29. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
  30. Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
  31. Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
  32. Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
  33. Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
  34. Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
  35. Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
  36. McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
  37. Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Analyse van koolstof in de bodemmicrobi le biomassa koolstofkoolstofdioxide mineralisatiechloroformfumigatiebodemincubatieproceduretitratiemethodeniet lineaire regressieindicator voor bodemgezondheid

Gerelateerde artikelen