Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een

6.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55183

⸱

9 februari 2017

 ,  , 
1Biomedical Engineering, Tulane University

In dit artikel

Samenvatting

Angiogenese omvat interacties tussen meerdere cellen en systemen die onderzocht moeten worden in een fysiologisch relevante omgeving. Het doel van deze studie is om de capaciteit van het kweekmodel van de rat mesenterium te demonstreren om tijdsverloopvergelijkingen van intacte microvasculaire netwerken tijdens angiogenesis te maken.

Samenvatting

Angiogenese, gedefinieerd als de groei van nieuwe bloedvaten uit reeds bestaande vaten, omvat endotheelcellen, pericyten, gladde spiercellen, immuuncellen en de coördinatie met lymfevaten en zenuwen. De meercellige, multi-gebruikersinvoer noodzakelijk het onderzoek naar angiogenese in een fysiologisch relevante omgeving. Terwijl dus het gebruik van in vitro celcultuur modellen mechanistische inzichten verschaft een gemeenschappelijke kritiek is dat ze niet de complexiteit geassocieerd met microvasculaire netwerk recapituleren. Het doel van dit protocol is de mogelijkheid om time-lapse vergelijkingen van intacte microvasculaire netwerken voor en na angiogenese stimuleren in gekweekte rat mesenterium weefsels aangetoond. Gekweekte weefsels bevatten microvasculaire netwerken die hun hiërarchie te handhaven. Immunohistochemische labeling bevestigt de aanwezigheid van endotheelcellen, gladde spiercellen, pericyten, bloedvaten en lymfevaten. In eenddition, het labelen van weefsels met BSI-lectine maakt time-lapse vergelijking van lokale netwerk regio's voor en na het serum of groeifactor stimulatie gekenmerkt door verhoogde capillaire kiemen en vaatdichtheid. In vergelijking met gewone celcultuur modellen, deze methode biedt een instrument voor endotheelcellen lineage studies en weefsel specifieke angiogene evaluatie drug in fysiologisch relevante microvasculaire netwerken.

Inleiding

Microvasculaire netwerk groei en hermodellering gemeenschappelijke kenmerken voor weefselfunctie, wondgenezing en meerdere pathologieën en een sleutelproces is angiogenese, gedefinieerd als de groei van nieuwe bloedvaten uit bestaande 1, 2. Voor tissue engineering van nieuwe vaten of ontwerpen angiogene therapieën, het begrijpen van het belang van de cellulaire dynamiek betrokken bij angiogenese cruciaal. Dit proces is complex. Het kan variëren op specifieke locaties binnen een microvasculaire netwerk en omvat meerdere celtypen (bijvoorbeeld endotheelcellen, gladde spiercellen, pericyten, macrofagen, stamcellen) en meerdere systemen (lymfatische netwerken en neurale netwerken). Hoewel in vitro modellen enorm hebben bijgedragen aan onderzoek naar het verband tussen de verschillende cellen die betrokken zijn bij angiogenese 3, kunnen hun fysiologische relevantie worden ondermijnd als gevolg van thei r beperkte complexiteit en het feit dat zij niet nauw weerspiegelen een in vivo scenario. Om deze beperkingen driedimensionale kweek te overwinnen 3, ex vivo weefselmodellen 4, microfluïdische systemen 5, 6 en 7 rekenmodellen ontwikkeld en in de afgelopen jaren. Er is echter nog steeds behoefte aan een model met time-lapse vermogen om angiogenese in intacte microvasculaire netwerken ex vivo te onderzoeken. De oprichting van de nieuwe time-lapse modellen voor angiogenese studies met dat niveau van complexiteit zal een waardevol instrument om de onderliggende mechanismen tot regeling van angiogenese te begrijpen en om therapieën te verbeteren.

Een potentiële model dat de ex vivo onderzoek naar angiogenese over een intacte microvasculaire netwerk mogelijk maakt is de rat mesenterium cultuur model> 8. In recent werk, hebben we aangetoond dat bloed en lymfestelsel microvasculaire netwerken levensvatbaar na cultuur blijven. Wat nog belangrijker is, kan de rat mesenterium cultuur model gebruikt worden om functionele pericyte-endotheliale cel interacties, het bloed en lymfatische endotheelcellen verbindingen, en time-lapse imaging onderzoeken. Het doel van dit document is ons protocol voor de time-lapse imaging werkwijze. De representatieve resultaten documenteren de verschillende celtypen die levensvatbaar blijft na stimulatie van angiogenese met serum en bieden voorbeelden van deze methode voor het kwantificeren weefselspecifieke angiogene responsen en endotheelcel tracking studies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven en procedures werden goedgekeurd door de Tulane University Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC).

1. Chirurgische Procedure Setup

  1. Autoclaaf instrumenten, chirurgische benodigdheden, en cultuur levert voorafgaand aan de operatie. Chirurgische benodigdheden voor elke rat omvatten: 1 laken, 1 laken met voorgesneden gaten (0,5 in x 1,5 in) in het midden, gaasjes, en 1 absorberende onderlegger. Chirurgische instrumenten omvatten: 1 scalpel met een aantal 10 mes 2 paar pincetten en een paar fijne schaar. Cultuur leveringen omvatten: 1 laken, 1 pincet en bereid 6-wells plaat inzetstukken met polycarbonaat filters.
  2. Steriliseren een plexiglas-platform, een chirurgische podium en een chirurgische benchtop ruimte met 70% ethanol. Houd de chirurgische fase in een steriele kom tot gebruik.
    1. Een chirurgische fase door het boren van een ongeveer 2 door 1 in het gat in het midden van een 100 mm kweekschaal. Vervolgens gebruikt schuurpapier te gladscherpe randen en voeg een laag siliconen lijm randen het gat om een ​​verhoogd oppervlak van het weefsel creëren.
    2. Alternatief ontwerp van de chirurgische fase CAD software en maak met 3-D afdrukken (figuur 1).
  3. Plaats een steriele absorberende onderlegger beneden en leggen een plexiglas platform op de top van het. Leg het laken, zonder pre-cut gat, over een verwarmde pad naast het absorberende onderlegger.
  4. Voorverwarmen steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), media en zoutoplossing tot 37 ° C. Plaats media en PBS in aparte cultuur gerechten boven op de verwarming pad en plaats zoutoplossing in een 50 ml conische buis naast de chirurgische setup.
  5. Controleer alle pakketten voorafgaand aan het begin van de operatie geopende steriele afhandeling van alle materialen garanderen. Een volledige lijst van de gemeenschappelijke instrumenten die in deze procedure zijn opgenomen in de Tabel van specifieke chirurgische materialen en gereedschappen.

2. Mesentery Tissue Oogsten

  1. mannelijke Wistar ratten gebruikt volwassene (350 ± 25 g; 6-8 weken oud). Andere stammen en leeftijden ratten kan worden vervangen.
  2. Verdoven de rat via een intramusculaire injectie van ketamine (80 mg / kg lichaamsgewicht) en xylazine (8 mg / kg lichaamsgewicht). Bevestig de rat onder verdoving door knijpen tussen de tenen om te controleren of een reflex reactie; moet er niet zijn. Preventieve analgesie voor deze terminal procedure is niet noodzakelijk.
  3. Scheer de buikstreek en verwijder de resterende haar met behulp van ontharingscrème. Veeg buikhuid tweemaal met 70% isopropylalcohol, gevolgd door povidonjood. Voor de doekjes moet de chirurg vanaf het midden van de operatieplaats en naar de buitenkant van de geprepareerde zone in een cirkelvormige wijze dat geen gebieden die eerder geschrobd met hetzelfde stuk steriel gaas of steriel wattenstaafje overlappen. Vervolgens transfer dier naar een steriele chirurgische opstart en plaats boven het plexiglas platformulier.
  4. Met behulp van een scalpel, maken in 0,75 - 1,25 in incisie in de darm vanaf 1 hieronder het borstbeen. Zorg ervoor dat u de darm of mesenterium (1 laag van de huid, 1 laag van bindweefsel, en 1 laag van de spier) doorprikken.
  5. Plaats een laken met een voorgesneden gat over de incisie en plaats een steriele chirurgische fase boven het doek. Zorg ervoor dat de opening is uitgelijnd met de incisie. Gebruik steriele wattenstaafje applicators te vinden en trek de dunne darm door de chirurgische fase opening.
  6. Trek 6-8 mesenteriale ramen door middel van het podium met behulp van wattenstaafje applicators, en wees voorzichtig niet om de ramen (figuur 1) te raken. Weefsels worden typisch geoogst uit het ileum gebied van de dunne darm te beginnen bij de blindedarm. Houd blootgestelde weefsels vochtig opgewarmd steriele zoutoplossing behoefte behulp van een steriele injectiespuit aan de oplossing druppelen.
  7. Euthanaseren de rat via intracardiale injectie van pentobarbital natrium (0,2 ml per rat). Voordat u mijsenteric ramen, zorgen voor de rat wordt gedood door palpatie van het hart; Er mag geen puls.
  8. Verwijder gewenste mesenterium weefsels met behulp van een pincet om het vet pad en fijne schaar om het venster te snijden te grijpen. Reactie rand vet (2 mm) rondom het venster. Was weefsels eenmaal in verwarmde steriele PBS en een keer in de media.
  9. Terug geëxterioriseerde ileum naar de buikholte en afvoeren van dieren volgens de institutionele richtlijnen.

3. Mesenterium Tissue Culture voor Time-Lapse Studies

  1. Transfer geautoclaveerd cultuur supplies (zie paragraaf 1.1) en weefsels in een steriele laminaire stroming kap.
  2. Gebruik een pincet om elk weefsel over te dragen bovenop een polycarbonaat filter membraan. Grab weefsels door het vet pad om te voorkomen dat schade aan de bloedvaten.
  3. Verspreidde zich snel het weefsel met behulp van het vet pad, zorg dat het raam niet aan te raken. Inverteer het inzetstuk met het weefsel in de bodem van een 6-wells plaat en dek af met 3 ml medium (figuur 1 ). Typische media gebruikt voor deze procedure omvat Minimum Essential Media (MEM) met 1% penicilline streptomycine (Penstrep) en 10% foetaal runderserum (FBS). Media kunnen worden aangevuld met andere serums en / of groeifactoren angiogenese stimuleren.
  4. Herhaal stap 3,2-3,3 voor elk weefsel en kweek incubator in standaard condities (5% CO2, 37 ° C) gedurende 5 dagen.

4. Time-lapse beeldvorming van Mesenterium Tissue

  1. Op de dag van imaging vult deze media in elk putje met geconjugeerde BSI-lectine en incubeer onder standaard kweekomstandigheden gedurende 30 min. Was weefsels tweemaal met lectine-vrije media. BSI-lectine vlek zichtbaar blijven op het mesenterium weefsel tot 3 dagen in kweek.
  2. Breng de plaat naar een microscoop podium. Identificeer bloed- en lymfevaten basis van hun morfologie en netwerkstructuur.
  3. Zoek een gewenste netwerk gebied op elk weefsel en foto's te nemen. Let op de imagingplaats naar dezelfde regio te waarborgen zullen worden vastgelegd voor de volgende beelden. Bij gebruik van een gemotoriseerde podium, het document van de coördinaten.
  4. Terug weefsels naar de incubator en blijven om de cultuur tot de gewenste eindpunt. Herhaal stap 4,1-4,3 indien nodig afhankelijk van de gewenste experimentele tijdstippen.

5. Tissue immunokleuring

  1. BSI-lectine Labeling
    1. Incubeer weefsels gedurende 30 min bij 37 ° C met 1:40 FITC-geconjugeerd lectine in media (2,5 ml antilichaamoplossing per putje in 6-well plaat) gevolgd door twee spoelingen met media. Voor spoelingen, voeg media en dan meteen vervangen.
  2. Live / Dead Labeling
    1. Incubeer weefsels gedurende 10 min bij 37 ° C met 1: 500 2 mM ethidium homodimeer-1 en 1: 500 1 mM calceïne AM in media (2,5 ml antilichaamoplossing per putje in 6-well plaat) gevolgd door twee spoelingen met media.
  3. BSI-lectine / NG2 Labeling
    1. Spread weefsels op een microscoop gleede (1-2 weefsels / dia) en laten drogen. Verwijder overtollig vet met een scalpel door te drukken stevig omlaag om het vet te snijden.
    2. Fix weefsels in koude methanol gedurende 30 minuten bij -20 ° C. Wassen weefsels met PBS (3 x 10 min).
    3. Voor primaire antilichaam labeling incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 konijn polyklonaal antilichaam NG2 en 5% normaal geit serum (NGS). Wassen weefsels met PBS (3 x 10 min).
    4. Voor secundair antilichaam labeling incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 geit anti-konijn CY2-geconjugeerd antilichaam (GAR-CY2) en 5% NGS. Wassen weefsels met PBS (3 x 10 min).
    5. Incubeer weefsels gedurende 30 min bij kamertemperatuur met FITC-geconjugeerd 01:40 lectine in PBS, gevolgd door twee spoelingen met PBS. Voor spoelen, voeg PBS en dan meteen vervangen.
    6. Om de dia's te monteren, te dekken weefsels met 50:50 PBS en glycerol-oplossing en plaats dekglaasje op de top. Dicht de dia randen met behulp van nagellak.
  4. LYVE-1 / PECAM Labeling
    1. Verspreid weefsels op een microscoopglaasje (1-2 weefsels / dia) en laten drogen. Verwijder overtollig vet met een scalpel door te drukken stevig omlaag om het vet te snijden.
    2. Fix weefsels in koude methanol gedurende 30 minuten bij -20 ° C. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    3. Voor primaire antilichaam labeling incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 200 monoklonaal gebiotinyleerd CD31 antilichaam en 1: 100 konijn polyklonaal LYVE-1 antilichaam in PBS + 0,1% saponine + 2% runderserumalbumine (BSA) + 5% NGS . Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    4. Voor secundair antilichaam labeling, incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 500 Cy3 geconjugeerd streptavidine antilichaam en 1: 100 GAR-CY2 in PBS + 0,1% saponine + 2% BSA + 5% NGS. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    5. Als u dia's, cover weefsels monteren met 50:50 PBS en glycerol oplossing en plaats een dekglaasje op de top. Dicht de dia randen met behulp van nagellak.
  5. BrdU / BSI-lectine Labeling
    1. Voeg 1 mg / ml BrdU media en vervang weefsel media met BrdU oplossing. Incubeer gedurende 2 uur bij 37 ° C.
    2. Verspreid weefsels op een microscoopglaasje (1-2 weefsels / dia) en laten drogen. Verwijder overtollig vet met een scalpel door te drukken stevig omlaag om het vet te snijden.
    3. Fix weefsels in koude methanol gedurende 30 minuten bij -20 ° C. Wassen weefsels met PBS (3 x 10 min).
    4. Denatureren weefsel DNA in 2 M HCl gedurende 1 uur bij 37 ° C. Wassen weefsels in PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    5. Voor primaire antilichaam labeling, incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 monoklonale muizen anti-BrdU in PBS + 0,1% saponine + 2% BSA + 5% NGS. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    6. Voor secundair antilichaam labeling, incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 geit anti-muis Cy3-geconjugeerd antilichaam (GAM-Cy3) in PBS + 0,1% saponine + 2% BSA + 5% NGS. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    7. Incubeer weefsels gedurende 30 min bij kamertemperatuur met FITC-geconjugeerd 01:40 lectine in PBS, gevolgd door twee spoelingen met PBS.
    8. Als u dia's, cover weefsels met 50:50 PBS en glycerol-oplossing en plaats dekglaasje op de top te monteren. Dicht de dia randen met behulp van nagellak.
  6. BSI-lectine / CD11b etikettering
    1. Verspreid weefsels op een microscoopglaasje (1-2 weefsels / dia) en laten drogen. Verwijder overtollig vet met een scalpel door te drukken stevig omlaag om het vet te snijden.
    2. Fix weefsels in koude methanol gedurende 30 minuten bij -20 ° C. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    3. Voor primaire antilichaam labeling incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 muizen anti-rat CD11b in PBS + 0,1% saponine + 2% BSA + 5% NGS. Wassen weefsels met PBS + 0,1% saponine (3 x 10 min).
    4. Voor secundair antilichaam labeling incubeer weefsels gedurende 1 uur bij kamertemperatuur met 1: 100 GAM-Cy3 in PBS + 0,1% saponine + 2% BSA + 5% NGS. Wassen met PBS weefsels+ 0,1% saponine (3 x 10 min).
    5. Incubeer weefsels gedurende 30 min bij kamertemperatuur met FITC-geconjugeerd 01:40 lectine in PBS, gevolgd door twee spoelingen met PBS.
    6. Als u dia's, cover weefsels met 50:50 PBS en glycerol-oplossing en plaats dekglaasje op de top te monteren. Dicht de dia randen met behulp van nagellak.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na 3 dagen kweek werden weefsels gelabeld met een levende / dode levensvatbaarheid / cytotoxiciteit kit om de levensvatbaarheid van de microvasculatuur in de rat mesenterium cultuurmodel (Figuur 2A) tonen. De meeste cellen aanwezig in het mesenterium stand bleef in de cultuur waar endotheelcellen werden geïdentificeerd op basis van hun locatie in microvasculaire segmenten. Endotheliale celproliferatie werd ook bevestigd door lectine / BrdU labeling (Figuur 2D).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol documenteert een methode voor het gebruik van de rat mesenterium cultuur model als een ex vivo tool voor time-lapse beeldvorming van de groei microvasculaire netwerk. Contract in ons laboratorium is het gebruik van onze model 1) angiogenese 8, 2) lymfangiogenese 8, 3) pericyte-endotheelcelinteracties 8 en 4) anti-angiogene drug testen 9 ingesteld. De mogelijkheid voor het afbeelden gekweekte rat mesenter...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door een National Institutes of Health Grant 5-P20GM103629 aan WLM en het Tulane Center for Aging. We willen Matthew Nice bedanken voor zijn hulp bij het bewerken van de protocoltekst.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
DrapeCardinal Health401212” x 12” Bio-Shield Regular Sterilization Wraps
Scalpel HandleRoboz Surgical InstrumentRS-9843Scalpel Handle, #3; Solid; 4" Length
Sterile Surgical BladeCincinnati Surgical0110Stainless Steel; Size 10
Culture Dish (60 mm)Thermo Scientific13018110/Sleeve
Graefe Forcep (curved tweezers)Roboz Surgical InstrumentRS-5135Micro Dissecting Forceps; Serrated; Slight Curve; 0.8 mm Tip Width; 4" Length
Graefe Forcep (straight tweezers)Roboz Surgical InstrumentRS-5130Micro Dissecting Forceps; Serrated, Straight; 0.8 mm Tip Width; 4" Length
Noyes Micro ScissorRoboz Surgical InstrumentRS-5677Noyes Micro Dissecting Spring Scissors;
Straight, Sharp-Blunt Points; 13 mm Cutting Edge; 0.25 mm Tip Width, 4 1/2" Overall Length
Gauze PadsFisherBrand13-761-52Non-Sterile Cotton Gauze Sponges; 4" x 4" 12-Ply
Cotton-Tippled ApplicatorsFisherBrand23-400-1246" Length; Wooden Shaft; Single Use Only
6-Well PlateFisher Scientific08-772-49Flat Bottom with Low Evaporation Lid; Polystyrene; Non-Pyrogenic
Sterile Syring 5 mLFisher Scientific14-829-45Luer-Lok Tip
Sterile BowlMedical Action Industries Inc.0123232 oz. Peel Pouch; Blue; Sterile Single Use
6-Well Plate Inserts (CellCrown Inserts)SIGMAZ681792-3EA6-Well Plate Inserts; Non-Sterile
Polycarbonate Filter MembraneSIGMATMTP04700Isopore Membrane Filter; Polycarbonate; Hydrophilic; 5.0 µm, 47 mm, White Plain
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen/Beschrijving
BeuthanasiaSchering-Plough Animal Health Corp. Union (Besteld bij MWI Veterinary Supply)MWI #: 011168Actief ingrediënt: Per 100 mL, 390 mg pentobarbital natrium, 50 mg fenytoïne natrium 
KetamineFort Dodge Animal Health (Besteld bij MWI Veterinary Supply)MWI #: 000680Kateset 100 mg/mL
XylazineLLOYD. Inc. (Besteld bij MWI Veterinary Supply)MWI #: 000680Anased 100 mg/mL
SalineBaxter2F7122
PBSInvitrogen14040-133
MEMInvitrogen11095080
PenStrepInvitrogen15140-122
FBSInvitrogen16000-044
BSAJackson ImmunoResearch001-000-162
Saponin SIGMAS7900-100G
Isopropyl AlcoholFisher ScientificS25372
Povidone-JodiumOperand82-226
ZoutzuurSIGMA320331
MethanolFisher Scientific67-56-1
GlycerolFisher Scientific56-81-5
FITC-geconjugeerd LectineSIGMAL9381-2MG
Anti-NG2 Chondroitinesulfaatproteoglycaan AntilichaamSIGMAAB5320
PECAM (CD31) AntilichaamBD Biosciences555026
LYVE-1 AntilichaamAngioBio Co.11-034
Goat Anti-Rabbit Cy2-geconjugeerd AntilichaamJackson ImmunoResearch111-585-144
Goat Anti-Mouse Cy3-geconjugeerd AntilichaamJackson ImmunoResearch115-227-003
Streptavidine Cy3-geconjugeerd AntilichaamJackson ImmunoResearch016-160-084
Live/Dead Viabiliteit/Cytotoxiciteit KitInvitrogenL3224
Normaal Geitenserum Jackson ImmunoResearch005-000-121
5-Bromo-2'-DeoxyuridineSIGMAB5002
Monoklonaal Muis Anti-Bromodeoxyuridine                        Clone Bu20aDakoM074401-8
Muis Anti-Rat CD11b AbD SerotecMCA275R

Referenties

  1. Carmeliet, P., Jain, R. K. Angiogenesis in cancer and other diseases. Nature. 407 (6801), 249-257 (2000).
  2. Carmeliet, P. Angiogenesis in life, disease and medicine. Nature. 438 (7070), 932-936 (2005).
  3. Kaunas, R., Kang, H., Bayless, K. J. Synergistic Regulation of Angiogenic Sprouting by Biochemical Factors and Wall Shear Stress. Cell Mol Bioeng. 4 (4), 547-559 (2011).
  4. Pitulescu, M. E., Schmidt, I., Benedito, R., Adams, R. H. Inducible gene targeting in the neonatal vasculature and analysis of retinal angiogenesis in mice. Nat Protoc. 5 (9), 1518-1534 (2010).
  5. Song, J. W., Munn, L. L. Fluid forces control endothelial sprouting. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (37), 15342-15347 (2011).
  6. Chan, J. M., et al. Engineering of in vitro 3D capillary beds by self-directed angiogenic sprouting. PLoS One. 7 (12), e50582(2012).
  7. Peirce, S. M., Mac Gabhann, F., Bautch, V. L. Integration of experimental and computational approaches to sprouting angiogenesis. Curr Opin Hematol. 19 (3), 184-191 (2012).
  8. Stapor, P. C., Azimi, M. S., Ahsan, T., Murfee, W. L. An angiogenesis model for investigating multicellular interactions across intact microvascular networks. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H235-H245 (2013).
  9. Azimi, M. S., et al. An ex vivo model for anti-angiogenic drug testing on intact microvascular networks. PLoS One. 10 (3), e0119227(2015).
  10. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab Invest. 63 (1), 115-122 (1990).
  11. Hutter-Schmid, B., Kniewallner, K. M., Humpel, C. Organotypic brain slice cultures as a model to study angiogenesis of brain vessels. Front Cell Dev Biol. 3, 52(2015).
  12. Sawamiphak, S., Ritter, M., Acker-Palmer, A. Preparation of retinal explant cultures to study ex vivo tip endothelial cell responses. Nat Protoc. 5 (10), 1659-1665 (2010).
  13. Unoki, N., Murakami, T., Ogino, K., Nukada, M., Yoshimura, N. Time-lapse imaging of retinal angiogenesis reveals decreased development and progression of neovascular sprouting by anecortave desacetate. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (5), 2347-2355 (2010).
  14. Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J Cell Mol Med. 10 (3), 588-612 (2006).
  15. Kelly-Goss, M. R., Sweat, R. S., Azimi, M. S., Murfee, W. L. Vascular islands during microvascular regression and regrowth in adult networks. Front Physiol. 4, 108(2013).
  16. Kelly-Goss, M. R., et al. Cell proliferation along vascular islands during microvascular network growth. BMC Physiol. 12, 7(2012).
  17. Skalak, T. C., Price, R. J. The role of mechanical stresses in microvascular remodeling. Microcirculation. 3 (2), 143-165 (1996).
  18. Kadohama, T., Nishimura, K., Hoshino, Y., Sasajima, T., Sumpio, B. E. Effects of different types of fluid shear stress on endothelial cell proliferation and survival. J Cell Physiol. 212 (1), 244-251 (2007).
  19. Milkiewicz, M., Brown, M. D., Egginton, S., Hudlicka, O. Association between shear stress, angiogenesis, and VEGF in skeletal muscles in vivo. Microcirculation. 8 (4), 229-241 (2001).
  20. Corliss, B. A., Azimi, M. S., Munson, J. M., Peirce, S. M., Murfee, W. L. Macrophages: An Inflammatory Link Between Angiogenesis and Lymphangiogenesis. Microcirculation. 23 (2), 95-121 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ex vivo cultuurrattenmesenteriumweefselcapillaire uitlopersproliferatie van endotheelcellenBSI lectine labelingbeeldvorming van lymfevatenangiogene responsfluorescentiemicroscopie
Een
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.