Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Microfluïdische Platform met multiplexverzending elektronische detectie voor ruimtelijke Tracking van Deeltjes

8.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55311

⸱

13 maart 2017

 ,  , 
1School of Electrical and Computer Engineering, Georgia Institute of Technology, 2Institute of Electronics and Nanotechnology, Georgia Institute of Technology, 3Petit Institute for Bioengineering and Biosciences, Georgia Institute of Technology

In dit artikel

Samenvatting

We tonen een microfluïdische platform met een geïntegreerde oppervlakte-elektrode netwerk resistieve pulse sensing (RPS) met code division multiple access (CDMA) combineert, om detectie en afmeting van deeltjes in meerdere microkanalen multiplexen.

Samenvatting

Microfluïdische verwerking van biologische monsters meestal gaat differentiële manipulaties van zwevende deeltjes onder verschillende krachtvelden om ruimtelijk fractioneren van het monster op basis van een biologische eigenschap van belang. Voor de resulterende ruimtelijke verdeling worden gebruikt als assay uitlezing worden microfluïdische inrichtingen vaak microscopisch onderzoek vereisen complexe instrumentatie met hogere kosten en lagere draagbaarheid. Om deze beperking te pakken, hebben we een geïntegreerd elektronisch sensortechnologie ontwikkeld voor gemultiplexte detectie van deeltjes op verschillende locaties op een microfluïdische chip. Onze techniek, genaamd microfluïdische CODES combineert resistief Pulse Sensing met Code Division Multiple Access 2D ruimtelijke informatie te comprimeren tot een 1D elektrisch signaal. In deze paper presenteren we een praktische demonstratie van de microfluïdische CODES technologie op te sporen en de omvang gekweekte kankercellen verdeeld over meerdere microfluïdische kanalen. Alsgevalideerd door de snelle microscopie, het technology nauwkeurig analyseren dichte celpopulaties alle elektronisch zonder de noodzaak van een extern instrument. Als zodanig kunnen de microfluïdische CODES bijdragen dat goedkope geïntegreerde lab-on-a-chip apparaten die zijn zeer geschikt voor de point-of-care tests van biologische monsters.

Inleiding

Nauwkeurige detectie en analyse van biologische deeltjes zoals cellen, bacteriën of virussen gesuspendeerd in vloeibaar is van groot belang voor diverse toepassingen 1, 2, 3. Goed overeenkwamen groot, microfluïdische apparaten bieden unieke voordelen hiervoor zoals hoge gevoeligheid, zachte monster manipulatie en goed gecontroleerde micro 4, 5, 6, 7. Bovendien kan microfluïdische inrichtingen worden ontworpen om een combinatie van vloeistofdynamica en krachtvelden gebruiken om passief fractioneren een heterogene populatie van biologische deeltjes op basis van verschillende eigenschappen 8, 9, 10, 11, 12. In deze inrichtings, kan de resulterende deeltjesverdeling als uitlezing maar ruimtelijke informatie is typisch alleen toegankelijk via microscopie, beperken de praktische bruikbaarheid van het microfluïdische apparaat door te koppelen aan een labinfrastructuur. Daarom is een geïntegreerde sensor die gemakkelijk kunnen melden tijdruimtelijk mapping deeltjes ', zoals ze worden gemanipuleerd op een microfluïdische apparaat, kan ertoe bijdragen dat low-cost, geïntegreerde lab-on-a-chip apparaten die bijzonder aantrekkelijk voor het testen van monsters in mobiel zijn , met beperkte middelen.

Dunne film elektrodes zijn gebruikt als geïntegreerde sensoren microfluïdische inrichtingen voor verschillende toepassingen 13, 14. Resistive Pulse Sensing (RPS) is met name aantrekkelijk voor geïntegreerde detectie van kleine deeltjes in microfluïdische kanalen want het biedt een robuuste, gevoelige en high-throughput detectie mechanisme rechtstreeks van elektrische metingen 15. In RPS, de modulatie impedantie tussen een paar elektroden, ondergedompeld in een elektrolyt wordt gebruikt als middel om een ​​deeltje te detecteren. Wanneer het deeltje passeert door een opening, in de orde grootte van het deeltje, het aantal en de amplitude van kortstondige pulsen in de elektrische stroom worden gebruikt om deeltjes te tellen en grootte, respectievelijk. Bovendien kan de sensor geometrie worden ontworpen met een fotolithografische resolutie in vorm resistieve pulsgolfvormen om gevoeligheid 16, 17, 18, 19 te verbeteren of verticale positie van deeltjes schatten microkanalen 20.

We hebben onlangs een schaalbare en eenvoudige multiplex resistieve pulse sensing technologie genaamd microfluïdische Coded Orthogonal Detectie door Electrical Sensing (microfluïdische CODES) 21. Microfluïdische CODES berust op eenverbindingsnetwerk weerstandsmateriaal pulssensoren, elk bestaande uit een reeks elektroden micromechanische geleiding moduleren op een unieke, onderscheidbare wijze, zodat multiplexing mogelijk. We hebben specifiek elke sensor orthogonale elektrische signalen vergelijkbaar met de digitale codes gebruikt code division multiple access produceren 22 (CDMA) telecommunicatienetwerken, zodat afzonderlijke resistieve sensor signaal uniek kan worden teruggewonnen uit een enkelvoudige golfvorm, wanneer de signalen van verschillende sensoren bemoeien. Zo onze technologie comprimeert 2D spatiale informatie van deeltjes in een elektrisch signaal 1D, waardoor monitoring van deeltjes op verschillende locaties op een microfluïdische chip, terwijl zowel apparaat- en systeemniveau complexiteit tot een minimum.

In dit artikel presenteren we een gedetailleerd protocol voor experimentele en computationele methoden noodzakelijk de microfluïdische CODES technologie, en representative resultaten afkomstig is van in gesimuleerde analyse van biologische monsters. Met de resultaten van een prototype apparaat met vier gemultiplexte sensoren als voorbeeld de techniek uit te leggen, bieden we protocollen op (1) de microfabricage proces microfluïdische inrichtingen de microfluïdische CODES technologie, (2) de beschrijving van de experimentele opstelling inclusief creëren elektronische, optische en vloeibare hardware, (3) de computer algoritme voor het decoderen van storende signalen van verschillende sensoren, en (4) de resultaten van de detectie en analyse van kankercellen in microkanalen. Wij geloven dat het gebruik van de gedetailleerde protocol beschreven, kunnen andere onderzoekers onze technologie toe te passen voor hun onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Ontwerp van Coding Elektroden

Opmerking: Figuur 1a toont de 3-D structuur van het micropatterned elektroden.

  1. Ontwerp een set van vier 7-bit Gold codes voor het coderen van de microfluïdische kanalen 23.
    1. Construct twee lineaire feedback shift-registers (LFSR's), die elk een primitief polynoom.
    2. Gebruik de LFSR een geprefereerde paar 7-bit m -sequences genereren.
    3. Cyclisch verschuiven de voorkeur paar m -sequences en voeg ze in mod 2 tot en met vier verschillende Gold codes te genereren.
  2. Ontwerp de de coderende elektroden (Figuur 1b).
    1. Plaats drie elektroden terminals, die de positieve, negatieve en referentie-elektroden op drie hoeken.
    2. Route positieve en negatieve elektrode sporen aan tegenovergestelde zijden van elke microfluïde kanaal.
    3. Verleng positieve en negatieve elektroden in demicrofluïdische kanalen als elektrode vingers, naar aanleiding van de unieke toegewezen Gold code (figuur 1c).
    4. Plaats de referentie-elektrode tussen de positieve en negatieve elektrode vingertoppen.
    5. Plaats positieve en negatieve elektrode sporen ver van de buitenste vingers referentie-elektrode om elektrische geleiding buiten het coderende gebied te minimaliseren.

2. Microfabricage van oppervlakte-elektroden

Opmerking: Figuur 2b toont het fabricageproces van oppervlakte-elektroden.

  1. Schoon een 4-inch borosilicaatglas wafer in een Piranha-oplossing (98% zwavelzuur: 30% waterstofperoxide = 5: 1) bij 120 ° C gedurende 20 min om alle organische verontreinigingen. Plaats de wafer op een 200 ° C hete plaat gedurende 20 minuten om de resterende water te verwijderen.
  2. Breng de wafer naar een spinner. Verdeel 2 mL negatieve fotoresist op de wafel en de wafel draaien met een snelheid van 3, 000 rpm gedurende 40 s gelijkmatig bekleden van de wafer met een 1,5-um fotolaklaag.
  3. Plaats de wafer op een 150 ° C hete plaat en bak de gesponnen fotolak gedurende 1 minuut.
  4. Expose de fotoresist tot 365-nm UV-licht (225 mJ / cm2) door middel van een chromen masker met behulp van een masker aligner.
  5. Plaats de wafer op een 100 ° C hete plaat en bak de blootgestelde fotoresist gedurende 1 minuut.
  6. Ontwikkelen van de fotoresist door onderdompeling van de wafer in een fotolak ontwikkelaar (RD6) gedurende 15 s. Voorzichtig spuiten gedeïoniseerd (DI) water en was de wafer. Droog door te blazen gecomprimeerd stikstof.
  7. Plaats de wafer met gedessineerde fotolak in een e-beam metal verdamper, en een 20-nm dikke chroom film, gevolgd door een 80-nm-dikke gouden film deponeren op de wafer op een basis druk van 3 × 10 -6 Torr met een afzettingssnelheid van 1 a / s.
  8. Dompel het met metaal beklede wafer in aceton in een ultrasoon bad, ingesteld op een frequentie van 40 kHz met 100% amplitude gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur temperARD om de onderliggende fotoresist etsen en voltooi de lift-off proces.
  9. Snijd de wafer in kleinere stukken met een conventionele in blokjes snijden zaag.

3. Fabricage van de SU-8 Mold voor microkanalen

Opmerking: Figuur 2a toont het vervaardigingsproces van de matrijs voor microkanalen.

  1. Reinigen en bak een 4-inch silicium wafer met behulp van dezelfde procedure in 2.1 beschreven.
  2. Breng de wafer naar een spinner. Pour 4 ml fotoresist op de wafer. Vacht van de wafer met fotolak.
    1. Spin de wafer bij 500 rpm gedurende 15 s.
    2. Spin de wafer bij 1000 rpm gedurende 15 s.
    3. Spin de wafer bij 3000 rpm gedurende 60 s een uniform gecoate 15-pm dikke fotoresistlaag verkrijgen.
  3. Plaats de wafer open op een cleanroom veeg gedrenkt in aceton en verwijder de resterende fotolak van de achterkant en de randen van de wafer.
  4. Overdracht van de wafer op een hete platen voor zacht bakken. Eerst, bak de wafer bij 65 ° C gedurende 1 min. Dan snel de wafer te verplaatsen naar een 95 ° C hete plaat en bak gedurende 2 minuten.
  5. Expose de fotoresist tot 365-nm UV-licht (180 mJ / cm2) door middel van een chromen masker met behulp van een masker aligner.
  6. Bak de wafer na blootstelling bij 65 ° C gedurende 1 minuut en vervolgens bij 95 ° C gedurende 2 minuten.
  7. Dompel de wafer in de ontwikkelaar en zachtjes de container te schudden gedurende 3 minuten. Vervolgens, spoel de wafer met isopropanol (IPA) en drogen door blazen samengeperste stikstof. Als een wit-gekleurde residu op de wafer wordt weergegeven, ondergedompeld in de ontwikkelaar opnieuw en te ontwikkelen voor langere tijd en droog.
  8. Bak de wafer op een 200 ° C hete plaat gedurende 30 minuten om het te drogen.
  9. Meet de dikte van de gevormde fotoresist met een profilometer op verschillende locaties in de wafel uniformiteit.
  10. Silaniseren de mal wafer door gebruikmaking van de techniek van opdampen. Voeg 200 ul van trichlorosilane in een petrischaal en plaats in een vacuümexsiccator, samen met de SU-8 mal wafer gedurende 8 uur.

4. Montage van de microfluïdische CODES Device

  1. Plaats de 4-inch silicium wafer met de mal in een 150 mm diameter petrischaal, en zet het vast door het vastbinden van de randen.
  2. Meng de polydimethylsiloxaan (PDMS) prepolymeer en verknopingsmiddel in een verhouding van 10: 1, en giet 50 g van het mengsel in de petrischaal. Plaats de petrischaal in een vacuümexsiccator ontgassen van het mengsel gedurende 1 uur en vervolgens genezen in een oven bij 65 ° C gedurende ten minste 4 uur (Figuur 2a).
  3. Knip de uitgeharde PDMS laag met behulp van een scalpel en afschilferen de mal wafer met behulp van een pincet. De grootte van het proof-of-principle inrichting ongeveer 20 mm x 7 mm. punch dan gaten met een diameter van 1,5 mm door het PDMS voor de inlaat en uitlaat van de microfluïdische kanaal met een biopsie perforator.
  4. Reinig de patroon van het PDMS deel door het plaatsen van it op een clean-room plakband.
  5. Reinig de glazen substraat met oppervlakte-elektroden door het te spoelen met aceton, IPA, DI-water en droog met samengeperste stikstof.
  6. Activeer de oppervlakken van PDMS en glazen substraat zuurstofplasma gedurende 30 s bij de microschaal bewerkte zijde van elk deel naar boven in een RF plasmagenerator gesteld op 100 mW.
  7. Lijn de PDMS microfluïdische kanalen met oppervlakte-elektroden op het glazen substraat met een optische microscoop en breng de plasma geactiveerde oppervlakken in fysiek contact.
  8. Bak het apparaat op een 70 ° C hete plaat gedurende 5 minuten, met de glazen kant van de hete plaat.
  9. Sluit de contactvlakken van de elektroden met draden gesoldeerd.

5. Bereiding van Simulated Biological Sample

  1. Cultuur HeyA8 humaan ovarium kankercellen in RPMI 1640 aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline-streptomycine in 5% CO2 atmosfeer bij 37 ° Ctotdat ze 80% samenvloeiing.
  2. Zuig het materiaal uit de kolf met een glazen pipet. Doseren en vervolgens zuig 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) om de cellen te wassen.
  3. Incubeer cellen in 2 ml 0,05% (w / v) oplossing trypsine gedurende 2 minuten bij 37 ° C om hechtende cellen te schorten. Vervolgens wordt 4 ml van het kweekmedium om de trypsine te neutraliseren.
  4. Centrifugeer de celsuspensie bij 100 xg gedurende 5 minuten om de cellen te pelleteren in een reageerbuis. Dan, aspireren supernatant volledig.
  5. Resuspendeer de cellen in 1-2 ml 1x PBS door zachtjes en neer te pipetteren mechanisch dissociaat cel klonten.
  6. Teken een kleine hoeveelheid celsuspensie in een pipet en tel het aantal cellen met behulp hemocytometer.
  7. Verdun de celsuspensie met PBS om een monster te bereiden met uiteindelijke celconcentratie van 10 5 -10 6 cellen / ml.

6. Het uitvoeren van de microfluïdische CODES Device

Opmerking: Figuur 3 toont de experimentele opstelling.

  1. Plaats het microfluïdische apparaat CODES op het podium van een optische microscoop.
  2. Breng een 400 kHz sinusgolf met de referentie elektrode op de chip met behulp van elektronische functiegenerator.
  3. Sluit positieve en negatieve meetelektroden twee onafhankelijke trans-impedantie versterker om stroomsignalen spanning signalen omzetten van elkaar.
  4. Trek de positieve meetelektrode spanningssignaal van de negatieve meetelektrode spanningssignaal via een differentiële spanning versterker om een ​​bipolair signaal te verkrijgen.
  5. Gebruik een high-speed camera om optisch opname werking van het apparaat voor de validatie en karakterisatie doeleinden.
  6. Rijd de cel suspensie door de microfluïdische CODES apparaat bij een constante stroomsnelheid (50-1000 ul / h) met behulp van een injectiepomp.
  7. Meet de impedantie modulatiesignaal met een invangversterker.
    1. Sluit de verwijzing AC signaal naar de reference ingang van de invangversterker. Sluit het differentieel bipolair signaal naar de invangversterker als ingangssignaal.
    2. Verkrijgen van de RMS-amplitude van het differentiële signaal van de invangversterker output.
  8. Proef de lock-in versterker uitgangssignaal bij 1 MHz snelheid in een computer door middel van een data-acquisitie board voor verdere analyse.

7. Verwerking van sensorsignalen

  1. Transfer opgenomen elektrische gegevens in MATLAB voor post-processing en decoderen.
  2. Filtreer het opgenomen signaal in het digitale domein met een Butterworth filter (MATLAB ingebouwde functie) om de hoogfrequente ruis (> 2,5 kHz) te verwijderen.
  3. Genereer een sjabloon code bibliotheek van de sensor signalen.
    1. Identificeer representatieve niet-overlappende codesignalen corresponderend met elke sensor in het apparaat en extraheer deze signaalblokken uit de dataset als afzonderlijke golfvorm vectoren.
    2. Normaliseren elk template code waveform vectordoor zijn kracht. Gebruik het MATLAB ingebouwde functie (bandpower) om het signaalvermogen gemeten.
    3. Gebruik MATLAB-functie (resample) om de template bibliotheek uitbreiden door digitaal te creëren versies van genormaliseerde codesignalen met verschillende looptijden op variaties in de cel stroomsnelheid over de elektroden tegemoet te komen.
  4. Identificeer de signaalblokken die overeenkomen met activiteitssensor (drempel: SNR> 12 dB) in het gefilterde golfvorm. Waveform met SNR onder de drempel zou worden behandeld als ruis.
  5. Decoderen individuele blokken sensoractiviteit in het opgenomen signaal met behulp van een iteratief algoritme, gebaseerd op de achtereenvolgende interferentieopheffing, een techniek die gewoonlijk in multi-user CDMA communicatienetwerken 24, 25.
    1. Bereken kruiscorrelatie van elk signaalblok van alle sjablonen in de bibliotheek met behulp van glijdende inwendig product.
    2. Identificeer de sjabloon dat de larg produceertest auto-correlatiepiek aan de dominante individuele sensor code signaal te bepalen. Noteer de tijd en amplitude van de autocorrelatie piek.
    3. Construct een schatting sensor codesignaal door het schalen van de geïdentificeerde code template op basis van de gemeten autocorrelatie piek amplitude en timing informatie (bepaald in stap 7.5.2).
    4. Aftrekken van de geschatte sensorcode signaal van de oorspronkelijke gegevens.
    5. Herhalen van het proces van 7.5.1, totdat het residusignaal geen signaal in de sjabloonbank, wiskundig gedefinieerd als de correlatiecoëfficiënt minder dan 0,5 niet lijken.
  6. Verfijn eerste sensorsignaal schattingen uit stap 7.5 met behulp van een optimalisatieproces.
    1. Reconstrueren signaal door toevoeging geraamde sensorsignalen van elke iteratie.
    2. Vegen de amplitude, de duur en de timing van de individuele sensor signalen rond de oorspronkelijke ramingen voor de beste pasvorm met het opgenomen elektrisch signaal te producerenop basis van de kleinste kwadraten harmonisatie 26.
  7. Omzetten amplitudes van de geschatte sensor signalen in cel grootte door het kalibreren van elektrische signalen tegen optische beelden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een microfluïdische inrichting CODES met vier sensoren verdeeld over vier microkanalen wordt getoond in figuur 1b. In dit systeem is de doorsnede van elk microfluïde kanaal is gemaakt nabij de grootte van een cel, zodat (1) meerdere cellen kan niet via elektroden parallel en (2) cellen blijven nabij de elektroden verhogen van de gevoeligheid passeren . Elke sensor is ontworpen om een ​​unieke 7-bit digitale code te genereren. De inrichting werd vervolgens getest met een ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Meervoudige puls resistieve sensoren eerder zijn opgenomen in microfluïdische chips 28, 29, 30, 31, 32. In deze systemen werden resistieve pulssensoren ofwel niet gemultiplext 28, 29, 30, 31 of ze verplicht individuele sensoren op v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door National Science Foundation Award Nr. ECCS 1610995. De auteurs willen de staf van het Institute of Electronics and Nanotechnology en het Parker H. Petit Institute for Bioengineering and Bioscience bedanken voor hun steun bij het gebruik van gedeelde faciliteiten. De auteurs willen ook Chia-Heng Chu bedanken voor zijn hulp bij het voorbereiden van het manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
98% Sulfuric Acid   BDH ChemicalsBDH3074-3.8LP
30% Hydrogen Peroxide  BDH ChemicalsBDH7690-3
TrichlorosilaneAldrich Chemistry235725-100G
NR9-1500PY Negative PhotoresistFuruttex
Resist Developer RD6Furuttex
AcetoneBDH ChemicalsBDH1101-4LP
SU-8 2015 Negative PhotoresistMicrochemSU8-2015
SU-8 DeveloperMicrochemY010200
Polydimethylsiloxane (PDMS)Dow Corning3097358-1004Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit
Isopropyl AlcoholBDH ChemicalsBDH1133-4LP
RPMI 1640Corning Cellgro10-040-CV
Fetal Bovine Serum (FBS)Seradigm1500-050
Penicillin-StreptomycinAmrescoK952-100ML
Phosphate-Buffered Saline (PBS)Corning Cellgro21-040-CM
PHD 22/2000 Syringe PumpHarvard Apparatus70-2001
HF2LI Lock-in AmplifierZurich Instrument
HF2TA Current AmplifierZurich Instrument
Eclipse Ti-U MicroscopeNikon Corporation
DS-Fi2 High-Definition Color Camera Nikon Corporation
v7.3 High-speed CameraPhantom
PCIe-6361 Data Acquisition Board National Instruments781050-01
BNC-2120 Shielded Connector BlockNational Instruments777960-01 
PX-250 Plasma Treatment SystemNordson MARCH 

Referenties

  1. De Roy, K., Clement, L., Thas, O., Wang, Y., Boon, N. Flow cytometry for fast microbial community fingerprinting. Water Res. 46 (3), 907-919 (2012).
  2. Vives-Rego, J., Lebaron, P., Nebe-von Caron, G. Current and future applications of flow cytometry in aquatic microbiology. FEMS Microbiol Rev. 24 (4), 429-448 (2000).
  3. Alvarez-Barrientos, A., Arroyo, J., Cantón, R., Nombela, C., Sánchez-Pérez, M. Applications of flow cytometry to clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 13 (2), 167-195 (2000).
  4. Toner, M., Irimia, D. Blood-on-a-chip. Annu Rev Biomed Eng. 7, 77-103 (2005).
  5. Mehling, M., Tay, S. Microfluidic cell culture. Current Opin Biotech. 25, 95-102 (2014).
  6. Sarioglu, A. F., et al. A microfluidic device for label-free, physical capture of circulating tumor cell clusters. Nat Methods. 12 (7), 685-691 (2015).
  7. Cermak, N., et al. High-throughput measurement of single-cell growth rates using serial microfluidic mass sensor arrays. Nat Biotechnol. , (2016).
  8. Gossett, D., et al. Label-free cell separation and sorting in microfluidic systems. Anal Bioanal Chem. 397 (8), 3249-3267 (2010).
  9. Tsutsui, H., Ho, C. Cell separation by non-inertial force fields in microfluidic systems. Mech Res Commun. 36 (1), 92-103 (2009).
  10. Edwards, T. L., Gale, B. K., Frazier, A. B. A microfabricated thermal field-flow fractionation system. Anal Chem. 74 (6), 1211-1216 (2002).
  11. Wang, M. M., et al. Microfluidic sorting of mammalian cells by optical force switching. Nat Biotechnol. 23 (1), 83-87 (2005).
  12. Shields, C. W. IV, Reyes, C. D., López, G. P. Microfluidic cell sorting: a review of the advances in the separation of cells from debulking to rare cell isolation. Lab Chip. 15 (5), 1230-1249 (2015).
  13. Gawad, S., Schild, L., Renaud, P. Micromachined impedance spectroscopy flow cytometer for cell analysis and particle sizing. Lab Chip. 1 (1), 76-82 (2001).
  14. Haandbæk, N., Bürgel, S. C., Heer, F., Hierlemann, A. Characterization of subcellular morphology of single yeast cells using high frequency microfluidic impedance cytometer. Lab Chip. 14 (2), 369-377 (2014).
  15. Bayley, H., Martin, C. Resistive-pulse sensing-from microbes to molecules. Chem Rev. 100 (7), 2575-2594 (2000).
  16. Polling, D., Deane, S. C., Burcher, M. R., Glasse, C., Reccius, C. H. Coded electrodes for low signal-noise ratio single cell detection in flow-through impedance spectrophy. Proceedings of uTAS. (The 14th International Conference on Miniaturized Systems for Chemistry and Life Sciences), Groningen, The Netherlands, , 3-7 (2010).
  17. Javanmard, M., Davis, R. W. Coded corrugated microfluidic sidewalls for code division multiplexing. IEEE Sensors J. 13 (5), 1399-1400 (2013).
  18. Balakrishnan, K. R., et al. Node-pore sensing: a robust, high-dynamic range method for detecting biological species. Lab Chip. 13 (7), 1302-1307 (2013).
  19. Emaminejad, S., Talebi, S., Davis, R. W., Javanmard, M. Multielectrode sensing for extraction of signal from noise in impedance cytometry. IEEE Sensors J. 15 (5), 2715-2716 (2015).
  20. Spencer, D., Caselli, F., Bisegna, P., Morgan, H. High accuracy particle analysis using sheathless microfluidic impedance cytometry. Lab Chip. 16 (2016), 2467-2473 (2016).
  21. Liu, R., Wang, N., Kamili, F., Sarioglu, A. Microfluidic CODES: a scalable multiplexed electronic sensor for orthogonal detection of particles in microfluidic channels. Lab Chip. 16 (8), 1350-1357 (2016).
  22. Buehrer, R. Code Division Multiple Access (CDMA). Synthesis Lectures on Communications. 1 (1), 1-192 (2006).
  23. Proakis, J. Digital Communications. , McGraw-Hill. New York, NY. (1989).
  24. Patel, P., Holtzman, J. Analysis of a simple successive interference cancellation scheme in a DS/CDMA system. IEEE J Sel Areas Commun. 12 (5), 796-807 (1994).
  25. Hui, A., Letaief, K. Successive interference cancellation for multiuser asynchronous DS/CDMA detectors in multipath fading links. IEEE Trans Commun. 46 (3), 384-391 (1998).
  26. Whittle, P. Prediction and regulation by linear least-square methods. J Macroecon. 7 (1), 126(1985).
  27. Whitesides, G., Ostuni, E., Takayama, S., Jiang, X., Ingber, D. Soft lithography in biology and biochemistry. Annu Rev Biomed Eng. 3 (1), 335-373 (2001).
  28. Zhe, J., Jagtiani, A., Dutta, P., Hu, J., Carletta, J. A micromachined high throughput Coulter counter for bioparticle detection and counting. J Micromech Microeng. 17 (2), 304-313 (2007).
  29. Song, Y., Yang, J., Pan, X., Li, D. High-throughput and sensitive particle counting by a novel microfluidic differential resistive pulse sensor with multidetecting channels and a common reference channel. Electrophoresis. 36 (4), 495-501 (2015).
  30. Watkins, N., et al. Microfluidic CD4+ and CD8+ T lymphocyte counters for point-of-care HIV diagnostics using whole blood. Sci Transl Med. 5 (214), 214ra170(2013).
  31. Chen, Y., et al. Portable Coulter counter with vertical through-holes for high-throughput applications. Sensor Actuat B-Chem. 213, 375-381 (2015).
  32. Jagtiani, A., Carletta, J., Zhe, J. An impedimetric approach for accurate particle sizing using a microfluidic Coulter counter. J Micromech Microeng. 21 (4), 045036(2011).
  33. Gold, R. Optimal binary sequences for spread spectrum multiplexing (Corresp). IEEE Trans. Inform. Theory. 13 (4), 619-621 (1967).
  34. Dinan, E., Jabbari, B. Spreading codes for direct sequence CDMA and wideband CDMA cellular networks. IEEE Commun Mag. 36 (9), 48-54 (1998).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Microfluïdische CODESResistive Pulse SensingCode Division Multiple AccessPartikeldetectieMicrofluïdische KanalenCelmetingLab-on-a-ChipPoint-of-Care-testenElektronische Detectie
Microfluïdische Platform met multiplexverzending elektronische detectie voor ruimtelijke Tracking van Deeltjes
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.