Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Organotypic Hippocampal Slice culturen als een Model voor de studie neuroprotectie en invasiviteit van tumorcellen

12.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55359

⸱

27 augustus 2017

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, Martin Luther University Halle-Wittenberg, 2Department of Anatomy, University of Otago

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Organotypic hippocampal segment culturen (OHSC) vormen een in vitro model dat de in vivo situatie heel goed simuleert. Hier beschrijven we een op vibratome gebaseerde verbeterd snijden protocol om te verkrijgen van hoge kwaliteit segmenten voor gebruik bij de beoordeling van het neuroprotectieve potentieel van nieuwe stoffen of het biologisch gedrag van de tumorcellen.

Samenvatting

In organotypic hippocampal segment culturen (OHSC) zijn de morfologische en functionele kenmerken van zowel zenuwcellen en gliacellen goed bewaard. Dit model is geschikt voor het aanpakken van verschillende onderzoeksvragen die betrekking hebben op onderzoek naar neuroprotectie, elektrofysiologische experimenten op neuronen, neuronale netwerken of tumor invasie. De hippocampal architectuur en neuronale activiteit in multisynaptic circuits zijn goed bewaard in OHSC, hoewel de segmenteringshulplijnen procedure zelf in eerste instantie laesies en leidt tot de vorming van een gliale litteken. De littekenvorming verandert vermoedelijk de mechanische eigenschappen en diffusive gedrag van kleine molecules, enz. Segmenten kunnen nagaan van tijd-afhankelijke processen na hersenletsel zonder dierlijke chirurgie, en studies over de interacties tussen de verschillende soorten van de hersenen-afgeleide cellen, namelijk astrocyten, microglia en neuronen onder zowel fysiologische en pathologische voorwaarden. Een ambivalente aspect van dit model is het ontbreken van de bloedstroom en bloed immuuncellen. Tijdens de progressie van de neuronale schade, migreren immuuncellen uit het bloed spelen een belangrijke rol. Als deze cellen in plakjes ontbreken, kunnen de intrinsieke processen in de cultuur worden waargenomen zonder buitenlandse inmenging. Bovendien, in OHSC wordt de samenstelling van het medium-externe milieu precies geregeld. Een ander voordeel van deze methode is het lagere aantal geofferde dieren in vergelijking met standaard preparaten. Verschillende OHSC kan worden verkregen van het ene dier gelijktijdige studies met meerdere behandelingen in één dier mogelijk te maken. Om deze redenen, OHSC zijn zeer geschikt voor het analyseren van de gevolgen van nieuwe beschermende therapeutics na weefselbeschadiging of tijdens de invasie van de tumor.

Het protocol gepresenteerd hier beschrijft een methode van de voorbereiding van OHSC waarmee genereren zeer reproduceerbaar, goed bewaard gebleven segmenten die kunnen worden gebruikt voor een verscheidenheid van experimenteel onderzoek, zoals neuroprotectie of tumor invasie studies.

Inleiding

OHSC zijn een goed gekarakteriseerd in vitro model om te studeren zowel fysiologische en pathologische eigenschappen van neuronen, astrocyten en microglia1. Het is gemakkelijk om te controleren de extracellulaire omgeving en controleren van de cellulaire en morfologische veranderingen na verschillende prikkels. De organisatie van de hippocampal neuronen en hun verbindingen zijn goed bewaard gebleven na voorbereiding2,3. Uit verschillende voordelen, OHSC toestaan controle van hersenen letsel en tumor invasie zonder dierlijke chirurgie. Zes tot acht OHSC kan worden verkregen van een enkele knaagdier hersenen. OHSC helpen daarom aanzienlijk verminderen van het aantal dieren en laten testen van meerdere drugs concentraties, genetische manipulaties of laesie van de verschillende modellen in hetzelfde dier. In segment gebaseerde testen, experimentele omstandigheden precies controleerbaar. Bovendien tijdsafhankelijke ontwikkelingsprocessen van pathologische condities als secundaire schade door time-lapse imaging gemakkelijk kunnen worden gecontroleerd.

In het gegeven protocol, oorspronkelijk opgericht door Stoppini et al. 4, de voorbereiding stappen worden beschreven en belangrijke morfologische bezienswaardigheden voor de selectie van passende segmenten worden gemarkeerd. Het is raadzaam de voorbereiding van postnatale dag 7-9 ratten of muizen postnatale dag 4-5. In deze periodes Toon OHSC een robuuste weerstand tegen mechanische trauma's en een hoog potentieel voor reorganisatie van neuronale circuits. Daarentegen preparaten van embryonaal of volwassen ratten snel veranderen hun structuur en hun organotypic morfologie verliezen tijdens de teelt en zijn daarom minder geschikt voor de studie van langdurige processen in fundamenteel onderzoek5,6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11. een ander kritisch punt voor de overlevingskansen van OHSC is de dikte van het segment zelf als de verspreiding en dus voedingsstoffen levering beperkte12,13,14 zijn.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

dier experimenten werden uitgevoerd overeenkomstig het beleid van ethiek en het beleid inzake het gebruik van dieren in het onderzoek neurowetenschap zoals goedgekeurd door de Europese Gemeenschappen Raad richtlijn 2010/63/EG van het EuropeesParlement en de Raad van de Europese Unie betreffende de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden.

1. voorbereiding van de instrumenten en cultuurmedia

  1. voor bereiding van OHSC de volgende set van instrumenten gebruiken: twee kleine schaar, twee gebogen pincet, een pincet met een fijne tip, drie bladen (twee van maat 11, één van grootte 15), drie scalpel houders, ronde filtreerpapier (diameter: 35 mm), agar, een scheermesje, een pipet van Pasteur ongewijzigd, en een gewijzigd Pasteur Pipetteer zonder een tip. Steriliseren van alle materialen in een autoclaaf vóór gebruik ( Figuur 1).
  2. Weeg 5 g agar en los het op in 100 mL gedestilleerd water. De oplossing voor 20 min bij 121.7 ° C bij 210.8 kPa in een autoclaaf steriliseren. Verdelen van de 3 mL vloeibare agar oplossing in 60-mm petrischalen met behulp van een steriele glazen pipet, toestaan om te stollen voor 5 h, dek af met plastic paraffine film bewaren bij 4 ° C tot verder gebruik te voorkomen van besmetting. Agar blokken zijn nodig om de hersenen te stabiliseren tijdens de segmenteringshulplijnen procedure.
  3. Media
    1. maken 200 mL van het preparaat medium (pH 7,35) bestaande uit 198 mL minimaal essentiële medium (MEM) en 2 mL oplossing van L-glutamine (definitieve concentratie van 2 mM). Bereid de oplossing op de dag van de voorbereiding van de media en het bewaren bij 4 ° C.
    2. Bereiden 100 mL gestolde voedingsbodem bestaande uit 49 mL MEM, 25 mL Hanks ' evenwichtig zoutoplossingen (HBSS), 25 mL (v/v) normale paard serum (NHS), 1 mL oplossing van L-glutamine (definitieve concentratie van 2 mM), 100 µg insuline, glucose 120 mg, 10 mg streptomycine , 10.000 U penicilline, en 800 µg vitamine C zoals eerder gemeld. Warm het medium (37 ° C), de pH-waarde tot pH 7.4 en steriele filter (0,2 µm poriegrootte) aanpassen. Herhaal de procedure (warming-up, pH-waarde, enz.) om de dag voordat u wijzigt het medium. Het medium op het meest gebruikt voor één week wanneer bewaard bij 4 ° C.
  4. Vul een 35-mm petrischaal met voorbereiding medium voor het opslaan van de hersenen. Plaats twee lege petrischalen voor het verzamelen van het weefsel op een cooling pack in het werkgebied.

2. Voorbereiding en Slicing met een Vibratome

  1. gebruik hersenen van 7-9 daagse oude ratten of 4-5 dagen oude muizen voor de voorbereiding van de OHSC volgens Stoppini et al.. 4 na de onthoofding van dieren, verwijder de huid van de schedel met schaar.
  2. Het blad van een fijne scissor introduceren in het achterhoofdsgat en open de schedel door te snijden langs de caudal (terug) rostraal (front) as. Maak twee snijdt loodrecht naar de eerste, zodat de schaar wijs naar de linker en rechter oor, respectievelijk (" T-incisie ").
  3. Open de schedel zorgvuldig met een fijne Tang, waarbij aandacht wordt besteed niet te verwonden van de hersenen. Gebruik van een scalpel (lemmet maat 11) te snijden het meest rostraal deel van de frontale paal en het cerebellum.
  4. Door middel van een spatel, verwijderen de hersenen en breng dit zorgvuldig in de petrischaal gevuld met voorbereiding medium ( Figuur 2). Positie van de hersenen op de monsterhouder en repareren met medische Cyanoacrylaat lijm. De stukken van agar kunt verzekeren van de mechanische stabilisatie.
  5. Ontleden van het weefsel horizontaal in 350 µm dik OHSC met behulp van een glijdende vibratome.
  6. Evalueren de plakjes optisch met behulp van een verrekijker Microscoop. OHSC van lage kwaliteit onmiddellijk verwijderen. Het is belangrijk om alleen die segmenten met intacte cytoarchitecture van het middengedeelte van de hippocampus geïsoleerd (zie figuren 3 en 4) tussen de dorsale en de ventrale hippocampus.
  7. Scheiden de hippocampal regio en de cortex van de Entorinale met behulp van een scalpel (ronde mes grootte 15; Figuur 3). De perforant traject en Entorinale cortex moet worden bewaard.
  8. Zes tot acht OHSC worden verkregen van elk hersenen. Pipetteer 2-3 plakjes in één cel cultuur invoegen (porie grootte 0,4 µm) en plaats deze in een put van een 6-well cultuur schotel met 1 mL gestolde voedingsbodem per putje.
  9. Broeden de 6-well gerechten bij 35 ° C in een volledig bevochtigde sfeer met 5% (v/v) CO 2 en veranderen het kweekmedium cel elke tweede dag.
    Opmerking: Uitvoering van uw experimenten op 6 dagen in vitro (div). Ontstekingsreacties die is gekoppeld aan de segmenteringshulplijnen procedure verdwijnen door dag 6. In dit stadium, microglial cellen weergeven een vertakte morfologie en synaptische verbindingen hebben gerijpt.

3. Evaluatie van de kwaliteit van het weefsel

  1. fixatie, labeling en visualisatie van de degenererende neuronen in OHSC
    1. na het uitvoeren van de experimenten, Incubeer de OHSC met 5 µg/mL propidium jodide (PI) gedurende 2 uur voorafgaand aan de fixatie, in om vlekken van de kernen van de degenererende neuronen.
      Let op: PI is een verdachte carcinogeen, altijd het dragen van persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) zoals handschoenen.
    2. Wassen van de OHSC met 0,1 M fosfaatbuffer (pH 7.4) en pas deze aan met een 4% (v/v)-oplossing van paraformaldehyde (PFA) voor 24 h.
      Let op: PFA is een toxische en vermoedelijke kankerverwekkend. Werken onder zuurkast en dragen PPE.
    3. De OHSC in inzetstukken met 1 mL PBS wassen en gebruik dan een borstel rigger te scheiden van de segmenten van het membraan.
    4. Label van de OHSC met IB 4 kleurstof in een 24-well plaat ( Figuur 5).
  2. Geleiding van tumor invasie experimenten met behulp van fluorescently label afzonderlijke cellen
    1. 24 h vóór de aanvang van een experiment, het label van de tumorcellen met behulp van de fluorescente kleurstof Carboxyfluorescein DIACETAAT succinimidyl Ester (CFDA SE).
    2. Loskoppelen en tellen van de tumorcellen met behulp van een kamer Neubauer.
    3. Resuspendeer de cellen in het medium, zodat 10 µL van schorsing het nummer van de gewenste cel (normaal 50.000 of 100.000 cellen bevat).
    4. Breng 10 µL van de celsuspensie op de cultuur van het segment en de cellen binnen te vallen voor 3 dagen toestaan.
    5. Aan het einde van het experiment, los van de culturen van de segmenten met behulp van 4% (v/v) PFA gedurende 24 uur en label de co culturen met PI voor een andere 24 h te visualiseren van de cytoarchitecture.
      Let op: PFA is een toxische en vermoedelijke kankerverwekkend. Werken onder zuurkast en dragen PPE.
    6. Mount de co culturen op een cover slip voor verdere analyse met behulp van de media montage.

4. Evaluatie van de experimenten van de OHSC

de OHSC analyseren met een confocale laser scanning microscoop (CLSM). Voor detectie van PI aangeduid, ontaarden neuronen of de PI cytoarchitecture het label gebruiken monochromatisch licht van de golflengte λ = 543 nm en een uitstoot-band pass filter voor de golflengte λ = 585-615 nm. Voor CFDA label tumorcellen of IB 4 microglia, gebruiken een excitatie golflengte λ = 488 nm. Voor beide experimentele typen, het opnemen van een z-stack met 2 µm dik optische segmenten en gebruikt voor evaluatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Neuroprotectie studies: Om te bepalen van neuronale schade, het aantal PI positieve kernen en IB4 positieve microglia in elke derde optische sectie van de cellaag van de submodule (GCL) voor de getand gyrus (DG) werd geteld. Voor tumor invasie experimenten, werd de maximale intensiteit z-projectie van de stack gebruikt voor de berekening van het verdragsgebied van tumorcellen, als een maatregel van de invasie en visualiseren van verschillende invasie patronen (...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft de bereiding van OHSC. Dit model kunnen testen van intrinsieke mogelijkheden en reacties van hersenweefsel na de toepassing van fysiologische en pathologische stimuli. Naast analyses van elektrofysiologische parameters, kan OHSC lesioned en de gevolgen van schade voor alle celtypes kunnen worden bepaald. Behandeling met verschillende stoffen en de gedetailleerde beschrijving van lesioning processen of genezing in de afwezigheid van macrofagen en lymfocyten is mogelijk.

...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen

Dankbetuigingen

De auteurs bedank Christine Auste voor haar steun met de video-opname en Chalid Ghadban voor zijn uitstekende technische hulp. Urszula Grabiec werd gesteund door de Roux Programm FKZ 29/18/EG.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
6-WellFalcon35-3046
AgarFluka5040
AutoclavSystecDX-45
CFDA Thermo FisherV12883
Confocal laser scanning microscope (CLSM) LSM700Carl Zeiss
Eagle´s Minimal Essential Medium Invitrogen32360-034
Fluorescein labeled Griffonia (Bandeiraea) Simplicifolia Lectin IVector LabsFL-1101
GlucoseMerk1083371000
GlutaminInvitrogen25030-024
Hank´s Balanced Salt Solution (with Ca2+ and Mg2+)Invitrogen24020-133
Hank´s Balanced Salt Solution (without Ca2+  and Mg2+)Invitrogen14170-138
InsulinSigma AldrichI5500
L-ascorbic acidSigma AldrichA5960
L-GlutaminInvitrogen25030-024
LN229Cell-Lines-Service300363
Medical cyanoacrylate glue (Histoacryl glue)B.Braun1050052
Millicell Culture InsertsMilliporePICMORG50
NMDA N-methyl-D-aspartic acidSigma AldrichM3262
Normal Horse SeumInvitrogen26050-088
Penicillin StreptomycinInvitrogen15140-122
Petri dishes (all sizes)Greiner627160/664160/628160
PFARoth0335.1toxisch
Propidium iodid (PI)Sigma Aldrich81845-25MGtoxisch
U138ATCCHTB-14
VibratomeLeicaLeica VT 1200
```

Referenties

  1. Gähwiler, B. Organotypic slice cultures: a technique has come of age. Trends Neurosci. 20 (10), 471-477 (1997).
  2. Bahr, B. A. Long-Term Hippocampal Slices: A Model System for Investigating Synaptic Mechanisms and Pathologic Processes. J Neurosci Res. 42 (3), 294-305 (1995).
  3. Dailey, M. E., Eyo, U., Fuller, L., Hass, J., Kurpius, D. Imaging microglia in brain slices and slice cultures. Cold Spring Harbor Protoc. 2013 (12), 1142-1148 (2013).
  4. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neurosci Methods. 37 (2), 173-182 (1991).
  5. Kleinberger-Doron, N., Schramm, M. Culture of mature hippocampus slices for 4 days in a newly developed medium: preservation of transmitter release and leucine incorporation into protein. Brain Res. 533 (2), 239-247 (1990).
  6. Legradi, A., Varszegi, S., Szigeti, C., Gulya, K. Adult rat hippocampal slices as in vitro models for neurodegeneration Studies on cell viability and apoptotic processes. Brain Res Bull. 84 (1), 39-44 (2011).
  7. Gähwiler, B. H. Organotypic Monolayer Cultures of Nervous Tissue. J Neurosci Methods. 4, 329-342 (1981).
  8. Gähwiler, B. H. Organotypic cultures of neural tissue. Trends Neurosci. 11 (11), 484-489 (1988).
  9. Leutgeb, J. K., Frey, J. U., Behnisch, T. LTP in cultured hippocampal-entorhinal cortex slices from young adult (P25-30) rats. J Neurosci Methods. 130 (1), 19-32 (2003).
  10. Kim, H., Kim, E., Park, M., Lee, E., Namkoong, K. Organotypic hippocamal slice culture from the adult mouse brain: A versatile tool for translational neuropsychopharmacology. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 41, 36-43 (2013).
  11. Xiang, Z., Hrabetova, S., et al. Long-term maintenance of mature hippocampal slices in vitro. J Neurosci Methods. 98, 145-154 (2000).
  12. Adamchik, Y., Frantseva, M. V., Weisspapir, M., Carlen, P. L., Perez Velazquez, J. L. Methods to induce primary and secondary traumatic damage in organotypic hippocampal slice cultures. Brain rRes Brain Res Protoc. 5, 153-158 (2000).
  13. Cho, S., Wood, A., Bowlby, M. R. Brain slices as models for neurodegenerative disease and screening platforms to identify novel therapeutics. Curr Neuropharmacol. 5 (1), 19-33 (2007).
  14. Noraberg, J., Poulsen, F. R., et al. Organotypic hippocampal slice cultures for studies of brain damage, neuroprotection and neurorepair. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord. 4 (4), 435-452 (2005).
  15. De Simoni, A., Griesinger, C. B., Edwards, F. a Development of rat CA1 neurones in acute versus organotypic slices: role of experience in synaptic morphology and activity. J Physiol. 550 (Pt 1), 135-147 (2003).
  16. Poindrom, P., Piguet, P., Förster, E. New Methods for Culturing Cells from Nervous Tissues. , BioValley Karger. Basel, Switzerland. (2005).
  17. Berger, T., Frotscher, M. Distribution and morphological characteristics of oligodendrocytes in the rat hippocampus in situ and in vitro: An immunocytochemical study with the monoclonal Rip antibody. J Neurocytol. 23 (1), 61-74 (1994).
  18. Haber, M., Vautrin, S., Fry, E. J., Murai, K. K. Subtype-specific oligodendrocyte dynamics in organotypic culture. Glia. 57 (9), 1000-1013 (2009).
  19. Bonde, C., Sarup, A., Schousboe, A., Gegelashvili, G., Zimmer, J., Noraberg, J. Neurotoxic and neuroprotective effects of the glutamate transporter inhibitor DL-threo-beta-benzyloxyaspartate (DL-TBOA) during physiological and ischemia-like conditions. Neurochem Int. 43 (4-5), 371-380 (2003).
  20. Derouiche, A., Heimrich, B., Frotscher, M. Loss of layer-specific astrocytic glutamine synthetase immunoreactivity in slice cultures of hippocampus. Eur J Neurosci. 5 (2), 122-127 (1993).
  21. Hailer, N. P., Jarhult, J. D., Nitsch, R. Resting microglial cells in vitro: analysis of morphology and adhesion molecule expression in organotypic hippocampal slice cultures. Glia. 18 (4), 319-331 (1996).
  22. Hailer, N. P., Wirjatijasa, F., Roser, N., Hischebeth, G. T. R., Korf, H. W., Dehghani, F. Astrocytic factors protect neuronal integrity and reduce microglial activation in an in vitro model of N-methyl-D-aspartate-induced excitotoxic injury in organotypic hippocampal slice cultures. Eur J Neurosci. 14 (2), 315-326 (2001).
  23. Bahr, B. A., Kessler, M., et al. Stable maintenance of glutamate receptors and other synaptic components in long-term hippocampal slices. Hippocampus. 5 (5), 425-439 (1995).
  24. Holopainen, I. E. Organotypic hippocampal slice cultures: A model system to study basic cellular and molecular mechanisms of neuronal cell death, neuroprotection, and synaptic plasticity. Neurochem Res. 30 (12), 1521-1528 (2005).
  25. Guy, Y., Rupert, A. E., Sandberg, M., Weber, S. G. A simple method for measuring organotypic tissue slice culture thickness. J Neurosci Methods. 199 (1), 78-81 (2011).
  26. Grabiec, U., Koch, M., et al. The endocannabinoid N-arachidonoyldopamine (NADA) exerts neuroprotective effects after excitotoxic neuronal damage via cannabinoid receptor 1 (CB 1). Neuropharmacology. 64 (4), 1797-1807 (2012).
  27. Daviaud, N., Garbayo, E., Schiller, P. C., Perez-Pinzon, M., Montero-Menei, C. N. Organotypic cultures as tools for optimizing central nervous system cell therapies. Exp Neurol. 248, 429-440 (2013).
  28. Ebrahimi, F., Hezel, M., Koch, M., Ghadban, C., Korf, H. W., Dehghani, F. Analyses of neuronal damage in excitotoxically lesioned organotypic hippocampal slice cultures. Ann Anat. 192 (4), 199-204 (2010).
  29. He, S., Shao, L. R., Wang, Y., Bausch, S. B. Synaptic and extrasynaptic plasticity in glutamatergic circuits involving dentate granule cells following chronic N-methyl-D-aspartate receptor inhibition. J Neurophysiol. 109 (6), 1535-1547 (2013).
  30. Kann, O., Taubenberger, N., et al. Muscarinic receptor activation determines the effects of store-operated Ca2+-entry on excitability and energy metabolism in pyramidal neurons. Cell Calcium. 51 (1), 40-50 (2012).
  31. Pérez-Gómez, A., Tasker, R. A. Enhanced neurogenesis in organotypic cultures of rat hippocampus after transient subfield-selective excitotoxic insult induced by domoic acid. Neuroscience. 208, 97-108 (2012).
  32. Raineteau, O., Rietschin, L., Gradwohl, G., Guillemot, F., Gähwiler, B. H. Neurogenesis in hippocampal slice cultures. Mol Cell Neurosc. 26 (2), 241-250 (2004).
  33. Pozzo Miller, L. D., Mahanty, N. K., Connor, J. A., Landist, D. M. D. Pyramidal Cell Death in Slice Cultures From Rat Hippocampus Is Prevented By Glutamate Receptor Antagonists. Neuroscience. 63 (2), (1994).
  34. Koch, M., Kreutz, S., et al. The cannabinoid WIN 55,212-2-mediated protection of dentate gyrus granule cells is driven by CB 1 receptors and modulated by TRPA1 and Ca v2.2 channels. Hippocampus. 21 (5), 554-564 (2011).
  35. Pukrop, T., Dehghani, F., et al. Microglia promote colonization of brain tissue by breast cancer cells in a Wnt-dependent way. Glia. 58 (12), 1477-1489 (2010).
  36. Kohl, A., Dehghani, F., Korf, H. W., Hailer, N. P. The bisphosphonate clodronate depletes microglial cells in excitotoxically injured organotypic hippocampal slice cultures. Exp Neurol. 181 (1), 1-11 (2003).
  37. Matsumura, H., Ohnishi, T., Kanemura, Y., Maruno, M., Yoshimine, T. Quantitative analysis of glioma cell invasion by confocal laser scanning microscopy in a novel brain slice model. Biochem Biophys Res Commun. 269 (2), 513-520 (2000).
  38. Aaberg-Jessen, C., Nørregaard, A., Christensen, K., Pedersen, C. B., Andersen, C., Kristensen, B. W. Invasion of primary glioma- and cell line-derived spheroids implanted into corticostriatal slice cultures. Int J Clin Exp Pathol. 6 (4), 546-560 (2013).
  39. Vinci, M., Box, C., Eccles, S. A. Three-dimensional (3D) tumor spheroid invasion assay. J Vis Exp. (99), e52686(2015).
  40. Hagemann, C., Fuchs, S., et al. Impact of MACC1 on human malignant glioma progression and patients ' unfavorable prognosis. Neuro Oncol. 15 (12), 1696-1709 (2013).
  41. Hohmann, T., Grabiec, U., Ghadban, C., Feese, K., Dehghani, F. The Influence of Biomechanical Properties and Cannabinoids on Tumor Invasion. Cell Adh Migr. 11 (1), 54-67 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

NeuroprotectieonderzoekenTumorinvasiemodelVibratome snijprocedureConfocale laserscanningmicroscopieIsolectine B4 positieve microgliacellenPropidiumjodide positieve kernenVoorbereiding van celkweekinsertsGlioblastoomcelinvasieBehoud van hippocampale architectuur
Organotypic Hippocampal Slice culturen als een Model voor de studie neuroprotectie en invasiviteit van tumorcellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.