Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een ultrasone instrument voor de geleiding van de zenuwen blokkeren in diabetische Rat modellen

7.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55675

⸱

20 oktober 2017

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Engineering and Nanomedicine, National Health Research Institutes, 2Department of Neurology, National Cheng Kung University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Dit werk presenteert de methodologie van de toepassing van hoge intensiteit gerichte echografie om te blokkeren van de mogelijkheden van de actie van diabetische neuropathische zenuwen.

Samenvatting

Zenuw geleiding blok met een hoge intensiteit-geconcentreerd ultrageluid (HIFU) transducer is onlangs uitgevoerd in normale en diabetische diermodellen. HIFU kan de geleiding van perifere zenuwen omkeerbaar blokkeren zonder beschadiging van de zenuwen tijdens het gebruik van een juiste ultrasone parameter. Tijdelijke en gedeeltelijke blok van de actie potentieel van zenuwen blijkt dat HIFU de potentie heeft om een nuttige klinische behandeling voor verlichting van pijn. Dit werk toont de procedures voor het onderdrukken van de actie potentieel van neuropatische zenuwen in diabetische ratten in vivo met behulp van een transducer HIFU. De eerste stap is het genereren van volwassen mannelijke diabetische neuropathische ratten door injectie van streptozotocin (STZ). De tweede stap is om te evalueren van de perifere diabetische neuropathie bij diabetesratten STZ veroorzaakte door een elektronische von Frey-sonde en een kookplaat. De laatste stap is het record in vivo extracellulaire actie potentieel van de zenuw blootgesteld aan HIFU ultrasoonapparaat. De methode toonde hier in aanmerking voor de studie van echografie pijnstillende toepassingen.

Inleiding

Orale medicatie, acupunctuur1en elektrische zenuw stimulatie2 zijn gebruikt voor de behandeling van pijnlijke diabetische polyneuropathie. De bijwerkingen van de orale medicatie, invasieve werking van acupunctuur en elektrische zenuwstimulatie belemmeren echter de therapeutische werkzaamheid en de naleving van de patiënt. Echografie blok van perifere zenuwen in diermodellen is onderzocht voor decennia3,4,5. De geleiding van in vitro ischiadicus zenuwen van de grote groene kikker was omkeerbaar geremd na de behandeling van 10-20 pulsen van echografie blootstelling voor 0,4 - 1,0 s6. Een factor voor het blokkeren van de zenuw geleiding is de temperatuurstijging veroorzaakt door echografie7. Voor patiënten met polyneuropathie, werd de onderdrukking van samengestelde spier actie potentials (CMAPs) uitgevoerd in de peroneale zenuw blootgesteld aan lage-intensiteit ultrageluid voor 2 min8. De volledige hersteltijd was binnen 5 min.

Onlangs, de Food and Drug Administration van de Verenigde Staten goedgekeurd HIFU als een niet-invasieve behandeling voor Uteriene fibroid tumoren9, pijn palliations van bot metastasen10en prostaatkanker11. Een transducer HIFU stoot akoestische balken buiten het lichaam, en de balken zenden in diverse weefsel mediums en convergeren op de doel-tumor op de focus. De focale zone wordt onmiddellijk gevormd voor het genereren van gelokaliseerde effecten op target tumoren zonder schade aan de omliggende weefsels. HIFU is ook toegepast om te remmen geleiding van de zenuw of zenuwen denervation veroorzaken in in vivo experimenten van normale Sprague-Dawley (SD) ratten12. Daarnaast is de korte en lange termijn effecten van HIFU op neuropatische zenuwen geweest onderzochte13. Vorige resultaten aangetoond dat de omkeerbare of permanent blokkeren van sensorische zenuw geleiding door HIFU kon worden bereikt met de juiste parameters. Naast pijnstillende toepassingen, kan HIFU worden gebruikt als een instrument om te onderzoeken de relatieve bijdrage van perifere en centrale componenten zenuw geleiding blokkade voor fundamenteel onderzoek van de neurologie en ontwikkeling van pijn medicatie. Daarom is een HIFU blokkerende technologieplatform specifiek voor perifere zenuwen in diermodellen nodig. Het doel van dit artikel is om aan te tonen van de procedures voor het geheel of gedeeltelijk blokkeren van de mogelijkheden van de actie van perifere zenuwen bij neuropatische diabetesratten door HIFU. Diabetische rat modellen en evalueren van perifere neuropatische symptomen werden opgericht. Een HIFU-platform en experimentele processen specifiek voor het behandelen van rat ischiadicus zenuwen worden gepresenteerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

de institutionele Animal Care en gebruik van het Comité van de nationale gezondheid onderzoeksinstituten in Taiwan goedgekeurd alle dierlijke protocollen.

1. inductie van diabetici Model in mannelijke volwassen Sprague - Dawley (SD) ratten

  1. verwijderen van rat voedsel pellets van de kooi naar snel mannelijke SD ratten (300-350 g) gedurende 6 uur voorafgaand aan de STZ inductie.
  2. Voorbereiden Natriumcitraat buffer (0,1 M, pH 4.5).
    1. Los 1,05 g zuiver citroenzuurmonohydraat (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; mol. pm 210.14) in 50 mL gedistilleerd water zodat een 0,1 M citroenzuuroplossing.
    2. Los 1.47 g Trinatriumcitraat citraat (dihydraat) p.a. (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; mol. pm 294.12) in 50 mL gedistilleerd water zodat een oplossing 0,1 M Natriumcitraat.
    3. Voeg toe 25 mL citroenzuuroplossing tot 25 mL Natriumcitraat oplossing. De pH buffer Natriumcitraat (pH 4.5) controleren met behulp van een pH-meter.
      Opmerking: De buffer is gemaakt isotone door toevoeging van een passende omvang van 0,1 M Natriumcitraat oplossing.
  3. Ontbinden STZ in 0,1 M Natriumcitraat buffer STZ oplossing om een 50 mg/mL.
    Opmerking: De STZ-oplossing is lichtgevoelig, daarom, dekken de STZ-oplossing met aluminiumfolie en gebruik binnen 15-20 min.
  4. Trekken de STZ-oplossing van 50 mg/kg in een insuline of tuberculine-injectiespuit van 1 mL met 26 - tot 28-gauge naald. schone de injectieplaats met een zeem ethanol en intraperitoneally injecteren de STZ-oplossing in de lagere juiste kwadrant van het abdomen om te voorkomen beschadiging buikorganen.
  5. Ratten met 10 gewichtspercenten sacharose water leveren als de enige waterbron voor 48 h na STZ injectie te voorkomen van hypoglykemie.

2. bevestiging van Diabetes bij ratten STZ veroorzaakte

  1. Monitor de vasten plasma glucose concentratie van alle ratten geïnjecteerd door STZ post 72 h met een glucose-meter.
    1. Snel de STZ-geïnduceerde diabetesratten voor 15 h voor het meten van de vasten bloed glucose niveau.
    2. Beperken de ratten in een zak van terughoudendheid en bloot de staarten voor bloedinzameling tijdens de bloed glucose metingen.
    3. Gebruiken een lancet bloed naar het puntje van de staart te verkrijgen van een kleine daling van bloed prikken. Plaats de druppel bloed op een glucose test strip. De nuchtere glucoseniveaus opnemen.
      Opmerking: De glucose meter detecteert en de bloedglucose niveau geeft in eenheden van mg/dL. Uitsluiten van de ratten met nuchtere bloedglucosespiegels onder 150 mg/dL na 2 weken van STZ-inductie.

3. Evaluatie van perifere diabetische neuropathie bij diabetesratten

  1. beoordelen de mechanische allodynia met elektronische von Frey.
    1. Koeien de STZ-geïnduceerde diabetische ratten in een kooi op een 1 cm diameter metalen gaas vloer voor 30 minuten vóór de evaluatie van de hind paw terugtrekking reactie.
    2. Gebruik van een elektronische von Frey-sonde met stijve tip (0.8 mm diameter) handmatig toe te passen druk op de plantaire oppervlak van de achterste poot van de ratten, en de druk geleidelijk verhogen totdat een poot terugtrekking reactie wordt gezien.
    3. Opnemen van de druk die op het systeem weergegeven en herhaal de meting 5 maal per rat, met een 30 s interval tussen elke meting.
  2. Beoordelen van de warmte-hyperalgesia met een warmhoudplaat.
    1. Koeien de STZ-geïnduceerde diabetische ratten op de verwarmingsplaat (24 ± 0,5 ° C) gedurende 10 minuten vóór de evaluatie van de pijn reactie.
    2. Verwijderen en plaats van de ratten terug in hun kooi na gewenning, warmte van de kookplaat en handhaven van de verwarmingsplaat ' s temperatuur bij 55 ± 0,5 ° C.
    3. Plaats van de rat op de verwarmde verwarmingsplaat terwijl gelijktijdig het starten van de timer.
    4. Wanneer de rat verschillende gedragingen vertoont, zoals licking paw de hind of abnormaal flicking de hind paw, stopt de timer en vastleggen van de terugtrekking latentie.
      Opmerking: Als een rat niet verschillend gedrag te na 20 uiten doet s (20 s afbreektijd), de hete plaat test beëindigen en verwijder de rat uit de verwarmingsplaat.

4. In Vivo Zenuwen geleiding blokkade met de HIFU Transducer

Opmerking: het experiment in vivo begint op week 5 na 50 mg/kg STZ injectie.

  1. De dierlijke procedures uitvoeren voordat het blokkeren van de CMAPs met HIFU ultrasoonapparaat.
    1. De chirurgische hulpmiddelen (scalpel, schaar, pincet en glas haak) in een autoclaaf vóór de operatie steriliseren.
    2. Anesthetize de ratten met intraperitoneale injectie van tiletamine/zolazepam mengsel (40 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg) of via inademing van 1,75% van Isofluraan via Isofluraan vaporisator. Plaats de ratten op een verwarming pad te handhaven van de lichaamstemperatuur.
    3. Plaatst de rats voor chirurgie in ventrale ligcomfort. Het oog zalf toepassen. Uitbreiden van het been van de rat en knijpen de plantaire oppervlak van de voet met nagels vast te stellen van de diepte van de verdoving. Als de ratten terugtrekking reacties weergeven, gelden extra verdoving.
    4. Verwijderen van haren uit de dij en lagere achterkant van de ratten met een elektrische clipper. Vloeibare jodium met schoon gaas op de chirurgische site van toepassing en circulair het gaas naar het passieve van de chirurgische site verplaatsen. Gebruik een alcohol-pad te vegen de vloeibare jodium met dezelfde circulaire beweging. Dit experiment is uitgevoerd op de links en rechts chirurgische site. Herhaal de procedure op de andere chirurgische site wanneer het uitvoeren van de volgende stap van de procedure.
    5. Kunt een steriele chirurgische schaar of scalpel een incisie van de huid op de dorsale dij maken. Botte chirurgische schaar gebruiken om zorgvuldig te scheiden van het weefsel onder de huid en beveiligen van de huid met huid haken. het dijbeen kan worden gezien in de spieren.
    6. Gebruikt de schaar om zorgvuldig de parallel aan de bovenbeen spieren te scheiden, totdat de mid dij ischiadicus zenuwvezels die zijn ingesloten in de spieren zichtbaar zijn. Zorgvuldig een glas haak kunt scheiden van de Ischiaszenuw halverwege dij van de omliggende bindweefsel en spieren.
  2. De nervus ischiadicus positie in de HIFU focale zone met behulp van een op maat gemaakte zenuw fixatiemiddel ( Figuur 1 en Figuur 3).
    Opmerking: De op maat gemaakte zenuw fixatiemiddel bestaat uit 3 componenten ( Figuur 3). Alle onderdelen zijn gemaakt van transparante polymethylmethacrylaat (PMMA). De externe draad van de top structuur van component I is 2.5 mm hoog en M10XP0.7 ( figuur 4A). De centrale put is een 4.0 mm-diameter gat via component ik. De opening van de bodem van de put is afgesloten door een blad van tape. De diameter van de sleuf 1.2 mm en de afstand tussen het centrale vliegtuig van de sleuf en de oppervlaktelaag van component I 3.1 mm. onderdeel II bestaat uit een hoofdtekst, vier poten en de structuur van de bodem ( figuur 4B). De interne draad van de structuur van de bodem is 2.5 mm hoog en M10XP0.7 aan de externe draad van component ik. De diameter van het gat in het midden is hetzelfde als de centrale put van component ik. De afmetingen van de hoofdtekst zijn 32 mm in diameter en 5.4 mm in dikte. Vier benen worden symmetrisch ingezet. Twee identieke korte poten zijn ontworpen voor uitlijning en twee identieke lange benen werken voor aansluiten op component III. De buitenste diameter en hoogte van onderdeel III zijn 41 mm en 9.2 mm. De interne wol is M36XP1.0 en het door gat 27.5 mm diameter (< sterke class = "xfig"> Figuur 4C). De kegel is een holle taper met de bovenste opening van 84 mm in diameter en de opening van de onderkant van 27.5 mm in diameter. De hoogte is 57,5 mm ( figuur 5A).
    1. Voordat het experiment, geniet de op maat gemaakte acryl zenuw fixatiemiddel in bleekwater-oplossing voor 30-60 min gevolgd door onderdompelen in steriel water.
    2. Met behulp van een haak van glas, zorgvuldig opheffing van de zenuw en zet het in de sleuf van de component I.
    3. Schroef onderdeel II onderdeel I. opvulling de centrale goed van component ik met Ringer ' s oplossing voor ultrasone propagatie en zenuw behoud.
    4. Schroef onderdeel III de HIFU huisvesting kegel. Dok onderdeel III met onderdeel II, door middel van de vier poten van onderdeel II.
      Opmerking: Het geometrische centrum van drie componenten en de transducer worden uitgelijnd. De afstand tussen de zenuw en de transducer is gelijk aan de brandpuntsafstand, die zorgt ervoor dat de zenuw binnen de HIFU focale zone.
  3. Een paar van acupunctuurnaalden in de oorsprong van de nervus ischiadicus en het andere paar in de musculus gastrocnemius invoegen. Elk paar van naalden verbinden met de elektrofysiologie acquisitie-systeem door middel van een elektrische coaxiale kabel ( Figuur 1).
    Opmerking: Aan de ene kant van de kabel zijn twee alligator clips aan de twee naalden clip apart en aan de andere kant van de kabel is een BNC-connector te koppelen van het systeem. De paren van acupunctuurnaalden werken als stimulerende elektroden op de nervus ischiadicus en de opname-elektroden op de musculus gastrocnemius.
    1. Instellen de sampling-snelheid en bandbreedte van de elektrofysiologie-acquisitiesysteem tot 50 kHz en 70 Hz - 3 kHz, respectievelijk. Een stimulans van de supra-maximale met een pulsbreedte van 0,1 ms van toepassing op de stimulerende elektroden op de oorsprong van de nervus ischiadicus.
    2. Opnemen de CMAPs van de elektroden van de opname en de CMAPs versterken met de ingebouwde versterker in de elektrofysiologie-acquisitiesysteem.
      Opmerking: Gebruik de ingebouwde versterker in de elektrofysiologie acquisitie-systeem te versterken de zenuwen signalen en het opnemen van de CMAPs van de elektroden van de opname met de elektrofysiologie-acquisitiesysteem.
  4. Een commerciële 2.68 MHz HIFU transducer kunt onderdrukken de CMAPs bij neuropatische diabetesratten.
    Opmerking: De specificaties van de transducer zijn als volgt omschreven: een sferische kom één element met diafragma diameter van 6 cm en focale lengte van 5 cm en een ellipsoïde focale zone van 4 mm in diepte en 0.8 mm in de breedte in het vrije veld.
    1. Immerse de HIFU transducer, de sferische kegel en de kegel in de tank dekken gevuld met ontgaste water. De HIFU transducer gebracht de sferische kegel en de kegel cover naar de bovenste opening van de sferische kegel oplossen door 6 hoofd schroeven ( figuur 5B). Nadat bubbels in de bolvormige conus natuurlijk vanwege de lage dichtheid van bubbels vergeleken met water verdreven zijn, verzegelen de front-end-opening van de kegel door een transparante 0.03 mm dikke band. Schroef onderdeel III op de sferische kegel.
    2. Neem de HIFU transducer met de bolvormige conus en onderdeel III uit de ontgaste watertank.
      N.B. Het omgekeerde osmosewater gebruikt in de studie is het water gezuiverd door het proces van omgekeerde osmose. Het omgekeerde osmosewater wordt gekookt om te verdrijven van het gas. Na afkoeling de ontgaste water wordt verkregen in een afzonderlijke verzegelde tank.
  5. Onderdeel geplaatst ik in de ruimte tussen de zenuw en de spier zorgvuldig, en de positie van de zenuw in de kloof van component I. uit te voeren stappen 4.2.3 en 4.2.4 om ervoor te zorgen dat de zenuw binnen de focale zone van de HIFU ( figuur 3A < / sterke >).
  6. Koppelen een functiegenerator en een radiofrequentie-eindversterker. De eindversterker verbinden met de HIFU transducer voor generatie van de HIFU lichtbundel. Handmatig instellen de output van de spanning van de functiegenerator aan de HIFU transducer via de eindversterker. Manueel zwenking vandoor de functiegenerator zodra de HIFU-blootstelling tijd is. Observeren van de tijd met behulp van een timer.
    Opmerking: De intensiteit en de energie van HIFU lichtbundel gebruikt in deze studie zijn 2810 W/cm 2 84 J/mm 2, respectievelijk en.
  7. Leveren tegelijkertijd de prikkel via het electrofysiologie-acquisitiesysteem (stap 4.3) en HIFU lichtbundel via HIFU systeem (stap 4.6) aan de nervus ischiadicus tijdens het opnemen van de CMAPs. Verhoog geleidelijk de HIFU blootstelling op de nervus ischiadicus van 3 s, 5 s tot en met 8 s tot daling of remming van de amplitude van CMAPs wordt waargenomen.
    1. Record de CMAPs één keer per seconde tijdens de levering van de HIFU lichtbundel. Na het observeren van de verandering in de amplitude van CMAPs, de HIFU systeem uitschakelen en handmatig Klik op de record pictogram op de elektrofysiologie acquisitie software om record CMAPs iedere 2 minuten in de vroege 10 min., iedere 5 min in de opeenvolgende 30 min, en elke 10 min in de laatste fase tot de opnametijd 2 h. bereikt
  8. Afzonderlijk onderdeel II en III van de zenuw fixatiemiddel ( Figuur 3) de HIFU transducer uit de incisie-site verwijderen. Afzonderlijk onderdeel II en ik om de beveiligde nervus ischiadicus vrij te geven. Sutuur (geologie) de chirurgische site van diabetische ratten door 4-0 chromic catgut hechtingen na het opnemen van de CMAPs. Vloeibare jodium toegepast op de chirurgische site om infectie te voorkomen.
    1. Plaats van de kooien op de verwarming pad en laat de ratten te herstellen in hun kooien voordat u terugkeert hen naar het dier faciliteit. De ratten voorzien van ibuprofen in drinkwater voor 3 dagen of intraperitoneale injectie van buprenorfine (0.05 - 0.1 mg/kg).
  9. Stimulerende en opname elektroden in de oorsprong van de nervus ischiadicus en de gastrocnemius spieren van narcose neuropatische diabetesratten invoegen, zoals beschreven in stappen 4.1.2 en 4.3 op dagen 7, 14 en 28 na de initiële HIFU ultrasoonapparaat. Herhaal stap 4.3.1 tot en met 4.3.2.
    1. Plaats van de kooien op de verwarming pad en laat de ratten te herstellen in hun kooien voordat hij de kooien naar het dier faciliteit.
  10. Euthanaseren van de ratten na het experiment. Plaats de rat in een zaal van kooldioxide. Wacht ongeveer 5 minuten voor de rats om te stoppen met ademen. Zorg ervoor dat het hart heeft gestopt gewonnen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De in vivo studie aangetoond dat, met een dosis HIFU 3 s ultrasoonapparaat bij een intensiteit van 2810 W/cm2, de CMAPs werden onderdrukt door 20% van de basislijn, maar ze waren volledig herstelde zich na 30 min (figuur 2A, diamanten) en waren bijna constante in de periode van 28 dagen (figuur 2B, diamanten). Voor de 5 s HIFU blootstelling op de dezelfde intensiteit, de CMAPs daalde tot 65,4% (9,5%) van de ba...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Gedeeltelijke en tijdelijke onderdrukking van de action potentials van de neuropathische zenuwen van diabetische ratten in vivo en instant optreden van het blokkerende effect na HIFU-behandeling die beide werden waargenomen. De 28-daagse follow-up studie op CMAPs aangetoond dat een veilige blokkade van de geleiding van de zenuwen kan worden verricht op een passende HIFU blootstelling. Dientengevolge, kan het bovenstaande protocol van de HIFU-behandeling een alternatieve oplossing bieden voor het blok van de omke...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De studie werd ondersteund door het ministerie van wetenschap en technologie (Project meest 105-2221-E-400-001) en de nationale gezondheid onderzoeksinstituten (Project BN-105-PP-10), Taiwan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
streptozotocinSigma85882
citric acid monohydrate SigmaC1909
trisodium citrate dihydrateSigmaW302600
glucose metersRoche Accu-Check ActiveGC
electronic von Frey deviceIITC Life Science2390
hot plateIITC Life Science
Biopac MP36 acquisition systemBiopac Systems, Inc.
HIFU transducerSonic ConceptsH108
function generatorAgilent33250A
power amplifierElectronics & Innovation1040L
Rats Biolasco taiwanSprague-Dawley
Puralube vet ointmentDechra
isoflurane vaporizerParkland ScientificV3000PS
IsofluranceAttane
Restraint bag (Decapicones)Braintree ScientificDC 200

Referenties

  1. Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study. Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).
  2. Hamza, M. A., et al. Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain. Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).
  3. Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound. J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).
  4. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves. Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).
  5. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats. Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).
  6. Young, R. R., Henneman, E. Reversible block of nerve conduction by ultrasound. Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).
  7. Lele, P. P. Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating. Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).
  8. Hong, C. Z. Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage. Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).
  9. Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome. Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).
  10. Huisman, M., et al. International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions. Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).
  11. Dickinson, L., et al. Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort. Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).
  12. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction. Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).
  13. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications. Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).
  14. Donoff, R. B. Nerve regeneration: basic and applied aspects. Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).
  15. Fawcett, J. W., Keynes, R. J. Peripheral nerve regeneration. Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).
  16. Nightingale, S. The neuropathic pain market. Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).
  17. Lipton, R. B., et al. Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial. Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Hoogintensieve gefocuste ultrasone therapieperifere zenuwelektrofysiologische acquisitieHIFU-transducerstreptozotocine-injectieelektronische Von Freysamengestelde spieractiepotentialenultrasone parameter
Een ultrasone instrument voor de geleiding van de zenuwen blokkeren in diabetische Rat modellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.