Methodenartikel

Beoordeling van Hippocampale Dendritische Complexiteit in Oude Muizen Met behulp van de Golgi-Cox Methode

DOI:

10.3791/55696

⸱

22 juni 2017

 ,  ,  , 
1Division of Radiation Health, University of Arkansas for Medical Sciences, 2Department of Pharmaceutical Sciences, University of Arkansas for Medical Sciences, 3Neurobiology & Developmental Sciences, University of Arkansas for Medical Sciences

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een Golgi-Cox protocol in uitgebreid detail. Deze betrouwbare weefselvlekmethode zorgt voor een hoogwaardige beoordeling van de cytoarchitectuur in de hippocampus, en door de hele hersenen, met minimale probleemoplossing.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dendritische stekels zijn de uitsteeksels van de neuronale dendritische assen die excitatoire synaptes bevatten. De morfologische en vertakkingsvariaties van de neuronale dendriten binnen de hippocampus zijn betrokken bij cognitie en geheugenvorming. Er zijn verschillende benaderingen voor Golgi-kleuring, die allemaal nuttig zijn om de morfologische kenmerken van dendritische arbors te bepalen en een heldere achtergrond te geven. De huidige Golgi-Cox methode, (een lichte variatie van het protocol dat wordt geleverd met een commerciële Golgi-kleuringskit) werd ontworpen om te beoordelen hoe een relatief lage dosis van het chemotherapeutische geneesmiddel 5-flurouracil (5-Fu) de dendritische morfologie zou beïnvloeden , Het aantal stekels en de complexiteit van arborisatie binnen de hippocampus. De 5-Fu gemoduleerde de dendritische complexiteit aanzienlijk en verminderde de ruggengraat door de hippocampus op een regio-specifieke manier. Uit de getoonde gegevens blijkt dat de Golgi-kleurmethode efFectively gekleurde de volwassen neuronen in de CA1, de CA3 en de dentate gyrus (DG) van de hippocampus. Dit protocol rapporteert de details voor elke stap, zodat andere onderzoekers het weefsel in de hersenen op betrouwbare wijze kunnen vlek met hoge kwaliteit resultaten en minimale probleemoplossing.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dendrieten zijn het grootste deel van neuronen die presynaptische input 1 ontvangen en verwerken. Hun dendritische processen hebben een complexe geometrie, waarbij de proximale takken een grotere diameter hebben dan de distale takken. Zoals dendrieten ontwikkelen vormen ze verschillende verbindingen met andere neuronen in een proces dat wordt aangeduid als dendritische arborisatie. De omvang en het patroon van deze vertakking bepaalt de hoeveelheid synaptische ingangen die een dendriet adequaat kan verwerken 2 .

Dendritische arborisatie is een noodzakelijk proces voor activiteitafhankelijke plasticiteit en goede ontwikkeling van neuronale circuits. Extensie, terugtrekking, vertakking en synaptogenese zijn ingewikkelde processen die intrinsieke genetische programma's bevatten en invloeden van extrinsieke factoren. De morfologische en vertakkingsvariaties van de neuronale dendriten binnen de hippocampus zijn betrokken bij cognitie en geheugenvormingF "> 3 , 4. De veranderingen in dendritische complexiteit worden geassocieerd met pathofysiologische en gedragsveranderingen 5. Abnormaliteiten zijn gerelateerd aan verschillende ziektetoestanden, waaronder Fragile X Syndrome en Down Syndrome 6 .

Dendritische stekels zijn de gespecialiseerde subcellulaire compartimenten van de dendritische arbors die excitatoire input binnen het centrale zenuwstelsel ontvangen. Er zijn drie morfologische klassen dendritische stekels, met de naam van elke klas op basis van hun grootte en vorm: 1) Paddestoelenwervels, die complexe postsynaptische dichtheden hebben met meer glutamaatreceptoren dan andere stekels 7 ; 2) Stompe stekels, die geen stam hebben; En 3) dunne stekels, die bestaan ​​uit een langwerpige, smalle stam en een bolvormige kop 8 . Het dendritische wervelkolomvolume wordt gedeeltelijk gebruikt om ze te definiëren, met dunne wervelkolven over het algemeen kleiner (0,01 μm 3 ) In vergelijking met paddenstoelen (0,8 μm 3 ) 9 , 10 . De stekels stabiliseren met rijping. Bijvoorbeeld, de dunne wervels trekken zich na een paar dagen terug of ontwikkelen zich tot paddenstoelen. Als alternatief zijn de paddenstoelen relatief stabiel en kunnen ze gedurende een langere periode overleven. De sterkte van de neuronale verbindingen wordt geacht te zijn gebaseerd op het aantal stekels en / of hun volume 11 , 12 , 13 .

De klassieke Golgi-kleurmethode en zijn modernere variaties zijn allemaal handig om de dendritische ruggengraat morfologie en dichtheid te onderzoeken. Een uniek aspect van de Golgi-kleuring is dat het ongeveer 5% van de totale neuronen willekeurig vlekt, waardoor er sprake is van individuele neuronen 14 , 15 . Hoewel het exacte mechanisme waarin de Golgi methOd vlekken individuele neuronen is nog onbekend, het principe van de methode is gebaseerd op de kristallisatie van zilverchromaat (Ag 2 CrO 4 ) 16 , 17 . Er zijn drie hoofdsoorten van de Golgi-methode: de snelle Golgi, de Golgi-Cox en de Golgi-Kopsch 18 , 19 . Alle drie methoden beginnen met een eerste incubatiefase in chroomzouten gedurende meerdere dagen tot maanden, maar er zijn bepaalde belangrijke verschillen tussen hen. De snelle Golgi maakt gebruik van osmiumtetroxide in de eerste stap, terwijl de Golgi-Kopsch paraformaldehyde bevat. De vlek in zowel de snelle Golgi als de Golgi-Kopsch wordt gevolgd door een incubatie in ongeveer 1-2 dagen zilvernitraatoplossing. De methode Golgi-Cox maakt gebruik van mercuric chloride en kalium dichromaat in plaats van zilvernitraat en heeft een impregneringstijd van 2-4 weken. De weefsels worden dan gesneden en snel in een verdunde ammoniak geplaatstOplossing, gevolgd door een fotografische fixer om zouten te verwijderen. Van de drie typen wordt de Golgi-Cox methode gedacht als het beste bij het vlek van de dendritische arbors zonder veel achtergrondinterferentie, onder andere omdat de kristalartefacten niet op het oppervlak van het weefsel voorkomen (anders dan in de snelle Golgi-methode) 17 , 20 , 21 .

De huidige methode is een lichte variatie van het protocol dat wordt geleverd met een commercieel Golgi-kleurset, en is ontworpen om te beoordelen hoe een relatief lage dosis van de 5-Fu de dendritische morfologische eigenschappen en de ruggengraat zou beïnvloeden. Alle verkregen gegevens kunnen verder inzicht geven in de manier waarop chemotherapeutische behandeling de neuronale schakeling beïnvloedt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de ethische normen die zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee bij UAMS.

1. Dieren en 5-Fu Injectie Paradigma

  1. Koop 6 maanden oude mannelijke C57Bl6 / J wild-type muizen en houd ze onder een constante 12 uur licht / donkere cyclus tot ze 1 jaar oud zijn.
  2. Verdun de 5-Fu in 0,9% steriele zoutoplossing. Gebruik 60 mg / kg als de vereiste dosis per muis.
  3. Geef de intraperitoneale injecties van de 5-Fu (eenmaal per week gedurende drie weken).
    1. Geef de intraperitoneale injecties ongeveer dezelfde tijd op elke dag. Bijvoorbeeld, tussen 0900-1200 uur.
  4. Euthanize de dieren en trek de hersenen 30 dagen na de laatste injectie.

2. Euthanasieprocedure en breinwinning

  1. Houd de knaagdier vast en grijp de basis van de staart vast. Plaats de duim of vinger aan de andere kant bij de handE basis van de nek van de knaagdier. Zet druk snel op de nek van de knaagdier en duw naar voren terwijl de andere hand met de staart naar achteren trekt.
  2. Houd het knaagdier met de ene hand en de grote chirurgische schaar met de andere. Plaats de nek van de knaagdier tussen de twee bladen en ontdek het hoofd snel.
  3. Neem de gesneden muishoofd en gebruik de fijne schaar om de bont boven de schedel te trimmen, tot aan de ogen. Plaats vervolgens de uiteinden van de schaar in elke oogcontact en sluit de schaar met kleine kracht.
  4. Gebruik de lente schaar om de schedel naar links en rechts van het cerebellum te snijden.
  5. Gebruik pincet om het gedeelte van de schedel omstreeks de cerebellum rechtstreeks op en uit te halen.
  6. Gebruik de lente schaar om de midsagittale lijn van de schedel te snijden.
  7. Gebruik de tang om het resterende gedeelte van de schedel uit de hersenen op te tillen.
  8. Gebruik een spatel en een sonde om de hersenen in de gewenste container uit te schuiven. Met een roestvrij sTeelblad, snijd elke hersenen langs het midsagittale vlak. Voer de volgende Golgi-Cox methode uit op de rechterhelft.

3. Golgi Staining en Weefsel Voorbereiding

  1. Dompel de vers geoogste halve hersenen in een 10 ml conische buis in 5 ml oplossing op basis van oplossing op basis van oplossing op basis van chloride (oplossing A uit de kit). De mercuric chloride oplossing is lichtgevoelig; Bedek de buis met folie. Bewaar het monster bij kamertemperatuur in het donker.
    OPMERKING: Oplossing A wordt geleverd in de kit die staat vermeld in de tabel van materialen. Voorzichtigheid! Oplossing A (ook wel mercuric chloride oplossing genoemd) bevat giftige reagentia zoals kaliumdichromaat, mercuric chloride en kaliumchromaat. Draag beschermende handschoenen en werk in een afzuigkap.
  2. Na 1 dag, verdeel de oplossing langzaam in een tijdelijke container (zoals een grote weegboot) en verwijder het in een afvalhouder voor biohazard. Dompel de hersenen (nog steeds in de originele 10 ml conische buizen) met 5 mlDe mercuric chloride oplossing, en laat het monster gedurende 13 dagen terugkeren naar het donker bij kamertemperatuur.
  3. Voeg 30 g postimpregnatiebuffer toe aan 90 ml gedistilleerd of gedeïoniseerd water (dH 2 O). Vul elk putje van een 6-putjesplaat met 6,5 ml van de postimpregnatiebuffer, een put per brein
    OPMERKING: Postimpregnatiebuffer wordt geleverd in de kit die staat vermeld in de tabel van materialen.
    1. Na 14 dagen (in totaal) in de mercuric chloride oplossing, spoel het weefsel met dH 2 O af en laat ze vervolgens over in 6-putjes platen met postimpregnatiebuffer. Bedek de platen met folie en sla ze op bij kamertemperatuur in het donker.
  4. Pipetteer de postimpregnatiebuffer na 1 dag onderdompeling en vernieuw met verse post-impregnatiebuffer; Bewaar gedurende 1 dag in het donker bij kamertemperatuur. Bewaar dit indien nodig bij 4 ° C gedurende maximaal 1 maand 22 .

4. Sectie

  1. Meld de 12-putjesplaten op hun deksels met nummers in oplopende volgorde van links naar rechts en van boven naar beneden.
  2. Bereid twee of drie 12-putjesplaten per hersen voor als u de hele hersenen snijdt.
    1. Benoem de bovenkant van elk 12-deksel deksel met het identificatienummer van de hersenen.
    2. Pipetteer 2 ml 1x PBS in elke putje van elke plaat.
  3. Stel het podium op en zet de vibratomeer aan; Zorg ervoor dat er genoeg 1x PBS in de container is om het weefsel te bedekken.
    1. Snijd twee stukken plastic parafinfolie en vouw ze twee keer over. Plaats ze over de gaten voor de specimenhouderknoppen om te voorkomen dat 1x PBS op de toonbank lekt.
    2. Zet de tape op het weefselblok van de specimenhouder en zet dan de cyanacrylaat lijm lijm (zie tabel van materialen) erop.
  4. Verwijder de hersenen uit de 6-putjesplaat en plaats deze op een plastic of glasschotel. Gebruik de roestvrijstalenStaal dubbelzijdig mes om ongeveer de helft van het cerebellum af te snijden.
    1. Snijd het cerebellum caudally. Zorg ervoor dat het gedeelte van het resterende cerebellum gelijk is.
  5. Plaats het platte oppervlak van het resterende cerebellum onmiddellijk op de lijm.
    OPMERKING: Het dorsale deel van het weefsel (de hersencortex) moet links of rechts ten opzichte van het mes worden geconfronteerd. Het rostrale uiteinde dat eerder de olfactorische bollen bevatte had, moest naar boven gericht zijn.
    1. Wacht minstens een paar minuten om ervoor te zorgen dat de lijm helemaal droogt.
  6. Terwijl de lijm die de hersenen vasthoudt, droogt, giet 1x PBS in het specimenbad. Nadat de lijm droog is, plaats de specimenhouder met het weefsel in het specimenbad.
    1. Als het weefselmonster niet volledig is bedekt, giet meer 1x PBS in het specimenbad.
  7. Bevestig het mes aan de meshouder van de vibratoom en langzaam lZet het mes in het specimenbad totdat het volledig is ondergedompeld in 1x PBS. Ga door met het verlagen van het mes tot het iets onder de bovenkant van het weefsel zit.
  8. Stel de trillingssnelheid in op 7, de amplitude tot 6, en de snijhoek tot 12 ° (zie tabel van materialen voor het vibratome-model). Start de trilling en snijd 200 μm secties 23 .
    1. Gebruik een grote pensel om de weefselsecties van het specimenbad te verplaatsen naar elke aangewezen put van de 12-putjesplaten.
  9. Ga door tot het gewenste aantal weefselsecties bereikt wordt.

5. Post-staining

  1. Voor elk van de volgende vlekstapjes en spoeltjes gebruikt u 2 ml van de aangegeven oplossing per putje. Gebruik een gemotoriseerde pipet vulmiddel (zie tabel van materialen) om de oplossingen in de putjes over te brengen. Gebruik een transferpipette (zie tabel van materialen) om oplossingen uit de putjes en in het juiste afval over te brengencontainers.
  2. Spoel de secties in een 30 minuten was van 0,01 M PBS-T (voeg 3,0 mL detergens toe (zie tabel van materialen) tot 1000 ml 0,01 M PBS).
  3. Verdun ammoniumhydroxideoplossing (voorzichtig) 3: 5 vol met dH 2 O onmiddellijk voor gebruik. Vlek de secties in de verdunde ammoniumhydroxideoplossing gedurende 19-21 minuten.
    1. Bescherm de lichtgevoelige ammoniumhydroxideoplossing met folie.
      OPMERKING: Ammoniumhydroxide binnen oplossing heeft een concentratie van ~ 10% en is geclassificeerd als 'gevaarlijk'. Ammoniumhydroxideoplossing kan brandwonden veroorzaken als het in contact komt met de huid. Het kan irritatie van de luchtwegen veroorzaken bij inademing. Draag beschermende handschoenen en werk in een afzuigkap.
  4. Vlek de secties in de post-staining buffer (voeg 90 g reagent D in 500 mL dH 2 O) gedurende 19-21 min. De post-staining buffer is lichtgevoelig; Bescherm het met folie 22 .
  5. Spoel de secties in drie, 5-10 minuten wassen van 0,01 M PBS-T.

6. Montage, schoonmaken en bedekken

  1. Monteer de afdelingen op 1% gelatine-gecoate glijbanen met de grote verfborstel. Laat ze gedurende 20-30 minuten drogen bij kamertemperatuur, en plaats ze dan in een Coplin pot overnacht.
  2. Verwijder de glijbanen met handschoenen uit de Coplin pot en plaats ze in een plastic rek (zie tabel van materialen). Plaats het plastic rek in de vlekschotel (zie tabel van materialen) die 100% ethanol bevat. Ontvetten ze met drie 5 minuten wast.
  3. Was de glijbanen twee keer gedurende 5 minuten elk in 99% xyleen. Plaats de glijbanen in een glazen rek en steek het rekje in een glazen vlekschotel met xyleen met een metalen handgreep (zie tabel van materialen).
    OPMERKING: Voorzichtigheid Xylene is schadelijk bij inademing en irritatie veroorzaakt als het aan de huid raakt. Het is zeer brandbaar in vloeibare en damptoestanden. Draag beschermende handschoenen en werk in een afzuigkap.
  4. Verwijder de dia's van de xylÉén op een keer en bedek het weefsel snel met ~ 0,25 ml montagemedia (zie Materiaaltafel). Vervolgens pak de diahoes en leg ze over de media.
    1. Duw alle gevangen luchtbellen onder de schuifdoppen naar de rand met een stomp voorwerp, zoals het einde van een penseel.
  5. Plaats de glijbanen in een gebied buiten het zonlicht en laat ze 2-3 dagen drogen.
  6. Ga door met het verkrijgen van beelden met behulp van een microscoop en analyseren met de juiste software.

7. Verkrijg Beeldstack

  1. Open het afbeeldingsprogramma (zie Materialtabel ). Plaats de dia op het podium van de microscoop. Klik in het menu bovenaan het programma op 'Acquisitie' en klik vervolgens op 'Live Image'.
  2. Zet de microscoop op 10X. Identificeer de neuron van voorkeur en breng dan de cursor, die lijkt op een rode X, in het midden van de soma. Links klikken om het referentiepunt in te stellen.
  3. Zet de microscoop op 40X. Klik op 'Beweeg' in het menu boven aan het programma en klik vervolgens op 'Naar referentiepunt'.
  4. Begin met het maken van de beeldstapel door handmatig te scrollen met de fijne doelstelling boven het weefsel totdat het iets uit focus ligt.
    1. Klik op "Set Top" in de rechterbenedenhoek van het programma onder de rubriek "Image Acquisition."
    2. Blader iets onder het weefsel totdat het een beetje uit de focus ligt en klik vervolgens op "Set Bottom" onder "Image Acquisition." Klik vervolgens op 'Beeldstack ophalen'.
  5. Nadat de afbeeldingsstapel is verkregen, typt u de gewenste naam voor het afbeeldingsbestand in het venster dat verschijnt. Opslaan als "MBF Ascii-bestand."
    1. Wanneer u wordt gevraagd, selecteer het bestandstype als "MBF JPEG2000 stapelbestand" en klik vervolgens op "Opslaan".

8. Neuronale tracing

  1. In de toolbaKlik onder het menu op het vakje met de titel "Contour Name". Selecteer "Soma" in de vervolgkeuzelijst.
  2. Spoor de soma handmatig op. Klik dan met de rechtermuisknop en selecteer "Afwerking cellichaam" wanneer het traceren voltooid is.
  3. Selecteer "AutoNeuron" om een ​​ander tabblad met de titel "AutoNeuron Workflow" op te halen.
  4. Onder "Configuratietype" selecteert u "Nieuw". Stel de parameters in en klik vervolgens op "Next Step" om "Soma Detection" onderverdeling op te roepen.
    1. Selecteer "Brightfield" om de parameters in te stellen. Klik vervolgens onder "Max proces diameter", klik op "Start meten". Ga met de cursor naar de basis van de dendriet en stel de diameter handmatig in.
  5. Klik op 'Ja' in het venster dat de gebruiker vraagt ​​om de gehele afbeelding te traceren. Spoor de soma handmatig op. Klik op en klik vervolgens op "Volgende stap" om de onderkant van de zaadpositie op te halen.
  6. Klik op "Bevestigen SeedS "en klik vervolgens op" Next Step "om de subrubriek" Neuron Reconstruction "op te halen.
  7. Klik onder 'Neuron' op 'Interactief'. Doe interactieve tracing door de richting van het programma van de dendriten te volgen en met de rechtermuisknop te klikken om het gemarkeerde gebied dat door het programma wordt gevolgd af te ronden. Nadat u alle dendriten hebt opgespoord, klikt u op 'Volgende stap'.
  8. Nadat een nieuw venster verschijnt, slaat u de nieuwe configuratie op met een gewenste titel. Klik op 'Opslaan'.

9. Analyse

  1. Open het analyseprogramma (zie de tabel van materialen).
  2. Klik op "Bestand" in het bovenste menu en klik vervolgens op "Gegevensbestand openen". Selecteer het bestand van belangstelling.
  3. Selecteer onder de analyse onderverdeling "Sholl Analysis."
  4. Stel in het venster "Sholl Analyse" de startradius op 10 μm. Klik onder 'Analyse' op de vakken 'Dendrites' en 'Branch Orders'.
  5. Rechts clIck de nieuw geopende windows en klik op "Excel Export." Klik op 'Opslaan'.
  6. Klik onder de analyse op 'Vertakte structuuranalyses'. Selecteer 'Alle mogelijke analyses'.
  7. Klik met de rechtermuisknop op het nieuw geopende venster en klik op "Excel Export" 24 .

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De effecten van de 5-Fu behandeling op de dendritische arborisatie en complexiteit in de hippocampus van Golgi-gekleurde hersensecties werden gekwantificeerd en opgespoord onder gebruikmaking van een commercieel beschikbare beeldsoftware. Na het traceren werden de dendritische arborisatie, de ruggengraat en de ruggengraat morfologie geanalyseerd met behulp van Sholl analyse en de dendritische complexiteitsindex (DCI). Sholl analyse is een kwantitatieve analytische methode die kan worden ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In vergelijking met moderne technieken heeft de Golgi-Cox-methode verschillende voordelen die het de voorkeur geven aan de methode voor het onderzoeken van de ruggengraat morfologie: 1) De kleuring kan voor ieder willekeurig weefsel gebruikt worden. 2) Een basislichtmicroscoopopstelling is alles wat nodig is om Golgi-gebaseerde beelden verkrijgen, 3) De Golgi-Cox beeldvorming is sneller dan confocal beeldvorming, en 4) Golgi-gekleurde afdelingen zijn enkele maanden levensvatbaar tot jaren langer dan monsters die fluores...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door een pilot-subsidie ​​onder NIH P20 GM109005 (ARA) en door het Center for Translational Neuroscience IDeA-programma P30 GM110702.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
superGolgi Kit Bioenno Lifesciences30100 Bevat gevaarlijke materialen. 
PBS 10x powder concentrateFisher BP665-1
Triton X-100Sigma9002-93-1
Permount Fisher SP 15-100
Slide cover Fisher 12-546-14
7 mL Transfer pipette Globe Scientific 135030
10 mL Falcon tubes BD Biosciences 352099
Foil Fisher 01-213-105
12-well plate BD Biosciences 353043
200 proof Ethanol Pharmco-AAPER111000200
Xylene Acros Organics 1330-20-7Gevaarlijk. 
Permabond 200Permabond LLCGF2492
25 mL serological pipetteSigmaSIAL1489
ParafilmMidsciHS234526C 
Vibratome World Precision Instruments NVSLM1
C57Bl/6 Male Mice The Jackson Laboratory 000664
Axio Imager 2ZEISSMultiple components, see website for details. 
AxioCam MRc CameraZEISS426508-9902-000
Staining Dish, GreenTissue-Tek62541-12
Staining Dish Set Electron Microscopy Sciences 70312-20
Motorized Pipet Filler Fisher 03-692-168
Neurolucida mbf Bioscience 
Neurolucida Explorer mbf Bioscience 
Prism GraphPad

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stuart, G. J., Spruston, N. Dendritic integration: 60 years of progress. Nat Neurosci. 18 (12), 1713-1721 (2015).
  2. Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
  3. Kulkarni, V. A., Firestein, B. L. The dendritic tree and brain disorders. Mol Cell Neurosci. 50 (1), 10-20 (2012).
  4. Kasai, H. Structural Dynamics of Dendritic Spines in Memory and Cognition. Trends Neurosci. 33 (3), 121-129 (2010).
  5. von Bohlen Und Halbach, O. Structure and function of dendritic spines within the hippocampus. Ann Anat. 191 (6), 518-531 (2009).
  6. Wayman, G. A., et al. Activity-dependent dendritic arborization mediated by CaM-kinase I activation and enhanced CREB-dependent transcription of Wnt-2. Neuron. 50 (6), 897-909 (2006).
  7. Bourne, J. N., Harris, K. M. Balancing structure and function at hippocampal dendritic spines. Ann Rev Neurosci. 31, 47-67 (2008).
  8. Lai, K. O., Ip, N. Y. Structural plasticity of dendritic spines: the underlying mechanisms and its dysregulation in brain disorders. Biochim Biophys Acta. 1832 (12), 2257-2263 (2013).
  9. Harris, K. M. Structure, development, and plasticity of dendritic spines. Current Op Neurobiol. 9 (3), 343-348 (1999).
  10. Harris, K. M., Kater, S. B. Dendritic spines: cellular specializations imparting both stability and flexibility to synaptic function. Ann Rev Neurosci. 17, 341-371 (1994).
  11. Leuner, B., Shors, T. J. Stress, anxiety, and dendritic spines: what are the connections. Neuroscience. 251, 108-119 (2013).
  12. Harris, K. M., Fiala, J. C., Ostroff, L. Structural changes at dendritic spine synapses during long-term potentiation. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 358 (1432), 745-748 (2003).
  13. Kasai, H., Matsuzaki, M., Noguchi, J., Yasumatsu, N., Nakahara, H. Structure-stability-function relationships of dendritic spines. Trends Neurosci. 26 (7), 360-368 (2003).
  14. Das, G., Reuhl, K., Zhou, R. The Golgi-Cox method. Methods Mol Biol. 1018, 313-321 (2013).
  15. Koyama, Y. The unending fascination with the Golgi method. OA Anat. 1 (3), 24(2013).
  16. Pasternak, J. F., Woolsey, T. A. On the "selectivity" of the Golgi-Cox method. J Comp Neurol. 160 (3), 307-312 (1975).
  17. Friedland, D. R., Los, J. G., Ryugo, D. K. A modified Golgi staining protocol for use in the human brain stem and cerebellum. J Neurosci Methods. 150 (1), 90-95 (2006).
  18. Rosoklija, G., et al. Optimization of Golgi methods for impregnation of brain tissue from humans and monkeys. J Neurosci Methods. 131 (1-2), 1-7 (2003).
  19. de Castro, F., Lopez-Mascaraque, L., De Carlos, J. A. Cajal: lessons on brain development. Brain Res Rev. 55 (2), 481-489 (2007).
  20. Gabbott, P. L., Somogyi, J. The "single" section Golgi-impregnation procedure: methodological description. J Neurosci Methods. 11 (4), 221-230 (1984).
  21. Zaqout, S., Kaindl, A. M. Golgi-Cox staining step by step. Front Neuroanat. 10 (38), (2016).
  22. superGolgi Kit. , Available from: http://www.ihcworld.com/products/ssdatasheets/superGolgi%20Kit%20Datasheet%20Protocol.pdf (2017).
  23. Vibroslice NVSL & Vibroslice NVSLM123. , Available from: https://www.wpiinc.com/clientuploads/pdf/NVSL_NVSLM1_IM.pdf (2000).
  24. Neurolucida 11.03. , MBF Bioscience. Williston, VT USA. (2017).
  25. Sholl, D. A. Dendritic organization in the neurons of the visual and motor cortices of the cat. J Anat. 87 (4), 387-406 (1953).
  26. Pillai, A. G., et al. Dendritic morphology of hippocampal and amygdalar neurons in adolescent mice is resilient to genetic differences in stress reactivity. PLoS ONE. 7 (6), (2012).
  27. Morley, B. J., Mervis, R. F. Dendritic spine alterations in the hippocampus and parietal cortex of alpha7 nicotinic acetylcholine receptor knockout mice. Neuroscience. 233, 54-63 (2013).
  28. Titus, A. D., et al. Hypobaric hypoxia-induced dendritic atrophy of hippocampal neurons is associated with cognitive impairment in adult rats. Neuroscience. 145 (1), 265-278 (2007).
  29. Groves, T. R., et al. 5-Fluorouracil chemotherapy upregulates cytokines and alters hippocampal dendritic complexity in aged mice. Behavioral Brain Research. 316, 215-224 (2017).
  30. Risher, W. C., Ustunkaya, T., Singh Alvarado, J., Eroglu, C. Rapid Golgi analysis method for efficient and unbiased classification of dendritic spines. PloS One. 9 (9), (2014).
  31. Kaufmann, W. E., Moser, H. W. Dendritic anomalies in disorders associated with mental retardation. Cerebral cortex. 10 (10), 981-991 (2000).
  32. Kulkarni, V. A., Firestein, B. L. The dendritic tree and brain disorders. Mol Cell Neurosci. 50 (1), 10-20 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Dendritische morfologiehippocampale dendrietenkleuring van hersenweefselkwik II chloride oplossingammoniumhydroxide oplossingvibratoom coupesnijdenSholl analysebepaling van de spine dichtheiddendritische arborisatie

Gerelateerde artikelen