Fluorescentie-gemedieerde tomografie voor de detectie en kwantificering van macrofaag-gerelateerde lymfkliertest darmontstekingen

Summary

Doelgroepen gerichte sondes vertegenwoordigen een vernieuwend hulpmiddel voor het analyseren van de moleculaire mechanismen, zoals eiwituitdrukking in verschillende soorten ziekten (b.v., ontsteking, infectie en tumorvorming). In deze studie beschrijven we een kwantitatieve driedimensionale tomografische beoordeling van intestinale macrofaag infiltratie in een lymfkliertest model van colitis met F4/80-specifieke fluorescentie-gemedieerde tomografie.

Abstract

Lymfkliertest modellen van ziekte is onontbeerlijk voor wetenschappelijk onderzoek. Echter zijn veel diagnostische hulpprogramma's zoals endoscopie of tomografische imaging niet routinematig gebruikt in diermodellen. Conventionele experimentele uitlezingen is vaak afhankelijk van post-mortem en ex vivo analyses, die intra individuele follow-up onderzoeken te voorkomen en verhogen het aantal studie dieren nodig. Fluorescentie-gemedieerde tomografie kan de niet-invasieve, repetitieve, kwantitatieve, driedimensionale beoordeling van fluorescerende sondes. Het is hoogst-gevoelig en staat het gebruik van moleculaire makers, die het mogelijk voor de specifieke detectie en karakterisatie van verschillende moleculaire targets maakt. In het bijzonder vertegenwoordigen gerichte sondes een vernieuwend hulpmiddel voor het analyseren van activering en eiwit expressie van genen in de ontsteking, auto-immune ziekte, infectie, vaatziekten, cel migratie, tumorigenesis, enz. In dit artikel bieden we stapsgewijze instructies op deze geavanceerde imaging technologie voor de in vivo detectie en karakterisering van ontsteking (dat wil zeggen, F4/80-positieve macrofaag infiltratie) in een veelgebruikte lymfkliertest model van darmontstekingen. Deze techniek kan ook worden gebruikt in andere onderzoeksterreinen, zoals immuun cel of een cel van de stam bijhouden.

Introduction

Dierlijke modellen worden veel gebruikt in wetenschappelijk onderzoek, en vele niet-invasieve procedures bestaan monitor ziekte activiteit en vitaliteit, zoals de kwantificering van veranderingen in het lichaamsgewicht of de analyse van bloed, urine en ontlasting. Echter, deze zijn slechts indirecte surrogaat-parameters die ook onderhevig aan inter-individuele variabiliteit zijn. Ze moeten regelmatig worden aangevuld met post-mortem analyse van weefsel specimen, waardoor seriële observatie op repetitieve tijdstippen en directe observatie van fysiologische of pathologische processen in vivo. Opgedoken verfijnde beeldvormingstechnieken van de kleine dieren, met inbegrip van cross-sectionele imaging en optische beeldvorming, endoscopie, wat mogelijk maakt de directe visualisatie van deze processen en maakt het ook mogelijk voor herhaalde analyses van de dezelfde dieren^{1 , 2 , 3}. bovendien de mogelijkheid om herhaaldelijk volgen verschillende staten van ziekte in hetzelfde dier het aantal dieren nodig, die misschien wel wenselijk is vanuit een oogpunt van dierenethiek kan verkleinen.

Verscheidene verschillende optische beeldvormingstechnieken bestaan voor in vivo fluorescence imaging. Oorspronkelijk werkte confocal imaging te bestuderen van oppervlakte- en ondergrond fluorescerende gebeurtenissen^4,5. Onlangs, echter, tomografische systemen waarmee voor kwantitatieve drie-dimensionale weefsel evaluaties zijn ontwikkelde⁶. Dit is bereikt door de ontwikkeling van fluorescerende sondes die licht in het nabij-infrarood (NIR) spectrum, het aanbieden van de laag absorptie, gevoelige detectoren en monochromatisch lichtbronnen⁷uitstoten. Terwijl de traditionele cross-sectioning beeldvormingstechnieken, zoals computertomografie (CT), magnetische resonantie beeldvorming (MRI) of echografie (VS), meestal afhankelijk van fysieke parameters en visualiseren van morfologie, kan optische beeldvorming bieden aanvullende informatie op onderliggende moleculaire processen sondes met behulp van endogene of exogene TL⁸.

Vooruitgang in moleculaire biologie hebben bijgedragen tot het vergemakkelijken van de generatie van slimme en gerichte fluorescerende moleculaire sondes voor een toenemend aantal doelstellingen. Bijvoorbeeld kunnen receptor-gemedieerde opname- en distributie in een bepaald doelgebied worden gevisualiseerd met behulp van carbocyanine afgeleide gelabelde antilichamen⁹. De overvloed aan beschikbare antilichamen, die kan worden aangeduid als specifieke verklikstoffen in anders ontoegankelijke gebieden van het lichaam, biedt ongekende inzichten in de moleculaire en cellulaire processen in modellen van tumorvorming en neurodegeneratieve, cardiovasculaire, immunologische en inflammatoire ziekten⁷.

In deze studie beschrijven we het gebruik van fluorescentie-gemedieerde tomografie in een lymfkliertest model van colitis. Dextran natriumsulfaat (DSS)-geïnduceerde colitis is een standaard chemisch geïnduceerde muismodel van darmontstekingen strekking inflammatory bowel disease (IBD)¹⁰. Het is vooral handig voor de beoordeling van de bijdrage van het aangeboren immuunsysteem aan de ontwikkeling van darm ontsteking¹¹. Aangezien de aanwerving, activering en infiltratie van monocyten en macrofagen vertegenwoordigen cruciale stappen in de pathogenese van IBD, zijn visualisatie van hun aanwerving en de kinetiek van infiltratie essentieel voor de monitoring, bijvoorbeeld het effect van potentiële therapeutische stoffen in een preklinische instelling¹². We beschrijven de inductie van DSS colitis en tonen de tomografie-gemedieerde karakterisering van macrofaag infiltratie in de mucosa van de darm met behulp van fluorescentie moleculaire tomografie voor de specifieke visualisatie van de monocyt/macrofaag markering F4/80 ¹³. Daarnaast illustreren we ondersteunende en aanvullende procedures, zoals het antilichaam etikettering; de experimentele opzet; en analyse en interpretatie van de verkregen beelden, in correlatie met conventionele uitlezingen zoals ziekte activiteit indexen, stromen cytometry en histologische analyse en immunohistochemistry. We bespreken de beperkingen van deze techniek en vergelijkingen met andere beeldvormende modaliteiten.

Protocol

Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen volgens de Duitse dier bescherming wet (Tierschutzgesetz).

1. materialen en experimentele opstelling

1. Verzorging van de dieren.
   1. Het gebruik van geslacht en leeftijd-zoekwoorden muizen van een DSS-gevoelige stam (b.v., C57BL/6) op 20-25 g lichaamsgewicht.
   2. Plan minstens vijf of meer muizen per experimentele groep en huis de muizen volgens lokale dierenverzorgers richtlijnen.
   3. Bieden een standaard knaagdier chow dieet en gesteriliseerde met autoclaaf drinkwater ad libitum.
   4. De standaard chow verwijderen en vervangen door alfalfa-vrije chow ten minste drie dagen vóór het scannen ter vermindering van de endoluminal auto-fluorescentie.
2. Inductie van acute DSS-geïnduceerde colitis.
   1. Los 2 g van DSS (moleculair gewicht ~ 40.000 Da) in 100 mL gesteriliseerde met autoclaaf drinkwater te verkrijgen van een 2% (w/v oplossing).
   2. Vul de drinken levering van de muizen uitsluitend met de DSS-oplossing en schatten 5 mL vloeistof per muis per dag. De dezelfde drinkwater zonder DSS naar het besturingselement muizen¹⁰voorzien.
      Opmerking: Controleer de muizen dagelijks tot het einde van het experiment. Euthanaseren van de muizen die groter is dan 20% van hun aanvankelijke lichaamsgewicht verliezen of dat stervende geworden (dat wil zeggen, aanhoudend gebogen houding, verminderde beweging, gearbeid ademhaling, sterk opgaand vacht) volgens de richtsnoeren van de lokale toepassing op dier welzijn.
3. Voorbereiding van fluorescentie-gemedieerde tomografie.
   1. Label de gewenste antilichaam (bijvoorbeeld rat-antimuis F4/80) met fluorescentie kleurstof (bijvoorbeeld Cyanine7, λ_excitatie: 750 nm, λ_emissie: 776 nm) zoals beschreven in het protocol van de fabrikant. Dialyze gezuiverde antilichaam in een passende dialyse membraan (grootte porie < 50-100 kDa) tegen 1 L van 0,15 M natriumchloride voor ten minste 2 uur of 's nachts.
      1. Het antilichaam overbrengen door 1 liter 0,1 M NaHCO₃ en dialyze voor ten minste 2 uur.
      2. Los de benodigde hoeveelheid fluorescente kleurstof in dimethylsulfoxide (DMSO) (10.8 µL/mg van antilichaam) en toevoegen aan de antilichaam-oplossing. De fluorescente kleurstof in 20-fold molaire overmaat gebruiken om een kleurstof-naar-eiwitverhouding van 1:3.
      3. Incubeer in het donker bij 4 ° C voor 1 h. labelloze antilichaam door dialyse tegen 1 L van 0,15 M natrium of met behulp van een demineralisatie PD-10-kolom verwijderen en op te lossen in een met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) voor in vivo toepassing.
      4. Bepaal de definitieve antilichaam concentratie en labeling verhouding door spectrofotometrie.
      5. Meten van de eiwitconcentratie op een opname van 250-330 nm en overwegen extra absorptie door de kleurstof. Corrigeren van de maximale extinctie op 280 nm (eiwit) met 11% van de maximale extinctie bij 750 nm (volgende stap) voor het labelen van de Cyanine7.
      6. Meten van een verdunning van de stof (meestal 1:10) op 250-800 nm en uitpakken van de concentratie van Cyanine7 bij 750 nm.
      7. Bepalen van de kleurstof-naar-eiwitverhouding als: kleurstof/antilichaam = maximale extinctie bij 750 nm / 200.000 / (maximale extinctie op 280 nm - 0.11 x max absorptie bij 750 nm) / 170.000.
      8. Bewaar de antilichaam-oplossing bij 4 ° C en het schild van licht te vermijden bleken vóór injectie.
   2. Laden het volume van de oplossing nodig antilichaam in een steriele spuit vóór injectie en schild van licht totdat het wordt gebruikt.
   3. Het bepalen van de optimale timing van sonde injectie en de scanning procedure, afhankelijk van de tracer farmacokinetiek.
   4. Anesthetize van de muizen met behulp van 1,5 tot 2,5% ingeademd Isofluraan in zuurstof of plaats ze veilig in een speciale afdekking voor de staart veneuze injectie van de gelabelde antilichamen.
   5. Voor full-length antilichamen, injecteren de gelabeld antilichaam ten minste 24 uur vóór het scannen, zoals anti-muis F4/80 macrofaag visualisatie in lymfkliertest colitis. Intraveneus injecteren van muizen (i.v.) via de staart ader met gelabeld antilichaam in een bedrag dat overeenkomt met 2.0 nmol van kleurstof.
   6. Gebruik even aangeduid aspecifieke antilichamen (bijvoorbeeld IgG rat of een ander isotype overeenkomt met het primaire antilichaam erfgoed) als een besturingselement isotype in doses gelijkwaardig zijn aan die van de specifieke sonde.
      Opmerking: De resultaten van in vivo scant na injectie van de controle samengestelde kan dienen als referentie voor de interpretatie van de specifieke sonde imaging gegevens.
   7. Gebruik een elektrisch scheerapparaat te scheren van de dieren bont in de abdominale regio om licht reflectie en absorptie te minimaliseren.

2. technische uitrusting

1. Gebruik een veterinaire fluorescentie-gemedieerde tomografie (FMT) apparaat voor kleine dieren fluorescentie ( Figuur 4).
2. Een nieuwe studie voor elk project maken door te klikken op de "nieuwe studie" knop en vermeld in de beschrijving van de studie van de relevante traceurs, met inbegrip van de imaging parameters en doses voor toekomstig gebruik.
3. Binnen deze studie studiegroepen volgens de respectieve studie ontwerp (bijvoorbeeld voor specifieke tracer en aspecifieke isotype beheersing) te maken door te klikken op de "nieuwe studiegroep" knop. Elke studiegroep met de respectieve aantallen dieren uit te rusten.
4. Kalibreer het systeem voor de tracer constructies.
   1. De kalibratie voor elke batch van verklikstoffen om te normaliseren voor de variatie in labeling en kwantitatieve meting van OI gegevens uitvoeren
   2. Volg de begeleiding van de fabrikant van het instrument voor het kalibreren van elke individuele systeem; selectie 'toevoegen nieuwe tracer', bij het systeem zal het verstrekken van een gids door de stappen. Bieden de verdunning van de toegepaste antilichaam-oplossing en de berekende absolute concentratie van tracer in de sonde.
   3. Voor FMT, gebruik een phantom weefsel nabootsen van gedefinieerde dikte en absorptie-eigenschappen (lijkend op vitale weefsels) en vul deze met een specifieke volume van de oplossing van de antilichaam gebruikt. Meet dit op het FMT-apparaat.
      Opmerking: Het systeem gebruikt de referentiemeting van de meegeleverde sonde, samen met de gegeven concentratie, voor de berekening van de absolute tracer concentraties van toekomstige in vivo metingen.
5. Gebruik van een verwarmbaar onderzoek cassette met een temperatuur van 42 ° C.
   Opmerking: Dit voorkomt dat de muizen steeds hypothermic tijdens het onderzoek.

3. dierlijke anesthesie

1. Gebruik van een continue stroom van 1,5-2% vol % Isofluraan ([2-chloro-2-(difluoromethoxy)-1,1,1-trifluoro-ethane]) en 1,5 L O₂/min aan de anesthetize van de muizen.

Gebruik speciaal ontworpen inademing systemen voor knaagdieren anesthesie (Isofluraan vaporizer) om gemakkelijk de verdoving diepte te controleren en te minimaliseren van blootstelling van het personeel.

Plaatst u de muisaanwijzer in de zaal lekvrije inductie en zet de vaporizer voor Isofluraan levering (100% (v/v), 5 vol % zuurstof, 3 L/min). Controleren de muis totdat het ligfiets en onbewuste.

Plaats het in het onderzoek cassette voor tomografie, met continue Isofluraan inademing via de neus bij een dosis van 100% v/v, 1.5 vol % zuurstof, 1,5 L/min om te minimaliseren van bewegingsartefacten tijdens onderzoek. Voor procedures die langer dan 5 min, kunt u het oog zalf toepassen door de ogen van de muis om hoornvlies beschadiging te voorkomen.

Verdoving diepte te beoordelen door het controleren van de reflexen. Leg de muis op de rug; Als de verdoving voldoende is, moet de muis niet omdraaien. Knijp de muis zachtjes tussen de tenen; Als de verdoving is voldoende, zullen het been niet ingetrokken (fase van chirurgische tolerantie).

4. fluorescentie-gemedieerde tomografie Scan

Opmerking: Passen de volgende gegevens, die specifiek voor de FMT-systeem dat wordt gebruikt in deze zijn studie (Zie de Tabel van materialen) in voor alternatieve fluorescentie reflectiecoëfficiënt imaging-apparaten of FMT systemen, zo nodig.

1. Plaats de narcose muis op zijn rug in de onderzoek-cassette.
2. De scanning procedure uitvoeren.
   1. Plaats de cassette in de imaging systeem en sluit onmiddellijk, zodat ononderbroken anesthesie. Selecteer de passende steekproef van de studiegroep eerder hebt gemaakt. De door de overheid gereguleerde tracer selecteren in het dropdown-menu om ervoor te zorgen dat de waarden voor tracer concentratie op de juiste manier zijn berekend.
   2. Verwerven van fluorescentie reflectie afbeelding op de juiste golflengte (720 nm voor de Cyanine7) voor de scan planning en overzicht het scannen gebied door te klikken op de knop "verwerven afbeelding".
   3. Zie dat het scan-veld wordt weergegeven als een overlay op de fluorescentie reflectie afbeelding. Aanpassen aan de regio van belang (b.v., dubbele punt of buik), het vermijden van lucht of gebieden van resterende bont. Afhankelijk van het doel van de afbeelding, stel het aantal afbeelding gegevenspunten binnen het scannen gebied door te kiezen uit de grof middellange en prima resolutie van de scan-veld in het menu aan de rechterkant.
      Opmerking: Houd er rekening mee dat een veld fijne scan beter ruimtelijke resolutie ten koste van een aanzienlijk langer scannen tijd kan bieden.
   4. Gegevens/Beeldacquisitie bij de geselecteerde golflengte starten door te klikken op "scan".
      Opmerking: De tijd van de scan voor een middellange-fijn-scan van de gehele buik worden ongeveer 5 min; in deze tijd, elk gegevenspunt wordt afzonderlijk verlicht door de excitatie-laser en de resulterende fluorescentie wordt vastgelegd.
   5. Verwijderen van het dier uit de imaging cassette aan het einde van de scan en laat het dier te herstellen volledig alvorens het terug in de kooi.
   6. Herhaal de FMT indien noodzakelijk op verschillende tijdstippen tijdens het experiment (bijvoorbeeld dagen 0, 5 en 9-10 (einde van het experiment)), maar vind de accumulatie van antilichamen in het lichaam, daarom het verhogen van het signaal van de fluorescentie achtergrond.

5. na aftasten

1. Plaatst u de muisaanwijzer in een aparte kooi op een papieren handdoek onder een opwarming van de aarde lamp van rood-licht en controleren de muis voor tekenen van ongemak of leed tot volledig herstel. Plaats de muis terug in zijn respectieve kooi wanneer volledig wakker.
2. Euthanaseren de muizen aan het einde van het experiment door de levering van CO₂ aan de isolator bij een dosis van 100% (v/v), 100 vol % en 3 L/min. Vooraf vult niet de kamer met CO_2, aangezien een plotselinge blootstelling aan hoge concentraties CO₂ nood zou kunnen veroorzaken. Controleer of dood nadat de muis is gestopt met ademen door een latere secundaire modus van euthanasie zoals snelle cervicale dislocatie.
3. De dikke darm door abdominale laparotomy explant en uitvoeren van een scan ex vivo van het transplanteren van de dikke darm, zoals uitgelegd in stappen 4.2.1 - 4.2.4. Open elke dikke darm overlangs met behulp van Metzenbaum chirurgische schaar en spoel met zoutoplossing voordat voorbereiden voor verdere analyse.
4. Gebruik een scalpel te snijden een fragment van 0,5 cm van de distale dubbelpunt en plaatst u deze onmiddellijk in een 1.5-mL cryogene buis. Bevriezen in vloeibare stikstof en winkel bij-70 ° C tot verder gebruik (b.v.,myeloperoxidase (MPO) metingen).
5. Gebruik een houten stok en roll-up de resterende lengterichting geopend dubbele punt van de distale als proximale einde, met de mucosa naar buiten ("Swiss roll-techniek"), voor histologisch analyses. Plaats de voorbereiding in een hechtmiddel (Zie de Tabel van materialen) en bevriezen bij-80 ° C¹⁴.

6. gegevens wederopbouw en interpretatie

1. Gebruik het gereedschap van de wederopbouw van de respectieve imaging software 3D om kaarten te maken van de fluorescentie-verdeling van de ruwe gegevens van de beeldvorming; scans worden automatisch toegevoegd aan de wederopbouw hulpmiddel, wanneer bij het scannen, de functie "add to wederopbouw wachtrij" is geselecteerd.
   1. Selecteer anders, de scans van het dropdown menu onder de respectieve studie en studiegroep, met de rechtermuisknop op de scan, en kies "toevoegen aan wederopbouw."
2. Voor verdere analyse, een gegevensset in de analysesoftware te laden. Van het dropdown menu in de bovenste balk, selecteer de respectievelijke studie en selecteer vervolgens de study group en het individuele dier in het menu aan de rechterkant; alle scans uitgevoerd voor dit dier getoond. Selecteer de juiste scan en klik op 'laden'.
   Opmerking: De 3D reconstructie van de verdeling van de controlepijlen verschijnt aan de linkerkant als een overlay van de aanvankelijk verkregen fluorescentie reflectie afbeelding. Het model kan worden gedraaid en vergroot gemakkelijker kunt analyseren.
3. Foci van aspecifieke label accumulatie (bijvoorbeeld lever- of urine blaas) op gereconstrueerde 3D-kaarten herkennen en onderscheiden van onderzoeken weefsels (bijvoorbeeld darm of darm).
4. Selecteer in de bovenste balk, het meest geschikt is voor de doelgroep ROI-vorm. Label doelweefsel als regio's van belang (ROI) door het plaatsen van de respectieve meetinstrumenten in de software van de analyse; de software voorziet een intensiteit van de fluorescentie de ROI, evenals (pico-) molaire hoeveelheden de tracer dat de scan is gekalibreerd voor.
5. Selecteer de totale hoeveelheid tracer in de passende ROI, genormaliseerd voor de grootte van de ROI, als het meest geschikte equivalent voor de evaluatie van ziekte activiteit in correlatie met de inflammatoire infiltreren (histologie).
   Opmerking: Andere kenmerken van de ROI kunnen worden gekozen als geschikt zijn als vertegenwoordiger van het specifieke model.

7.Ex Vivo Analyses

1. De Haematoxyline en eosine-kleuring en immunofluorescentie kleuring.
   1. Deparaffinize secties door ze te plaatsen in 70% ethanol (EtOH) gedurende 2 minuten; spoel daarna met gedestilleerd water. Vlek met haematoxyline oplossing gedurende 5 minuten en daarna afspoelen met warm leidingwater voor 10 min.
   2. Spoelen met gedistilleerd water, counterstain met eosine oplossing gedurende 2 minuten, en spoel opnieuw met gedestilleerd water.
   3. Plaats in 70% EtOH, 96% EtOH, 99% EtOH en xyleen (2 keer) gedurende 2 minuten elke uitdrogen en schakelt u de secties. Mount met harsachtige montage medium.
2. Immunofluorescentie kleuring.
   1. Gebruik van de eerder verkregen weefselsecties ("Swiss roll") voor immunofluorescentie kleuring en bereiden cryo-cut secties 7 µm.
   2. Blokkeren van aceton-fixed en bevroren dubbelpunt secties in 5,0% rat serum voor 10 min en na een nacht bebroeden met verdunde (1/500 v/v) biotinyleerd primaire rat anti-muis F4/80 antilichaam. Wassen van de secties driemaal in Tris-gebufferde zoutoplossing (TBS) en incubeer met daar-FITC (1:100 v/v) in PBS/BSA (0,1% w/v) overnachting bij 4 ° C.
   3. Wassen van de secties in TBS en vlek met 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1:1000 v/v) om contrast. Analyseren van de beelden van de fluorescentie onder een confocal microscoop (Zie de Tabel van materialen, 40 x vergroting; filter kubus N2.1 met excitatie filter 515-560) en de F4/80-positieve cellen per high-power veld tellen.
      Opmerking: Overweeg de antilichamen van dezelfde kloon en opmaak bij het combineren van in vivo FMT en post mortem histologie analyses uitgevoerd, zoals immunohistochemistry of immunofluorescentie kleuring, afhankelijk van het beoogde doel. Voor de detectie van F4/80-positieve macrofagen in vivo en ex vivo, werden verschillende formaten gebruikt.
3. MPO metingen in monsters van de dikke darm.
   1. Gebruik verkregen vers, PBS-gespoeld dubbelpunt monsters of ontdooide specimen voor MPO metingen. Weeg alle monsters en meng het weefsel in lysis-buffermengsel waarin de ELISA kit (Zie de Tabel van materialen) op een volume van 20 µL van lysis buffer per mg van weefsel.
   2. Bewerk ultrasone trillingen ten voor 15 s (ultrasoonapparaat frequentie: 20 kHz, macht: 70 W) en centrifugeer de monsters gedurende 10 minuten bij 200 x g- en 4 ° C.
   3. Gebruik een verkrijgbare ELISA kit (Zie de Tabel van materialen) volgens de beschrijving van de fabrikanten. Uitvoeren van de test in duplicaten.

Results

Beoordeling van Colitis:

DSS-geïnduceerde colitis is een chemisch geïnduceerde lymfkliertest model van intestinale ontsteking die lijkt op de menselijke IBD en leidt tot verlies van het gewicht, rectale bloedingen, oppervlakkige ulceratie en mucosal schade in gevoelige muizen¹⁵. Het is met name nuttig zijn te onderzoeken van de bijdrage van het aangeboren immuunsysteem aan de ontwikkeling...

Discussion

Hoewel medische beeldvormingstechnieken zijn snel geëvolueerd in de afgelopen jaren, zijn we nog steeds beperkt in onze capaciteit om te ontdekken van inflammatoire processen of tumoren, evenals andere ziekten, in hun vroegste stadia van ontwikkeling. Dit is echter cruciaal begrip tumorgroei, invasie, of metastasen ontwikkeling en cellulaire processen in de ontwikkeling van inflammatoire aandoeningen en immunologische, degeneratieve en cardiovasculaire ziekten. Terwijl de traditionele beeldvormingstechnieken is afhankeli...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagents
Alfalfa-free diet	Harlan Laboritories, Madison, USA	2014
Bepanthen eye ointment	Bayer, Leverkusen, Germany	80469764
Dextran sulphate sodium (DSS)	TdB Consulatancy, Uppsala, Sweden	DB001
Eosin	Sigma - Aldrich, Deisenhofen, Germany	E 4382
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)