Methodenartikel

Microfluidic Bioprinting voor Engineering gevacuoliseerd weefsels en Organoids

DOI:

10.3791/55957

⸱

11 augustus 2017

 ,  , 
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wij bieden een veralgemeende protocol gebaseerd op een strategie van de bioprinting microfluidic voor een vezelige vasculaire bed, waar een secundaire celtype verder zou kunnen worden uitgezaaid in de interstitiële ruimte van deze vezelige structuur voor het genereren van gevacuoliseerd weefsels en organoids engineering.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Engineering gevacuoliseerd weefsel construeert en organoids geweest historisch uitdagend. Hier beschrijven we een nieuwe methode gebaseerd op microfluidic bioprinting voor het genereren van een steiger met multilayer interliniëring hydrogel microfibers. Om te bereiken glad is bioprinting, een kern-mantel microfluidic printkop met een samengestelde bioink formulering van de stroom van de kern en de oplossing van de crosslinking gedragen door de flow van de schede, geëxtrudeerd ontworpen en uitgerust op de bioprinter. Door het mengen van gelatine methacryloyl (GelMA) met alginaat, een polysaccharide die ondergaat momentane Ionische crosslinking in aanwezigheid van Selecteer divalente ionen, gevolgd door een secundaire photocrosslinking van de GelMA-component om permanente stabilisatie, een vezelige steiger kan worden verkregen met behulp van deze strategie bioprinting. Nog belangrijker is, kunnen de endotheliale cellen ingekapseld binnen de bioprinted microfibers vormen de lumen-achtige structuren die lijkt op de therapieën in de loop van cultuur 16 dagen. De steiger endothelialized vezelige mogen verder worden gebruikt als een vasculaire bed om te bouwen van een gevacuoliseerd weefsel door latere zaaien van de secundaire celtype in de interstitiële ruimte van de microfibers. Microfluidic bioprinting biedt een algemene strategie in de handige techniek van gevacuoliseerd weefsels op HiFi.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tissue engineering doelen voor het genereren van functionele weefsel vervangers die kunnen worden gebruikt om te vervangen, herstellen of uitbreiden van de gewonde of zieke in het menselijk lichaam1,2,3,4, vaak door een combinatie van gewenste celtypes, biologische actieve moleculen5,6en biomaterialen7,,8,,9,10. Meer onlangs, tissue engineering technologieën hebben ook steeds meer aangenomen voor het genereren van in vitro weefsel- en orgaanbanken modellen die na te bootsen van de belangrijke functies van hun in-vivo tegenhangers, voor toepassingen zoals Geneesmiddelenontwikkeling, ter vervanging van de conventionele simplistische vlakke cel culturen11,12,13,14,15,16,17,18,19. In beide gevallen de mogelijkheid om te recapituleren de complexe-microarchitectuur en de hiërarchische structuur van de menselijke weefsels is cruciaal voor het inschakelen van de functionaliteit van de gemodificeerde weefsels10, en in het bijzonder manieren om een vasculaire netwerk integreren de gemodificeerde weefsels zijn vraag aangezien vascularisatie een van de grootste uitdagingen voor de veld20,21,22,23 presenteert.

Tot op heden, een aantal verschillende benaderingen zijn ontwikkeld in dit opzicht in een poging om te bouwen van bloedvat structuren in gemanipuleerde weefsel constructies met verschillende graden van succes8. Bijvoorbeeld, zorgt zelf-assemblage van endotheliale cellen voor generatie van microvasculaire netwerken24; levering van angiogenic groeifactoren induceert aanhoudende neovascularization25,26; gebruik van vasculaire voorlopercellen en pericytes vergemakkelijkt endothelial celgroei en vergadering24,27; ontwerpen van steiger eigenschappen maakt nauwkeurige modulatie van vascularisatie28,29; en celtechnologie blad zorgt voor gemakkelijke manipulatie van vasculaire gelaagdheid30. Deze strategieën doen echter niet de mogelijkheid van beheersing van de ruimtelijke patronen van de therapieën, vaak leidt tot willekeurige distributie van bloedvaten binnen een gemanipuleerde weefsel construct en dus beperkt reproduceerbaarheid begiftigen. Tijdens de afgelopen jaren heeft bioprinting ontpopt als een klasse van basistechnologieën naar de oplossing van dergelijke een uitdaging, als gevolg van hun ongekende veelzijdigheid van het neerleggen van complexe weefsel patronen op HiFi en reproduceerbaarheid in een automatische of semi-geautomatiseerde wijze31,32,33. Offer bioprinting34,35,,36,,37,38, ingesloten bioprinting39,40,41, en holle structuur bioprinting/biofabrication42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 hebben al aangetoond dat de haalbaarheid van het genereren van vasculaire of gevacuoliseerd weefsels.

U kunt ook een microfluidic bioprinting strategie te fabriceren vezelige steigers zijn onlangs ontwikkeld, waar een hybride bioink uit alginaat bestaande en gelatine methacryloyl (GelMA) werd geleverd door de kern van een concentrische printkop en een oplossing van calciumchloride (CaCl2) werd uitgevoerd door de buitenste schede stroom van de printkop54,55. De co-extrusie van de twee stromen toegestaan voor onmiddellijke fysieke crosslinking van het alginaat onderdeel om microfiber formatie, terwijl latere photocrosslinking gezorgd voor permanente stabilisatie van het multi-layer vezelige schavot. Van de nota, endotheliale cellen ingekapseld binnen de bioprinted microfibers bleken te vermenigvuldigen en migreren naar de periferieën van de microfibers uitgaande van lumen-achtige structuren die de vasculaire bed54,55geïmiteerd. Deze bioprinted, endothelialized vasculaire bedden kunnen worden vervolgens gevuld met gewenste secundaire celtypes te gevacuoliseerd weefsels55verder te bouwen. Dit protocol biedt dus een gedetailleerde procedure van een dergelijke microfluidic bioprinting strategie ingeschakeld door de concentrische mondstuk ontwerp, dat zorgt voor een handige fabricage van gevacuoliseerd weefsels voor potentiële toepassingen in zowel weefselengineering en modellering van de organoid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De neonatale rat cardiomyocytes gebruikt in dit protocol werden geïsoleerd uit 2-dagen oude Sprague-Dawley ratten na een gevestigde procedure56 goedgekeurd door het institutionele Animal Care en gebruik Comité bij de Brigham and Women's Hospital.

1. de instrumentatie van het Bioprinter

  1. Invoegen van een kleinere botte naald (bv, 27 G, 1 inch) als de kern in het midden van een grotere botte naald (bijvoorbeeld, 18 G, ½ inch) als de schede voor de bouw van de dubbel-laag, concentrische microfluidic printkop; Zorg ervoor dat de kern naald iets is uitsteekt (~ 1 mm) langer dan de buitenste schil(Figuur 1). De uitlijning wordt meestal handmatig, maar als noodzakelijke spacers voor juiste maten stoffelijk kunnen worden ingeklemd tussen de inner/outer naalden bij zowel het uiteinde en de zijkanten van het vat bij concentrische uitlijning aangepast. Zegel van de kruising van de vaten met epoxy lijm en verwijder de uitlijning spacers van de kant van de tip indien van toepassing.
  2. Plaats een andere naald (23G) in de loop van de centrale naald in de omgekeerde richting.  Vervolgens genereert een gaatje aan de zijkant van het vat van de buitenste naald en steek de connector van een metalen van passende grootte in het gat, gevolgd door afdichting met epoxy lijm.
  3. Sluit de inhammen van de printkop om een dual channel-spuitpomp voor injectie van de bioink en het crosslinking oplossing, individueel, door middel van twee PVC-buizen. Monteer de extruder aan het hoofd van een bioprinter met behulp van een plastic houder gemaakt van poly(methyl methacrylate) (PMMA).
    Opmerking: Bioprinter selectie afhankelijk van beschikbaarheid. In ons geval hebben we met succes getest deze setup op verschillende verkrijgbare bioprinters. Echter moet elke bioprinter die beschikt over een x-y-z gemotoriseerde stadium in principe inschakelen integratie van deze microfluidic-printkop.

2. Bioprinting de vezelige vasculaire Bed

  1. Maken van de bioink met behulp van een mengsel van alginaat (4 w/v%, lage viscositeit), gelatine methacryloyl (GelMA, 1-2 w/v%)57,58, en photoinitiator Irgacure 2959 (0,2 - 0,5 wt.%) opgelost in 25 mM 2-[4-(2-hydroxyethyl) piperazine-1-yl] ethaan sulfonzuur (HEPES-buffer, pH 7.4) met 10 vol.% foetale runderserum (FBS).
  2. Maak een oplossing van 0,3-M CaCl2 in HEPES-buffer met 10 vol.% FBS als het crosslinking vervoerder vloeistof.
  3. Onmiddellijk vóór bioprinting, distantiëren van menselijke navelstreng ader endotheliale cellen (HUVECs) uit de kolven met behulp van behandeling door trypsine van 0,05 w/v% voor 5-10 min en resuspendeer de cellen in de bioink bij een concentratie van 5-10 × 106 cellen/mL. Pipetteer de schorsing langzaam 5 tot 10 keer om homogene verdeling.
  4. Start de injectie van de bioink/crosslinking vloeistof met behulp van een dual channel-spuitpomp op de dezelfde stroomsnelheid van 5 µL/mL. De stromen kunnen worden toegestaan om continu uitvoeren voor maximaal 1 min totdat ze stabiliseren. Vervolgens, leidt het verkeer van de printkop door het beheersen van de bioprinter met een snelheid van de depositie van ongeveer 4 mm/s (Figuur 1B). Deze snelheden kunnen moet fijn afstemmen met elke nieuwe setup om optimale bioprinting. Het bioprinting-proces wordt meestal uitgevoerd bij kamertemperatuur (21-25 ° C), maar deze temperatuur kan worden gewijzigd. Het bioprinting-proces moet kunnen snel Ionische gelering van het alginaat-onderdeel en de afzetting van een vezelige steiger (Figuur 1B).
  5. Nadat de steiger bioprinted is, bereiken chemische gelering door verdere photocrosslinking de GelMA-component, op ongeveer 5-10 mW/cm2 van UV-licht (360-480 nm) voor 20-30 s (Figuur 1C).
  6. Na de bioprinting en het crosslinking, spoel zachtjes het schavot met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) te verwijderen van de overtollige CaCl2. Cultuur de vezelige HUVECs beladen steiger in endothelial cel de groeimedium (BAVA) in een incubator bij 37 ° C en 5 vol.% CO2 tot maximaal 16 dagen met medium veranderd ten minste om de 2 dagen. Toezicht op de morphologies van de HUVECs onder een Microscoop tijdens de periode van de cultuur.

3. bouw van de gevacuoliseerd weefsels

  1. Zodra de HUVECs hebt gemigreerd naar de periferieën van de microfibers in de steiger te vormen van de lumen-achtige structuren (Figuur 1D), ophalen van de steiger en zachtjes op het oppervlak van een hydrofobe oppervlak (bijvoorbeeld, een plaat van polymethylsiloxane [PDMS]) plaatsen. Gebruik een stuk steriel filtreerpapier te Verwijder voorzichtig alle het medium van de interstitiële ruimte van het schavot met capillaire werking.
  2. Onmiddellijk vergroten met een druppel (ongeveer 20-40 µL) van de schorsing van een middelbare celtype (b.v., cardiomyocytes) in medium bij een dichtheid van 1-10 × 10-6 cellen/mL op de top van de steiger, die de hele interstitiële ruimte van de steiger (Figuur 1E) moet infiltreren. Een dergelijke configuratie in een incubator (37 ° C, 5 vol.% CO2, 95% relatieve vochtigheid) voor 0,5 - 2 h om de cellen te houden op de individuele microfibers uit te broeden. Toezicht op de grootte van de druppel de periode om ervoor te zorgen dat geen merkbare verdamping wordt nageleefd.
  3. Voorzichtig wassen de steigers door schudden in een PBS-bad te verwijderen van een niet-aanhanger cellen en cultuur de constructie in relevante middellange totdat het gewenste gevacuoliseerd weefsel wordt gevormd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De strategie van de bioprinting microfluidic zorgt voor directe extrusie bioprinting van vezelige steigers met lage viscositeit bioinks54,55. Zoals geïllustreerd in Figuur 2A, een steiger met een grootte van 6 × 6 × 6 mm3 bevattende > 30 lagen van microfibers zou bioprinted binnen 10 min. De onmiddellijke Ionische crosslinking van het alginaat onderdeel met CaCl2

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bouw van de co-axiale printkop vertegenwoordigt een kritieke stap richting succesvolle microfluidic bioprinting te maken voor de gelijktijdige levering van zowel de bioink van de kern en het crosslinking agent uit de schede. Terwijl dit protocol een voorbeeld van de printkop met een 27G naald als de kern en een naald 18G als de shell gemaakt is, kan het gemakkelijk worden uitgebreid tot een verscheidenheid van combinaties met verschillende maten van naalden. De wijziging in de maten van de naald, die resultaten in de ver...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs erkennen het National Cancer Institute van de nationale instituten van gezondheid weg naar Independence Award (K99CA201603).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alginezuur natriumzout uit bruine algenSigma-AldrichA0682BioReagent, getest voor plantencelcultuur, lage viscositeit, poeder
Gelatine type A uit varkenshuidSigma-AldrichG2500Gelsterkte 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiofenon)Sigma-Aldrich41089698%
HEPES bufferSigma-AldrichH08871 M, pH 7.0 - 7.6, sterieel gefilterd, BioReagent, geschikt voor celcultuur
Fétaal bovien serum Thermo Fisher Scientific10438026Gekwalificeerd, warmte-geïnactiveerd, USDA-goedgekeurde regio's
Calciumchloride dihydraatSigma-AldrichC5080BioXtra, ≥99,0%
Fosfaatgebufferde zoutoplossingThermo Fisher Scientific10010023pH 7.4
Menselijke navelstrengslagaderendotheelcellenAngio-ProteomiecAP-0001Menselijke navelstrengslagaderendotheelcellen (HUVEC's)
GFP-expresserende menselijke navelstrengslagaderendotheelcellenAngio-ProteomiecAP-0001GFPGFP-expresserende menselijke navelstrengslagaderendotheelcellen (GFPHUVEC's)
EndotheelcelgroeimediumLonzaCC-3162EGM-2 BulletKit
Dulbecco's Gemodificeerd Eagle Medium Thermo Fisher Scientific12430054Hoge glucose, HEPES
Sylgard 184 siliconenelastomeerkitEllsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0.5KGHeldere 0,5 kg kit
UV-uithardingslampsysteemExcelitas TechnologiesOmniCure S2000Spot UV-lichtuithardingssysteem met intelligente UV-sensor

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112(2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123(2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655(2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758(2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002(2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007(2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958(2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237(2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004(2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902(2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101(2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Vascularized TissueOrganoid EngineeringCore Sheath PrintheadGelMA Alginate BioinkIonic PhotocrosslinkingEndothelial Cell EncapsulationLumen Like StructuresSecondary Cell SeedingConfocal Microscopy

Gerelateerde artikelen