Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Basismethoden voor de studie van reproductieve ecologie van vis in aquaria

11.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55964

⸱

20 juli 2017

 , 
1Laboratory of Fish Behavioral Ecology, Tateyama Station, Field Science Center, Tokyo University of Marine Science and Technology

In dit artikel

Samenvatting

Er worden een aantal basismethoden beschreven om de voortplantingsecologie van vis die in aquaria worden bewaard, te beschouwen. Dit zijn handige protocollen voor het verzamelen van vis die SCUBA gebruiken, levende vis transporteren en het voortplantingsgedrag van wilde gevangen vis die in aquaria worden bewaard, waarnemen.

Samenvatting

Opvallende observaties zijn waardevol voor het onthullen van aspecten van visgedrag en ecologie wanneer ononderbroken veldonderzoek onmogelijk is. Hier worden een aantal basistechnieken beschreven om waarnemingen van het voortplantingsgedrag van een wild-gevangen gobiidvis, als model, in een aquarium te bewaren mogelijk te maken. De methode richt zich op drie stappen: verzameling, transport en observaties van de voortplantingsecologie van een substraatspeler. Essentiële aspecten van levende visverzameling en transport zijn (1) het voorkomen van schade aan de vis, en (2) zorgvuldige acclimatie met het aquarium. Het voorkomen van schade door verwondingen zoals krassen of een plotselinge verandering van de waterdruk is van essentieel belang bij het verzamelen van levende vis, aangezien elke lichamelijke schade de overleving en het later gedrag van de vis nadelig beïnvloedt. Voorzichtige akklimatie met aquaria vermindert de incidentie-dood en vermindert de schok van het transport. Observaties tijdens de opvang van de gevangenis omvatten (1) de identificatie van indiviDubbele vis en (2) het controleren van gekweekte eieren zonder negatieve effecten op de vis of eieren, waardoor gedetailleerd onderzoek kan worden uitgevoerd naar de voortplantingsecologie van de onderzoeksgroepen. De subcutane injectie van een zichtbare implantaat elastomeer (VIE) tag is een precieze methode voor de daaropvolgende identificatie van individuele vis en kan gebruikt worden met een breed assortiment vis, met minimale invloed op hun overleving en gedrag. Als de studiesoort een substraatkruiper is die kleefstoffen legt, zal een kunstmatig nestgebied, gebouwd uit polyvinylchloride (PVC) pijp, met de toevoeging van een verwijderbaar waterdicht plaat het vergemakkelijken van het tellen en bewaken van de eieren verminderen, de invloed van de onderzoeker op het nestbedrijf En ei-bewakingsgedrag van de vis. Hoewel deze basismethode technieken omvat die zelden in detail in onderzoeksartikelen worden genoemd, zijn ze essentieel voor experimenten die de gevangen gehouden opvang van een wilde vis vereisen.

Inleiding

Spectaculaire adaptieve evolutie blijkt uit de morfologie, de ecologie en het gedrag van vissen 1 . Vooral ecologische eigenschappen die verband houden met de voortplanting zijn bijzonder divers, en de meeste hiervan kunnen direct beïnvloed worden door individuele fitness 2 . Om inzicht te krijgen in selectieve druk die heeft geleid tot de evolutie van unieke kenmerken in verschillende vissoorten, is directe observatie van reproductief en sociaal gedrag met behulp van levende vis vaak voordelig om theoretische hypothesen te onderbouwen.

Echter, doorlopende veldwaarnemingen van vis kunnen gespecialiseerde onderwaterapparatuur en faciliteiten die moeilijk te onderhouden zijn, vereisen. In deze gevallen kunnen waarnemingen van wild gevangen aquarium-geteelde vis nuttig zijn 3 , 4 , 5 . Daarnaast zijn efficiënte waarnemingen van visgedrag die anderszins zeldzaam of diffic zijnUiteraard te observeren onder natuurlijke omstandigheden kan mogelijk worden door experimenten in aquaria 6 , 7 , 8 te manipuleren. Het achterhalen van vis onder goede condities door kunstmatige stress en lichamelijke schade te minimaliseren is cruciaal voor nauwkeurige ecologische onderzoeken.

De Pygmy Goby Trimma Marinae bereikt 23-25 ​​mm totale lengte en wordt verdeeld in de westelijke Stille Oceaan, waar het in rustige, beschutte baaien ligt, op de diepte van 9-26 m 9 . In dit werk wordt T. marinae gebruikt als model om een ​​reeks basistechnieken voor het verzamelen van vis te gebruiken met behulp van het zelfstandige onderwater ademhalingstoestel (SCUBA), visvervoer en uiteindelijke acclimatie van de vis naar aquaria voor directe observatie Van het voortplantingsgedrag en de ecologie van de onderzoeksgroepen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Verzamelen en transporteren van Live Fish

OPMERKING: Dit protocol beschrijft hoe u vis verzamelt die een gasblaas bezit, van een diepte van ≥15 m naar het oppervlak. Snelle overdracht naar het oppervlak zal de gasblaas uitbreiden door een drukverandering, die de vis ernstig kan schaden of doden. Voorzichtigheid is gegarandeerd, aangezien schade aan de vis tijdens deze eerste stap hun overleving en latere gedrag negatief zal beïnvloeden.

  1. Voordat u met SCUBA duikt, verzamelt u de volgende materialen: een handnet dat geschikt is voor het vastleggen van de geteikende soorten onder water; Dubbele polyethyleenzakken die groot genoeg zijn voor de vis; Rubberen banden (ø 80 mm x 6 mm); Een zuurstofcilinder voor het opblazen van de verzamelzakken op het oppervlak; Het Elbagin, dat een antimicrobiële stof is, omvat 10% natriumnifurstyrenaat; Een polystyreen schuimendoos waarin de verzamelzakken geplaatst kunnen worden; pipetten; En indien nodig (zie stap 1.4), een touw met een lengteGelijk aan de maximale duikdiepte, evenals een gewicht van tenminste 2 kg.
  2. Verzamel de gerichte vissoorten met een handnet tijdens het duiken; Plaats de gevangen vis in een polyethyleenzak en doe de mond van de zak met een rubberen band vast. Als het ≥ 1 dag duurt om de vis naar een aquarium te vervoeren, behoudt u ook water uit de natuurlijke habitat in andere tassen, die gebruikt worden om het viswater te verlengen.
    OPMERKING: Voor de veiligheid moeten de onderwatertaken door minstens twee personen worden gewerkt.
  3. Oppervlakte van het verzamelpunt met de zakken vis bij een snelheid van niet meer dan 1 m / min: stop op 10 m of meer tot 1 - 5 min om de 2 m elk; En vanaf een diepte van 10 m naar het oppervlak stoppen voor 1 - 5 min per 1 m. Wanneer de gevangen vis niet in staat is om hun drijfvermogen in de zak te behouden ( dwz als ze met een uitgebreide gasblaas drijven terwijl ze nog steeds naar de bodem proberen te zwemmen), behoud dezelfde diepte voor 1 - 5 min of de1 tot 2 meter dieper worden. Zodra de vis hun drijfvermogen lijkt te herstellen, hervat ze naar het oppervlak.
    OPMERKING: Als er een mogelijkheid is dat de lucht in de SCUBA-tank leegloopt terwijl u oplopend, bevestigt u een touw aan de polyethyleensak en bevestigt u een gewicht van ≥ 2 kg; Nadat de onderwateroperator veilig is gestegen, trekt u dit naar boven op dezelfde snelheid als hierboven aangegeven.
  4. Op strand of boot lossen 10 ppm Elbagin in het water van elke polyethyleentas na het oppervlakken.
    OPMERKING: Hoewel sommige vissen hun drijfvermogen niet kunnen behouden, net na het oppervlak, kunnen ze binnen een dag worden hersteld.
  5. Als de visdichtheid in een verzamelzak hoog is, verdeel de vis onder meer zakken om te voorkomen dat ze elkaar schaden door elkaar te wrijven tijdens het transport. Als de vis een agressieve soort is, verdeel ze individueel tussen zakken.
  6. Blader de verzamelzak met zuurstof en sluit de mond van de zak opnieuw aan met behulp van rubberbands. Wanneer u de zuurstof in de tas invoert, verlaag de mondstuk in het water van de zak om het opgeloste zuurstofgehalte te verhogen; De volledig uitgebreide zak moet 1/4 vol met water zijn.
  7. Bewaar de verzamelzakken met vis in een polystyreen schuimkist, om een ​​stabiele watertemperatuur te behouden en de stress van de vis te verminderen onder donkere omstandigheden.
  8. Als het ≥ 1 dag zal duren om de vis naar een aquarium te vervoeren, wisselt u 1/4 tot 1/3 van het water in elke vishouder, 1 keer per dag, met gebruik van water, bewaard van de habitat waaraan 10 ppm Elbagin is toegevoegd , En verpak elk met zuurstof. Verwijder dagelijks de dode vis en excreta op de bodem met handnet of pipet.
    OPMERKING: Als het vliegtuigvervoer betrokken is, wacht ten minste 1 dag om de vis te acclimatiseren tot de luchtdruk op het oppervlak voor het transport, omdat twee stappen de druk veranderen (van onderwater naar oppervlak en oppervlak naar bovenlucht) op de korte termijn negatief kunnen beïnvloeden Het overleven van de vis i>

2. Acclimatie van de vis naar een aquarium

  1. Dompel de zak met vis in een aquarium gedurende 30 minuten om de watertemperatuur te vereenvoudigen.
  2. Over een periode van 10 minuten wissel de zakwater met aquariumwater incrementeel om te voorkomen dat schokken ontstaan ​​door een plotselinge verschil in waterchemie ( bijv . PH, zoutgehalte).
    OPMERKING: een vis die wordt geschokt door een te groot verschil in waterchemie kan een abnormale verandering in lichaamsgehalte en / of gedrag tonen. Controleer dit zorgvuldig tijdens de acclimatie.
  3. Los 10 ppm Elbagin op in het aquariumwater.
  4. Vervolgens 1 keer per dag gedurende 3 dagen, verleng 1/3 van het aquariumwater, met 10 ppm Elbagin toegevoegd aan het vervangende water.
  5. Eindelijk, begin de Elbagin uit te schakelen door de helft van het aquariumwater een keer per dag uit te wisselen, tot de kleur verdwijnt.

3. Injectie van een Visible Implant Elastomer (VIE) Tag om individuele vis te identificeren

T "> OPMERKING: In dit werk worden individuele vis geïdentificeerd met behulp van VIE-tags, bijvoorbeeld naar Frederick 10 , Olsen en Vøllestad 11 , en Leblanc en Noakes 12. Ook als de studiesoorten groot genoeg zijn om in de hand te houden , De in stap 3.2 gebruikte chirurgische tafel is niet nodig.

  1. Bepaal de injectiepositie en de kleur van de tag voor elk individu. De veiligste optie is het kiezen van een injectiepunt in het dikke spier dorsale of caudale deel van het lichaam, en om te voorkomen dat het in de buik wordt geïnjecteerd waar interne organen doorboord kunnen worden.
    OPMERKING: een nummeringssysteem is beschreven in figuur 1 : als de studiesoort groot genoeg is voor injectie in 8 mogelijke posities, zal dit systeem de identificatie van 154 personen met een enkele kleur toestaan. Tien kleuren van VIE tags zijn commercieel verkrijgbaar. Kies de onderscheidbare kleur op basis van de lichaams kleur van de vis.
  2. Voor visjes die kleiner zijn dan in de hand kunnen worden gehouden, bereidt u een chirurgische tafel als volgt aan (zie ook Kinkel et al . 13 ) ( Figuur 2 ).
    1. Knip een zachte spons uit die 5 cm L x 5 cm W en minstens 5 - 10 mm lager is dan de hoogte van een Petri schotel.
    2. Knip een groef in de spons van ongeveer 5 - 10 mm diepte en pas de breedte aan op die van de benaderde lichaamsbreedte van de vis. Knip het polyvinylchloride (PVC) bord (0,3 mm dikte) tot 5 cm L x 5 cm W en buig het in een vallei-vouw (of M-vorm).
    3. Zet het gegroefde pvc-bord bovenop de gegroefde spons en zet de spons vervolgens in de Petri-schotel (Ø 160 mm, 30 mm diepte). Gebruik water uit de tank om de Petri-schotel te vullen tot het PVC-bord voldoende onderdompeld is.
  3. Bereid de VIE tags volgens de VIE tagging handleiding. Meng de elastomeermaterialen en voeg het mengsel toe aan de 3 ml syriNge met 29-gauge naald, zoals in de kit.
  4. Bereid twee watertanks in gebruik tijdens het uitvoeren van de labelinjecties: één voor verdoving en een voor herstel; Pas de temperatuur en de zoutconcentratie van deze aan om het water in het opgebouwde aquarium aan te passen. Gebruik een luchtpomp met een luchtsteen om het water zacht in de tank te laten circuleren.
  5. Bereid een verdovingsvloeistof door 2-methylchinoline met een gelijk volume van 99,5% ethanol te mengen; Voeg dit toe aan de anesthesietank om een ​​concentratie van 18 ppm te bereiken.
    OPMERKING: De optimale concentratie van de anesthesie vloeistof zal afhangen van de soort en lichaamsgrootte van de individuen. Controleer daarom de optimale concentratie voor de onderzoeksoorten vooraf.
  6. Verplaats individuele vis naar de anesthesietank en laat ze verdoofd worden: wacht tot de vis niet reageert op aanraking of watervibraties wanneer de buitenkant van de tank wordt getikt. Naarmate het lichaamskleur verandert wanneer het narkose isZed in veel vis, controleer ook de lichaams kleur zorgvuldig en beoordeel of vis verdovend is van zijn veranderingen. Omdat er een mogelijkheid bestaat dat vis uit de anesthesietank kan springen, moet u het bedekt met een transparant acrylplank, tenminste tot de vis langzaam beweegt.
    OPMERKING: verfijn de tijd die nodig is om de concentratie van verdovingsvloeistof te verdoving en / of aanpassen, afhankelijk van de onderzoeksoorten en de lichaamsgrootte ervan. Als de operculumbeweging ooit door de verdoving wordt gestopt, zal de vis een groot risico op de dood hebben.
  7. Als vis zal verzwakken als hun lichaam warm wordt, houd je vingers in het relatief koud water terwijl je de vis verdoving.
  8. Haal een vis uit de anesthesietank en meet het snel of record de benodigde gegevens (totale lengte, geslacht, enz .). Als een vis tijdens de meting blijkt te herstellen, moet u deze onmiddellijk terugzetten naar de anesthesietank.
  9. Breng de vis over naar een chirurgische tafel. Zet de vis ventrale zijde in tHij PVC groef. Als de lichaamsgrootte erg klein is, gebruik een binoculaire microscoop tijdens het injecteren. Als de studiesoort groot genoeg is om in een hand te houden, injecteer de VIE-tag terwijl het wordt vastgehouden.
  10. Plaats de afgeschuinde kant van de naald naar buiten en wijst naar het hoofd van de vis. Plaats de naald subcutaan, min of meer evenwijdig aan het lichaam, en zo dicht mogelijk onder de huid. Pas de invoegdiepte aan afhankelijk van de grootte van de vislichaam en de gemak om uiteindelijk de tag te zien.
  11. Spuit de VIE-tag in terwijl u de naald onttrekt en stop de injectie voordat de naaldvleugel het naald-ingangspunt bereikt (dit is makkelijk te onderscheiden indien u de tag in een relatief brede zone injecteert).
  12. Bij het invullen van de labelinjectie, overstappen de vis onmiddellijk naar de tank. Als het herstel te langzaam voorkomt, circuleer het water voorzichtig met de hand.
  13. Na het herstel, ga de vis terug naar het aquarium, en ga verder met 10 ppm ElBagin aan het water gedurende 3 dagen.
    OPMERKING: Bij weinig zichtbaarheidsvoorwaarden voor VIE-labels, zal UVA-gefilterd licht de herkenning van de tags vergemakkelijken.

4. Tellen van de Demersale Adhesieveieren

  1. Om een ​​kunstmatig gietende nest te creëren waar de vis zelfklevende eieren kan afzetten, snijdt u een ondoorzichtige PVC-pijp (ø 5 cm, 6 cm lang) in de helft, loodrecht op de diameter.
    OPMERKING: De bovenstaande pijpgrootte is geschikt voor het gieten van de relatief kleine Goby T. Marinae . Stel dus de PVC-pijpgrootte en vorm in zoals geschikt voor de studiesoorten.
  2. Druk een 5 mm x 5 mm rooster op een waterdicht vel en snijd het uit om het binnenste gedeelte van de PVC-pijp aan te passen.
  3. Bevestig de waterdichte plaat aan de binnenkant van de PVC-pijp met een rubberen band.
    OPMERKING: Als het voor vrouwen moeilijk is om eieren op de waterdichte plaat te leggen, en eieren vallen uit het vel, maak het vel met een schuurpapier getextureerd.
  4. Bedek de bodem van het aquarium met een zandlaag, 1- 2 cm dik. Steek ongeveer een derde van de PVC-pijp schuin in het zand, met de bladzijde omlaag.
  5. Na het succesvol gieten door de vis, verwijder het vel met de eiermassa uit de PVC-pijp en plaats het in een petrischaal met aquariumwater. Bevestig een nieuw vel binnen de PVC-pijp en plaats dit terug op de bodem van het aquarium. Trek uiteindelijk de eieren door de ei massa te fotograferen.
    1. Als alternatief, als er na het gieten opmerkingen worden gemaakt van ouderlijke eieren, moet u de eieren niet uit het water brengen. Gebruik eerder een Petri-schotel om de eieren op te plukken en samen met aquariumwater op te slaan, snel de ei-massa te fotograferen en zorg ervoor dat het vel met de eiermassa opnieuw in dezelfde PVC-pijp opnieuw wordt aangebracht voordat u hem terugzet naar de oorspronkelijke positie op de Onderkant van het aquarium. Trek tenslotte de eieren met behulp van de foto.
  6. Tel de eieren met behulp van ImageJ ( Figuur 3 ). Deze automatische en handmatige celtelleringsmethoden worden in detail uitgelegd in het volgende: Basiscelcellen (Universiteit van Chicago, Geïntegreerde Lichtmicroscopie Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Partikelanalyse (http://imagej.net/Particle_Analysis); Cell Counter (https://imagej.net/Cell_Counter).
    1. Anders, als eieren dicht worden gedeponeerd, schat het aantal eieren door de verhouding van de dichtheid te berekenen: tel eieren in een gedrukte 5 x 5 mm 2 rooster om de eendichtheid te berekenen, meet het oppervlak dat met ImageJ is bedekt met eieren, En schat het totale aantal eieren van boven de dichtheid per eenheid en het oppervlak. De bovenstaande meetmethode van het oppervlak door ImageJ wordt uitgelegd in het volgende: Schaal instellen ... (Research Services Branch, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Het legt uit hoe u de ruimtelijke schaal van het beeld definieert; Met behulp van ImageJ naar meetoppervlakte (Keene State College, AcademicTechnologie, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/).
      OPMERKING: als de eieren transparant zijn, is de zwarte waterdichte plaat beter geschikt voor de automatische tellermethode, omdat ImageJ de omtrek van eieren individueel kan herkennen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na de bovenstaande methoden werden 41, 15 en 96 personen van T. marinae verzameld in respectievelijk april 2014, 2015 en 2016, offshore van Amami Oshima, Kagoshima Prefecture, Japan ( tabel 1 ). In ieder geval leefden 25 (61%), 14 (93%) en 91 (95%) individuen totdat ze eieren in een aquarium neerzetten. Zoals gerapporteerd in Fukuda et al . 3 , is er in 2014 slechts één vis gestorven voor het einde van de observatieperiode, en vi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De voortplantingsecologie van talrijke vissen is vaak geopenbaard door middel van experimentele opvang. Vooral seksuele verandering 6 , 8 , 14 , mate keuze 15 , 16 en intraspecifieke competitie 7 , 17 zijn veel voorkomende onderwerpen van gedetailleerde onderzoeken met behulp van aquariumhoudende vis. Bovendien ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Wij bedanken S. Yokoyama voor hulp bij het verzamelen van vis. Wij zijn ook dankbaar aan W. Kawamura voor behulpzaam advies over de opvangmethoden. Deze studie werd ondersteund door de Japan Society for the Promotion of Science (KAKENHI) via subsidies (nr. 24370006 en 16K07507) toegekend aan TS

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Hand netNissoAQ-17Selecteer op de grootte van de doelsoort.
Polyethyleen zakSan-U Fish Farm8194
GumbandESCO Co. LTD.78-0420-64ø 80 mm x 6 mm
ZuurstofcilinderN/AN/AOxgen cilinder voor duikuitrusting.
ElbaginJapan Pet Design Co. Ltd.75950Pafurazine F (geleverd door hetzelfde bedrijf) is een equivalent medicijn voor Elbagin.
Polystyreen schuim doosN/AN/A
PipetAS ONE1-8625-04
TouwMizukami Kinzoku Co. LTD.95301601
GewichtN/AN/AGewicht voor duikuitrusting.
WatertankN/AN/A
LuchtpompKOTOBUKI4972814 062115
LuchtsteenKOTOBUKI4972814 232204
2-Methylquinoline Wako170-00376
Ethanol (99,5)Wako057-00456
Zichtbaar implantaat elastomere tag setNorthwest Marine TechnologyN/Ahttp://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml
Zachte sponsN/AN/A
PVC bordN/AN/A0,3 mm dik is gemakkelijk te gebruiken.
PetrischaalN/AN/AEen grote, zoals  ø 160 mm en 30 mm diepte, is handig voor het injecteren van de VIE tag.
Transparante acrylplaatN/AN/A
UVA gefilterd licht N/AN/A
PVC buisN/AN/Aø 5 cm
Waterdichte folieSOMAR Corp.3EKW03De film voor de gewone kopieermachine.
ZandN/AN/A
Stereo microscoopN/AN/A
CameraN/AN/A

Referenties

  1. Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology. , Wiley-Blackwell. Oxford. (2009).
  2. Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. An Introduction to Behavioural Ecology. , 4th ed, Wiley-Blackwell. Oxford. (2012).
  3. Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae). J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).
  4. Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist? Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).
  5. Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai. Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).
  6. Sunobe, T., Nakazono, A. Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae). Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).
  7. Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish. Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).
  8. Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species. J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).
  9. Winterbottom, R. Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae). Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).
  10. Frederick, J. L. Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish. Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).
  11. Olsen, E. M., Vøllestad, L. A. An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout. N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).
  12. Leblanc, C. A., Noakes, D. L. Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout. N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).
  13. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  14. Reavis, R. H., Grober, M. S. An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces). Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).
  15. Milinski, M., Bakker, T. C. Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males. Nature. 344, 330-333 (1990).
  16. Basolo, A. L. Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).
  17. Milinski, M. Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection. Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).
  18. Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae. J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).
  19. Stammler, K. L., Corkum, L. D. Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus. Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).
  20. Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs. Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).
  21. McCormick, M. I. Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism. Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).
  22. Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers. Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).
  23. Shiogaki, M., Dotsu, Y. The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus. Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).
  24. Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus). J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

VIE-markeringvisidentificatiesubcutane injectieanesthesieprotocoloperatietafelmonitoring van eierenaquariumobservatietransport van wilde vissenacclimatisatie van vissen
Basismethoden voor de studie van reproductieve ecologie van vis in aquaria
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.