Methodenartikel

Methodologie voor ontwikkeling van leven tabellen voor sessiele insecten in het veld met de wittevlieg, Bemisia tabaci, in katoen als een modelsysteem

DOI:

10.3791/56150

⸱

1 november 2017

 , 
1USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center, 2Department of Entomology, Maricopa Agricultural Center, University of Arizona

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leven tabellen toestaan van kwantificering van de bronnen en de tarieven van sterfte in de insectenbevolking en bijdragen aan het begrijpen, voorspellen en manipuleren van de populatiedynamiek in agro-ecosystemen. Methoden voor het uitvoeren en analyseren van de cohort gebaseerde leven tabellen in het veld voor een insect met sessiele onvolwassen levensstadia worden gepresenteerd.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leven tabellen vormen een oplossing voor het meten van de planningen van geboorte en dood van populaties na verloop van tijd. Ze kunnen ook gebruikt worden voor het kwantificeren van de bronnen en de tarieven van sterfte in de bevolking, die een verscheidenheid van toepassingen in ecologie heeft, met inbegrip van agrarische ecosystemen. Horizontale of cohort gebaseerde, leven tabellen voor de meest directe en nauwkeurige methode bevatten voor het kwantificeren van vitale bevolking tarieven, omdat ze een groep van individuen in een populatie vanaf de geboorte tot de dood volgen. Hier worden de protocollen gepresenteerd voor het uitvoeren en analyseren van de cohort gebaseerde leven tabellen in het veld die van de sessiele aard van de onrijpe levensstadia van een wereldwijde insect pest, Bemisia tabaci profiteert. Individuele insecten bevinden zich op de onderkant van katoen bladeren en worden gekenmerkt door een kleine cirkel rond het insect tekenen met de pen van een niet-toxisch. Dit insect kan vervolgens worden waargenomen herhaaldelijk na verloop van tijd met behulp van hand lenzen op maat ontwikkeling van één etappe naar de volgende en om fase-specifieke oorzaken van de dood geassocieerd met natuurlijke of geïntroduceerde sterfte krachten. Analyses wordt uitgelegd hoe correct maatregel meerdere sterfte krachten die handeling zich binnen elke fase en het gebruik van dergelijke gegevens te verstrekken van zinvolle bevolking dynamische statistieken. De methode houdt geen direct rekening met volwassen voortbestaan en voortplanting, ter beperking van de gevolgtrekking op dynamiek van onvolwassen stadia. Een voorbeeld is opgenomen die gericht op het meten van de impact van onderaf (de kwaliteit van de plant) en top-down (natuurlijke vijanden) effecten op de dynamiek van de sterfte van B. tabaci in het systeem van katoen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leven tafels zijn een gemeenschappelijk instrument met een lange geschiedenis in ecologie1,2. Leven tafels zijn dat in wezen een schema van de geboorten en sterften van een populatie in de tijd en dergelijke gegevens kan worden gebruikt voor het kwantificeren van een aantal parameters die belangrijk zijn voor het begrijpen en voorspellen van populatiedynamica. Leven tabellen kunnen ook informatie verschaffen over de oorzaken van de dood die belangrijk zijn voor het begrip van de trofische interacties en bij de ontwikkeling van strategieën voor het beheer van ongedierte in landbouw en natuurlijke systemen. Talrijke veld gebaseerde leven tabellen zijn aangelegd voor insecten3,4,5, en analyses hebben verstrekt belangrijke inzichten in de dynamiek, de verordening en de voorspelling van de insectenbevolking in veel beheerd en natuurlijke systemen6,7,8,9,10,11,12,13,14. De term leven tabel wordt ook vaak gebruikt om te beschrijven laboratorium gebaseerd studies die onderzoeken grotendeels planningen van geboorten en sterften maar onder kunstmatige omstandigheden die het insect natuurlijke sterfte krachten en realistische omgevingsvariabelen niet blootstellen. In het algemeen is het doel van laboratoriumonderzoek te schatten van de vergelijkende biotic potentieel van een soort. De focus van de hier beschreven methoden is voor veld gebaseerd onderzoek waaraan een realiseerde potentieel ten opzichte van het milieu.

Leven tabellen kunnen gekarakteriseerd worden als horizontaal, waarin een echte cohort van gelijke leeftijd individuen worden gevolgd vanaf het begin van hun leven tot dood, of verticaal, waar regelmatig monsters worden genomen door de tijd van een bevolking met een veronderstelde stabiele leeftijdsstructuur en dan vitale tarieven zijn afgeleid uit wiskundig gebouwd cohorten2,15. Het type van leven-tabel die kan worden ingezet, is afhankelijk van de aard van het insect. Horizontale leven tabellen kunnen vaak worden ontwikkeld voor polyfaag (één generatie per jaar) de insecten, terwijl een dergelijke aanpak kan zeer uitdagend voor een multivoltine insect met meerdere en wijd overlappende generaties per jaar. Een host van analytische methoden zijn voorgesteld en gebruikt voor het ontwikkelen van verticale leven tabellen voor insectenbevolking (Zie Southwood,2 voor voorbeelden). De methodologie hier gedemonstreerd voorziet in de ontwikkeling van de cohort gebaseerde, horizontale leven tabellen in het veld voor multivoltine insecten met specifieke levensgeschiedenis kenmerken, met name de aanwezigheid van sessiele levensfasen. De methode is als een modelsysteem voor een belangrijke plaag in katoen aangetoond.

De wittevlieg, Bemisia tabaci biotype B (= Bemisia argentifolii, Midden-Oosten en Azië kleine 116) is een mondiale plaag van de landbouw die negatief van invloed op opbrengst en kwaliteit in vele agronomische en tuinbouw gewassen, met inbegrip van beschermd landbouwsystemen in gematigde streken17. Effecten optreden als gevolg van floëem voeden dat nutriënten stroom, stoornissen van onbekende etiologie veroorzaakt verstoort door nimfen voeden, transmissie van talrijke plantenvirussen en gewas kwaliteit effecten als gevolg van de afzetting van honingdauw18,19 . Het insect heeft een brede gastheer-range en is multivoltine, met maar liefst 12-13 generaties per jaar afhankelijk van regio en beschikbare voedsel bronnen20. Beheer uitdagingen worden ook verergerd door zijn hoge reproductieve potentieel, haar vermogen om te dispergeren en migreren binnen en tussen landbouwsystemen, het gebrek aan een rustige fase (diapauze of Aestivatie) en de dispositie voor het snel ontwikkelen van resistentie aan insecticiden gebruikt voor onderdrukking21,22.

Aanzienlijke vooruitgang geboekt in ontwikkeling integrated pest management (IPM) strategieën om effectief en economisch populaties van deze plaag in getroffen gewassen23,24,25. Deze managementsystemen waren gebaseerd op een goed fundamenteel begrip van de populatiedynamica van B. tabaci en leven tabellen zijn een belangrijke techniek die dit begrip hebt ingeschakeld. In Arizona, leven tafels hebben toegestaan de schatting en identificatie van belangrijke sterfte krachten voor B. tabaci in meerdere gewas systemen-13,26, de meting van de dynamiek van de sterfte ten opzichte van hebt ingeschakeld beheersstrategieën, met inbegrip van niet-doelsoorten effecten van insecticiden14, een middel voor het inschatten van potentiële functionele doelsoort gevolgen van transgene katoenproducerende insecticide eiwitten27hebben verstrekt, hebben gesteund strenge beoordeling van een klassieke biologische bestrijding programma28 (Naranjo, niet-gepubliceerde gegevens) en heeft bijgedragen tot het verkennen van de vergelijkende effecten van top-down en bottom-up effecten op pest dynamics29. Al deze toepassingen hebt geïmplementeerd de hier beschreven methode. De aanpak kan zinvol zijn voor de studie van insecten populatie-ecologie in een aantal natuurlijke en beheerde systemen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opmerking: de technieken die hieronder beschreven worden beschouwd als gedeeltelijke leven tabellen omdat ze niet expliciet over reproductie of sterfte van de volwassen stadia beschikken. De term cohort is gelijk aan de generatie omdat het onderzoekt sterfte van het ei tot het volwassen stadium.

1. stellen veld Sites

  1. gedrag leven tabellen op elk gewenst moment tijdens de groei van het gewas zodra insecten aanwezig zijn. De keuze van wanneer tot studies zal afhangen van de doelen en doelstellingen van het onderzoek.
  2. Selecteer twee rijen van gewas in de buurt van het centrum van het waarnemingspunt te minimaliseren randeffecten uit de omliggende percelen of woeste gebieden. Het hoofd van elke rij met een draad-markering of een houten spel gemakkelijk bedrijfsverplaatsingen gemakkelijker zodra het gewas grote krijgt Mark.
  3. 3-4 m in verplaatsen vanaf rand van perceel parallel aan de rij. Gebruik één rij om ei cohorten en de tweede te stellen nimf cohorten

2. Stellen van cohorten van de ei

  1. gebruik een 8 X hand-lens zoekt nieuw vastgestelde eieren aan de onderzijde van de bladeren in de buurt van de bovenkant van de hoofdstam van de katoenplant (over het algemeen de tweede of derde knoop vanaf de bovenkant).
    Opmerking: Levensfasen van B. tabaci zijn over het algemeen verdeeld verticaal in het kronendak plant met eieren in de buurt van de top van de plant en het geleidelijk ouder nimfen stadia hieronder. Deze bewerking resulteert omdat 1 st instar nimfen op het hetzelfde blad als het ei vestigen en de plant bladeren boven de eerste oviposition site wordt toegevoegd als het groeit.
    1. Gebruik een hogere macht 15 X lens te observeren van verse eieren en controleer of identificatie voordat u de lens 8 x ter gelegenheid van het insect. Verse eieren hebben een helder witte verkleuring onder de lens en onderscheiden van eieren die zijn oudere (figuren 1A en 1B). Eieren een koperachtige kleur donkerder naarmate ze rijpen.
  2. Het gebruik van een niet-giftig, ultra-fine-punt zwarte permanent marker om te tekenen van een kleine cirkel rond het ei. De cirkel klein genoeg om het minimaliseren van de kans van een vrouw die later op een ander ei te leggen binnen de cirkel tekenen.
    1. Knippen van een gat of sleuf in de zijkant van de 8 X hand lens met een Beugelzaag of boor bits zodat de pen kunt invoegen en door de lens bekeken, bij de opstelling ( figuur 2A).
  3. Herhaal deze procedure met de dezelfde blad, indien mogelijk, ter gelegenheid van andere eieren, markering van een totaal van niet meer dan vier eieren op een enkel blad en niet meer dan één ei per blad sector. Voor katoen, het blad is onderverdeeld in vier sectoren door drie grote blad aderen ( Figuur 3).
  4. Binden een kleine lichtgewicht kartonnen label rond de bast van het blad met gemarkeerde egg(s). Nummer van de tag en omvatten notatie voor het nummer van het waarnemingspunt of behandeling afhankelijk van de proefopzet ( figuur 2B).
  5. Binden een 1 m lange lengte van kwijnende tape rond de hoofdstam in de buurt van de top van de plant. Een gelijkspel boog-stijl gebruiken zodat de tape kan gemakkelijk worden verplaatst als dit nodig is om het te houden zichtbaar voor herhaalde bezoeken aan deze locatie in het veld.
  6. Record blad nummer en positionele informatie op een draagbare analoge of elektronische notebook (tabel 1). Positionele informatie maakt gebruik van de sectoren van het blad naar meer fijn Opmerking locatie (bijv in 1-1, 1-2, 1-4 duiden eieren in sectoren 1, 2 en 4 op het blaadje #1).
  7. Stellen elk cohort op één dag.
    Opmerking: Een cohort in een bepaald perceel bestaat uit een minimum van 50 eieren totale.
    1. Gebruik niet meer dan één blad per plant beter verdelen de leden van de cohort.
      Opmerking: Afhankelijk van de dichtheid van het insect, dit kan bestaan uit overal uit 13 bladeren met 3-4 eieren, elke of 50 bladeren met elk één ei. De individuele planten zijn geselecteerd voor het distribueren van de gemarkeerde bladeren langs zo veel van de rij mogelijk.

3. Stellen van cohorten van de nimf

  1. gebruik een 8 X hand lens om te zoeken naar nieuwe geregeld 1 st instar nimfen op de onderkant van bladeren over 3-5 bladeren naar beneden vanaf de bovenkant van de hoofdstam van de katoenplant. Een 15 X lens gebruiken om te controleren of identificatie voordat markering met behulp van de 8 X lens.
  2. Gebruikt een niet-giftig, ultra-fine-punt zwarte permanent marker te trekken een kleine cirkel rond de nimf. De cirkel klein genoeg om het minimaliseren van de kans van een crawler regelen binnen de cirkel later vestigen.
    Opmerking: Nieuw gearceerde 1 st instar nimfen heten crawlers, die verschillende cm gedurende de eerste paar uur na ei hatch kunnen bewegen. IT dan " vestigt zich " op een site waar het zal voeden en molt zonder ooit weer in beweging totdat de volwassene ontstaat. Deze geregeld 1 st instar nimfen ( Figuur 1 c) zijn onderscheidend van de crawlers. Ten eerste, ze zijn immobiel en tweede, ze zijn meer 2-dimensionale en leggen strakke plat op het blad en een iets meer doorzichtige oranje kleur hebben.
    1. Knippen van een gat of sleuf in de zijkant van de 8 X hand lens met een Beugelzaag of boor bits zodat de pen kunt invoegen en door de lens bekeken, bij de opstelling ( figuur 2A).
  3. Herhaal deze procedure met de dezelfde blad, indien mogelijk, ter gelegenheid van de andere nimfen, merken niet meer dan vier nimfen op een enkel blad en niet meer dan één nimf per blad sector. Voor katoen, het blad is onderverdeeld in vier sectoren door drie grote blad aderen ( Figuur 3).
  4. Binden een kleine lichtgewicht kartonnen label rond de bast van het blad met gemarkeerde nimf. Nummer van de tag en omvatten notatie voor het nummer van het waarnemingspunt of behandeling afhankelijk van de proefopzet ( figuur 2B).
  5. Binden een 1 m lange lengte van kwijnende tape rond de hoofdstam in de buurt van de top van de plant. Een gelijkspel boog-stijl gebruiken zodat de tape kan gemakkelijk worden verplaatst als dit nodig is om het te houden zichtbaar voor herhaalde bezoeken aan deze locatie in het veld.
  6. Record blad nummer en positionele informatie op een draagbare analoge of elektronische notebook (tabel 1). Positionele informatie maakt gebruik van de sectoren van het blad naar meer fijn Opmerking locatie (bijv in 1-1, 1-2, 1-4 duiden nimfen in sectoren 1, 2 en 4 op het blaadje #1).
  7. Om ervoor te zorgen dat geregeld 1 st instar nimfen en niet crawlers zijn gemarkeerd, ga terug naar elk gemarkeerde blad en observeren van de gemarkeerde insect ongeveer 1-2 h na de initiële set-up. Merken van geregeld nimfen eventueel.
  8. Stellen elk cohort op één dag.
    Opmerking: Een cohort in een bepaald perceel bestaat uit een minimum van 50 nimfen totale. Niet meer dan één blad kunt u per plant beter verdelen de leden van de cohort. Afhankelijk van de dichtheid van het insect, dit kan overal uit 13 bladeren met 3-4 nimfen, elke omvatten of 50 bladeren met elk een nimf. De individuele planten worden geselecteerd om de gemarkeerde bladeren langs zo veel van de rij mogelijk verdelen. Vanwege de 1 st instar crawler fase zijn de gemarkeerd in protocol 2 eieren niet de dezelfde insecten die vervolgens worden gevolgd als nimfs. dus geen mortaliteit crawler wordt gemeten en de leven-tabel is enigszins onsamenhangend tijdig omdat ei en nimf cohorten zijn meestal gevestigd op dezelfde dag. Uit onderzoek blijkt de crawler sterfte is te verwaarlozen en kan in wezen genegeerd 30.

4. Observatie- en opname van ei Hatch en sterfte

  1. na 8-10 d (28-32 ° C; gemiddelde Arizona zomer voorwaarden) na oprichting van ei cohorten, het verzamelen van bladeren met duidelijke eieren en terug te keren naar het laboratorium voor observatie onder een Ontrafeling van Microscoop. Eieren zijn te klein om duidelijk de sterfte en oorzaken van sterfte in het veld te evalueren.
  2. Bepalen van de oorzaken van overlijden voor eieren en opnemen in het notitieblok gestart in cohort inrichting (tabel 1).
    Opmerking: Dood wordt gekenmerkt als dislodgement, predatie of inviability. Dislodgement: het ei is vermist als gevolg van weersomstandigheden (wind, waait stof, regen) of kauwen predatie. Predatie: zuigen roofdieren laat achter een samengevouwen chorion ( Figuur 4 K). Gearceerde eieren kunnen worden samengevouwen weergegeven, maar zal er een verticale gleuf in de ei chorion. Gebruik een minuten pin om pesten de chorion op het blad onder de Microscoop om te zoeken naar deze gleuf. Inviability: eieren niet uitkomen na de periode van 8-10 d en een donker bruine kleur. Onder Arizona zou zomer 28-32 ° C voorwaarden normaal eitjes in 5-7 dagen. Dit kan verschillen in andere regio's en wijzigingen kunnen noodzakelijk zijn in de collectie tijd uit het veld zijn.

5. Observatie- en opname van nimfen ontwikkeling- en sterfte

  1. één tot twee dagen na oprichting van de cohort, gebruik maken van een 15 X lens te evalueren van de ontwikkeling van de nimfen en toewijzen van een oorzaak van sterfte als dood. Kanttekeningen minstens drie maal per week (elke andere dag).
    1. Gebruik relatieve grootte ( Figuur 1 c -G) en tijd na oprichting te beoordelen instar.
      Opmerking: Er zijn vier nimfen stadia en ontwikkeling is snelle voorwaarden Arizona zomer (28-32 ° C) met elk van de eerste drie etappes duurzame ongeveer 2 d en de eindfase duurzame 3-5 d (total nimfen ontwikkeling 2 wk of minder). Nieuwe waarnemers moeten instar maten leren door het observeren van insecten gekweekt in het laboratorium of de serre op de waardplant van belang. De relatieve omvang in de buik van de bacteriosomes (symbiont herbergen organen van de wittevlieg) ten opzichte van de totale lichaamsgrootte is een nuttige indicator van nimfen instar ( Figuur 1 c -G). Nieuw molted nimfen zijn erg plat en doorschijnend. Klaar om molt nimfen zijn meer turgescent, koepelvormige in profiel en ondoorzichtige in verschijning.
    2. Oorzaken van overlijden voor nimfen bepalen en opnemen in het notitieblok gestart in cohort inrichting (tabel 1).
      Opmerking: Dood wordt gekenmerkt als dislodgement, parasitisme, predatie of onbekend afhankelijk van instar ( Figuur 4). Dislodgement: nimfen van elk stadium ontbreken als gevolg van weersomstandigheden (wind, waait stof, regen) of kauwen predatie. Schatten de fase van de verdreven nimfen als de gemiddelde stadium van dode en levende nimfen op de datum van een bepaalde observatie. Parasitisme: alleen observabele in 4 th instar nimfen. De gepaarde gelige bacterisomes worden verdrongen door de ontwikkelingslanden parasitoïde larve ( figuur 4A); Soms is het larvale stadium zichtbaar ( figuur 4C). Het popstadium van de parasitoïde is onderscheidend en geslachten specifieke ( figuur 4B , 4 D). Predatie: zuigen roofdieren zal de inhoud van de nimf evacueren en achterlaten van een samengevouwen cadaver ( Figuur 4 g -4I). Zelden kan een kauwen roofdier verlaten bewijs ( figuur 4J). Onbekend: dood die niet kan worden toegeschreven aan een van de bovenstaande oorzaken. In vochtige omgevingen wellicht schimmelziekte een extra doodsoorzaak. Deze categorie kan ook nimfen gedood door parasitoïde host-feeding bevatten. Nimfen die overleven ontstaan als volwassenen een onderscheidend t-vormige sleuf van het exuviae ( Figuur 1 H) verlaten
  2. ontwikkelingsfase opnemen (als levend) en oorzaak van dood en fase lagen in het notaboek ingeleid op cohort vestiging (tabel 1).
  3. Eenmaal alle de nimfen die wordt waargenomen op een enkel blad ofwel gestorven of naar voren gekomen als een volwassen wittevlieg, verzamelen van het blad en terug te keren naar het laboratorium. Gebruik van de hogere vergroting van een ontleden Microscoop om te bevestigen dat de doodsoorzaak opgemerkt in het veld juist is en eventueel correcties aanbrengen.
    Opmerking: Niet alle niet-verdreven dode insect blijft op het blad over de typische twee weken durende observatieperiode en dus sommige controles niet mogelijk zal zijn.

6. Samenvatting van de gegevens en Analyses

  1. Consult middelen beschikbaar om te helpen bij de bouw van leven tabellen uit de gegevens verzameld 11 8 , 2 , , 31. Een voorbeeldtabel leven wordt gepresenteerd als tabel 2.
    Opmerking: Robuuste leven tabel analyses nodig meerdere onafhankelijke leven tabellen uitgevoerd over tijd en/of verschillende sites. Dit zou voor een multivoltine insect zoals B. tabaci meerdere tabellen van het leven in de loop van één seizoen en/of meerdere seizoenen en sites.
    1. Raming echte sterfte (d x/l 0) op basis van het aantal insecten vastgesteld aan het begin van de generatie.
      Echte sterfte = (d x/l 0)
      waar d x is het aantal sterven tijdens fase x en l 0 is het aantal insecten aan het begin van de generatie. Deze sterftecijfers zijn additief en de som van d x over schattingen van de fasen de totale sterfte voor de generatie (tabel 2).
    2. Schatten schijnbare sterfte binnen een stadium (q x) op basis van het aantal insecten leven aan het begin van een specifieke fase (tabel 2). Fase-specifieke q, x of factor binnen fase-specifieke q x schatten. Deze tarieven zijn additief alleen binnen een stadium.
    3. Bepalen marginale mortaliteit met behulp van de formule:
      M B = d B / (1-d-A)
      waar M B de marginale rente van sterfte factor B, d B is het schijnbare aantal sterfte van factor B en d A is de schijnbare rentevoet sterfte opgeteld voor alle sterfte-factoren die kunnen outcompete factor B 13 , 32 (tabel 3).
      Opmerking: Voor sessiele insecten zoals Wittevlieg en veel andere insecten, de meerdere oorzaken van overlijden binnen een bepaald leven stadium zijn niet sequentieel. In plaats daarvan zij treden tegelijk en schatting van de marginale tarieven moet zo nauwkeurig schatten fase-specifieke tarieven van sterfte van om het even wie veroorzaken 32 , 34. Bijvoorbeeld, mag een parasitoïde aanvallen een nimf van de wittevlieg. De parasitoïde ei kan uitkomen en de larven kunnen ontwikkelen in de host. Deze activiteit, aan de waarnemer, aanvankelijk asymptomatische doet, of zou het meest waarschijnlijk, doden de gastheer-insect en moet worden bijgeschreven als de doodsoorzaak. Maar in sommige gevallen kan een roofdier dit dezelfde nimf aanvallen of de nimf kan worden verdreven uit het blad leidt de waarnemer te merken van de doodsoorzaak als predatie of dislodgement. Marginale sterfte corrigeert dit.
      1. Converteren marginale fase-specifieke tarieven tot en met k-waarden 35 als k = - ln (1 - M), waar ln < /em> is de natuurlijke logaritme en M is de sterfte van de marginale rentevoet. k-waarden zijn additief en dit vereenvoudigt verdere analyses. k-waarden kunnen back-geconverteerd naar proportionele sterftecijfers door 1 - e [-k].
    4. Schatten van onvervangbare sterfte als [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{TotalK - kvalue ik })].
      Opmerking: Dit geeft het gedeelte van de totale Generatierekeningen sterfte die zou niet worden gerealiseerd als een bepaalde sterfte factor is verwijderd. Bijvoorbeeld, hoeveel generaties sterfte worden verloren als predatie of parasitism werden er later uitgehaald wegens een insecticide spray? Onvervangbare sterfte geschat op deze manier wordt ervan uitgegaan dat er geen dichtheid-afhankelijkheid in sterfte.
    5. Sleutel factoren
      1. gebruiken een eenvoudige grafische analyse uitzetten in de k-waarde voor elke één fase, of elke één sterfte factor (of een factor van de sterfte binnen één etappe) tegen de totaal-K-waarde voor de gehele generatie (totale K = de som van alle individuele k-waarden).
        Opmerking: De sterfte factor die nauwst het patroon van de totaal-K het beste bootst is de belangrijkste factor, de factor die het meest tot veranderingen in de generaties sterfte 35 bijdragen. Een meer kwantitatieve methode al afzonderlijke k-waarden op totaal-K en identificeert de belangrijkste factor als degene met de grootste helling waarde 3.
    6. Test dichtheid afhankelijkheid door fitten k-waarden voor de factoren van de rente over het natuurlijke logboek van insecten bevolkingsdichtheid onafhankelijk gemeten (bijvoorbeeld 13). Een significante positieve helling suggereert directe dichtheid afhankelijkheid en een negatieve helling inverse afhankelijkheid.
      Opmerking: met extra leven Tabelinformatie over volwassen overleving en reproductie, vele extra parameters (bijvoorbeeld generatietijd, netto reproductieve tarief, Noodstopbewaking tarieven van verhoging, levensverwachting op een gegeven moment, enz.) en analyses (matrix modellen en elasticiteit analyses 36 , 37 kunnen plaatsvinden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een voorbeeld van de cohort wordt gepresenteerd in tabel 2 een typische presentatie en berekening van levenresultaten tabel weergeven. De meest nuttige gegevens wordt vastgelegd in de marginale sterftecijfers voor elke factor in elke fase. Door deze tarieven te converteren naar k-waarden (protocol sectie 6), worden fase-specifieke sterfte op alle factoren en factor-specifieke mortaliteit over alle stadia gemakkelijk geschat, zoals kunt total Generatierekeningen sterfte. D...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Typisch, de ontwikkeling van leven tabellen voor multivoltine insecten met ruim overlappende generaties zijn beperkt tot een verticale aanpak waar een bevolking is bemonsterd herhaaldelijk over tijd en diverse grafische en Mathematische technieken worden vervolgens gebruikt om schatten van werving voor de verschillende fasen en tarieven van de sterfte van het wijzigen van de dichtheid van de verschillende stadia van leven2afleiden. De sterkte van de aanpak hier is dat het deze beperking navigeert ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wij danken D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade en E. Yescas voor technische bijstand. Gedeeltelijke ondersteuning werd verstrekt door USDA-agrarische onderzoek Service, USDA-Nationaal Instituut voor voeding en landbouw extensie IPM programma en Pest Management alternatieven speciale projecten, Cotton Incorporated, Arizona katoen telersvereniging, katoen Stichtingen, USDA-CREES, NAPIAP (regio West) en westelijke regio IPM speciale projecten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Flagging tapeGempler, Janesville, Wisconsin USA52273Vijf kleuren
Manila merchandise tagsAmerican Tag Company, Pico Rivera, California USA12-104
Ultra fine point markerSanford, Bellwood, Illinois, USA451898Beschikbaar bij Office Max, Amazon
Peak Loupe 8XAdorama, New York, NY USA2018
Peak Loupe 15XAdorama, New York, NY USA19621

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Deevey, E. S. Life tables for natural populations of animals. Quart. Rev. Biol. 22, 283-314 (1947).
  2. Southwood, T. R. E. Ecological Methods. , 2nd Ed, Chapman and Hall. (1978).
  3. Podoler, H., Rogers, D. A new method for the identification of key factors from life-table data. J Anim Ecol. 44, 85-114 (1975).
  4. Stiling, P. Density-dependent processes and key factors in insect populations. J Anim Ecol. 57, 581-593 (1988).
  5. Cornell, H. V., Hawkins, B. A. Survival patterns and mortality sources of herbivorous insects: some demographic trends. Am Nat. 145, 563-593 (1995).
  6. Morris, R. F. The interpretation of mortality data in studies on population dynamics. Can Entomol. 89, 49-69 (1957).
  7. Morris, R. F. Single-factor analysis in population dynamics. Ecology. 40, 580-588 (1959).
  8. Varley, G. C., Gradwell, G. R., Hassell, M. P. Insect Population Ecology: An Analytical Approach. , Blackwell Sci. Pub. London. 212(1973).
  9. Southwood, T. R. E., Reader, P. M. Population census data and key factor analysis for the viburnum whitefly, Aleurotrachelus jelinekii, on three bushes. J Anim Ecol. 45, 313-325 (1976).
  10. Royama, T. Fundamental concepts and methodologies for the analysis of animal population dynamics, with particular reference to univoltine speices. Ecol Monogr. 51, 473-493 (1981).
  11. Carey, J. R. The multiple decrement life table: a unifying framework for cause-of-death analysis in ecology. Oecologia. 78, 131-137 (1989).
  12. Hawkins, B. A., Mills, N. J., Jervis, M. A., Price, P. W. Is the biological control of insects a natural phenomenon? Oikos. 86, 493-506 (1999).
  13. Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. Mortality dynamics and population regulation in Bemisia tabaci. Entomol Exp Appl. 116, 93-108 (2005).
  14. Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. The contribution of conservation biological control to integrated control of Bemisia tabaci in cotton. Biol Control. 51, 458-470 (2009).
  15. Applied Demography for Biologist: With Special Emphasis on Insects. Carey, J. R. , Oxford, NY. (1993).
  16. Dinsdale, A., Cook, L., Riginos, C., Buckley, Y. M., De Barro, P. Refined global analysis of Bemisia tabaci (Hemiptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae) Mitochondrial cytochrome oxidase 1 to identify species level genetic boundaries. Ann Entomol Soc Am. 103, 196-208 (2010).
  17. Oliveira, M. R. V., Henneberry, T. J., Anderson, P. History, current status, and collaborative research projects for Bemisia tabaci. Crop Protect. 20, 709-723 (2001).
  18. Jones, D. R. Plant viruses transmitted by whiteflies. Eur J Plant Pathol. 109, 195-219 (2003).
  19. United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. Sticky Cotton - Causes, Impacts and Prevention. Hequet, E. F., Henneberry, T. J., Nichols, R. L. , Technical Bulletin No. 1915 (2007).
  20. Palumbo, J. C., Horowitz, A. R., Prabhaker, N. Insecticidal control and resistance management for Bemisia tabaci. Crop Protect. 20, 739-765 (2001).
  21. Horowitz, A. R., Kontsedalov, S., Khasdan, V., Ishaaya, I. Biotypes B and Q of Bemisia tabaci and their relevance to neonicotinoid and pyriproxyfen resistance. Arch Insect Biochem Physiol. 58, 216-225 (2005).
  22. Nauen, R., Denholm, I. Resistance of insect pests to neonicotinoid insecticides: current status and future prospects. Arch Insect Biochem Physiol. 58, 200-215 (2005).
  23. Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. Fifty years of the integrated control concept: moving the model and implementation forward in Arizona. Pest Manage Sci. 65, 1267-1286 (2009).
  24. Palumbo, J. C., Castle, S. J. IPM for fresh-market lettuce production in the desert southwest: the produce paradox. Pest Manage Sci. 65, 1311-1320 (2009).
  25. Ellsworth, P. C., Martinez-Carrillo, J. L. IPM for Bemisia tabaci: a case study from North America. Crop Protect. 20, 853-869 (2001).
  26. Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C., Cañas, L. Mortality and populations dynamics of Bemisia tabaci within a multi-crop system. , USDA Forest Service (2009).
  27. Naranjo, S. E. Long-term assessment of the effects of transgenic Bt cotton on the function of the natural enemy community. Environ Entomol. 34, 1211-1223 (2005).
  28. Naranjo, S. E. Establishment and impact of exotic Aphelinid parasitoids in Arizona: A life table approach. J Insect Sci. 8, 36(2008).
  29. Asiimwe, P., Ellsworth, P. C., Naranjo, S. E. Natural enemy impacts on Bemisia tabaci (MEAM1) dominate plant quality effects in the cotton system. Ecol Entomol. 41, 642-652 (2016).
  30. Naranjo, S. E. Survival and movement of Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae) crawlers on cotton. Southwest Entomol. 32, 17-23 (2007).
  31. Bellows, T. S., Van Driesche, R. G., Elkinton, J. S. Life-table construction and analysis in the evaluation of natural enemies. Annu Rev Entomol. 37, 587-614 (1992).
  32. Buonaccorsi, J. P., Elkinton, J. S. Estimation of contemporaneous mortality factors. Res Popul Ecol. 32, 151-171 (1990).
  33. Royama, T. Evaluation of mortality factors in insect life table analysis. Ecol Monogr. 51, 495-505 (1981).
  34. Elkinton, J. S., Buonaccorsi, J. P., Bellows, T. S., Van Driesche, R. G. Marginal attack rate, k-values and density dependence in the analysis of contemporaneous mortality factors. Res. Pop. Ecol. 34, 29-44 (1992).
  35. Varley, G. C., Gradwell, G. R. Key factors in population studies. J Anim Ecol. 29, 399-401 (1960).
  36. Caswell, H. Matrix population models. , 2nd ed, Sinauer Associates, Inc. Publishers. (2001).
  37. Mills, N. J. Selecting effective parasitoids for biological control introductions: Codling moth as a case study. Biol Control. 34, 274-282 (2005).
  38. Foltyn, S., Gerling, D. The parasitoids of the aleyrodid Bemisia tabaci in Israel: development, host preference and discrimination of the aphelinid wasp Eretmocerus mundus. Entomol Exp Appl. 38, 255-260 (1985).
  39. Headrick, D. H., Bellows, T. S., Perring, T. M. Behaviors of female Eretmocerus sp nr californicus (Hymenoptera: Aphelinidae) attacking Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae) on sweet potato. Environ Entomol. 24, 412-422 (1995).
  40. Liu, T. X., Stansly, P. A. Oviposition, development, and survivorship of Encarsia pergandiella (Hymenoptera: Aphelinidae) in four instars of Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae). Ann Entomol Soc Am. 89, 96-102 (1996).
  41. Ardeh, M. J., deJong, P. W., vanLenteren, J. C. Selection of Bemisia nymphal stages for oviposition or feeding, and host-handling times of arrhenotokous and thelytokous Eretmocerus mundus and arrhenotokous E-eremicus. BioControl. 50, 449-463 (2005).
  42. Zang, L. S., Liu, T. X. Host-feeding of three parasitoid species on Bemisia tabaci biotype B and implications for whitefly biological control. Entomol Exp Appl. 127, 55-63 (2008).
  43. Hagler, J. R., Naranjo, S. E. Determining the frequency of heteropteran predation on sweetpotato whitefly and pink bollworm using multiple ELISAs. Entomol Exp Appl. 72, 63-70 (1994).
  44. Hagler, J. R., Naranjo, S. E. Qualitative survey of two Coleopteran predators of Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) and Pectinophora gossypiella (Lepidoptera, Gelechiidae) using a multiple prey gut content ELISA. Environ Entomol. 23, 193-197 (1994).
  45. Hagler, J. R., Jackson, C. G., Isaacs, R., Machtley, S. A. Foraging behavior and prey interactions by a guild of predators on various lifestages of Bemisia tabaci. J Insect Sci. 4, (2004).
  46. Price, J. F., Taborsky, D. Movement of immature Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) on poinsettia leaves. Florida Entomol. 75, 151-153 (1992).
  47. Simmons, A. M. Settling of crawlers of Bemisia tabaci (Homoptera : Aleyrodidae) on five vegetable hosts. Ann Entomol Soc Am. 95, 464-468 (2002).
  48. Royama, T. A fundamental problem in key factor analysis. Ecology. 77, 87-93 (1996).
  49. Stiling, P., Throckmorton, A., Silvanima, J., Strong, D. R. Does spatial scale affect the incidence of density dependence - A field test with insect parasitoids. Ecology. 72, 2143-2154 (1991).
  50. Hassell, M., Latto, J., May, R. Seeing the wood for the trees: detecting density dependence from existing life table studies. J Anim Ecol. 58, 883-892 (1989).
  51. Berryman, A. A. Population regulation, emergent properties, and a requiem for density dependence. Oikos. 99, 600-606 (2002).
  52. Sibly, R. M., Smith, R. H. Identifying key factors using lambda contribution analysis. J Anim Ecol. 67, 17-24 (1998).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Cohortanalysekatoensysteemveldmortaliteiteicohortennimfencohortenhandlensniet toxische markerdissectiemicroscoop

Gerelateerde artikelen