Methodenartikel

Transcraniële elektrische hersenstimulatie bij Alert knaagdieren

10.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/56242

⸱

2 november 2017

 ,  , 
1Department of Neurology, Albert-Ludwigs-University Freiburg

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een chirurgische set-up voor een permanente epicranial-elektrode-aansluiting en een geïmplanteerde borst-elektrode in knaagdieren. Door het plaatsen van een tweede elektrode in het stopcontact, kunnen verschillende soorten elektrische hersenstimulatie transcranial worden afgeleverd bij het locomotorisch stelsel in alert dieren via de intacte schedel.

Samenvatting

Transcraniële elektrische hersenstimulatie kunt moduleren corticale prikkelbaarheid en plasticiteit in mens en knaagdieren. De meest voorkomende vorm van stimulatie bij de mens is Transcraniële gelijkstroom stimulatie (TDC's). Transcraniële wisselstroom stimulatie (TAC's) of Transcraniële willekeurige ruis stimulatie (tRNS), een specifieke vorm van TAC's met behulp van een elektrische stroom willekeurig toegepast binnen een vooraf gedefinieerde frequentiebereik, wordt minder vaak gebruikt. De toename van noninvasive elektrische stimulatie hersenonderzoek in mensen, zowel voor experimentele en klinische doeleinden, heeft een toegenomen behoefte aan fundamentele, mechanistische, veiligheidsstudies bij dieren opgeleverd. Dit artikel beschrijft een model voor transcraniale elektrische hersenstimulatie (tES) via de intacte schedel richt het locomotorisch stelsel in alert knaagdieren. Het protocol bevat stapsgewijze instructies voor de chirurgische set-up voor een permanente epicranial elektrode socket gecombineerd met een teller van de geïmplanteerde elektrode op de borst. Door het plaatsen van een elektrode stimulatie in de epicranial contactdoos, kunnen verschillende elektrische stimulatie typen, vergelijkbaar met de TDC's, TAC's en tRNS bij de mens, worden geleverd. Bovendien, de praktische stappen voor tES in alert knaagdieren worden ingevoerd. De toegepaste stroomdichtheid, duur van de stimulatie en stimulatie type kunnen worden gekozen afhankelijk van de experimentele behoeften. De waarschuwingen-, voor- en nadelen van deze set-up worden besproken, evenals veiligheid en verdraagbaarheid aspecten.

Inleiding

De transcranial administratie van elektrische stromen naar de hersenen (tES) heeft gebruikt voor decennia te bestuderen van de hersenfunctie en gedrag wijzigen. Meer recentelijk, toe te passen direct stromingen, of minder frequent wisselstroom stromingen (TAC's en tRNS), noninvasively door de intact schedel door gebruik van twee of meer elektroden (anode(s) en cathode(s)) heeft opgedaan wetenschappelijke en klinische belang. In het bijzonder, TDC's is gebruikt in meer dan 33.200 sessies in gezonde proefpersonen en in patiënten met neuropsychiatrische ziekten en is naar voren gekomen als een veilig en gemakkelijk, kosteneffectief bed toepassing, met mogelijke therapeutische mogelijkheden, evenals de langdurige gedragsmatige gevolgen1. Dit leverde duidelijk de toegenomen behoefte en wetenschappelijke belangstelling voor mechanistische studies, met inbegrip van veiligheidsaspecten. Dit artikel richt zich op de meest gebruikte vorm van stimulatie, TDC's.

Over soorten moduleert TDC's corticale prikkelbaarheid en synaptische plasticiteit. Prikkelbaarheid wijzigingen hebben gemeld als polariteit-afhankelijke wijziging van spontane neuronale vuren tarief in ratten en katten2,3,4, of als wijzigingen in de motor evoked potentiële (MEP) amplitudes in mensen en muizen ( beide verhoogd na anodal en verminderde na cathodal TDC's: menselijke5,6; muis7). Anodal DCS verhoogd synaptic werkzaamheid van motor corticale of hippocampal synapses in vitro voor enkele uren na stimulatie of lange termijn potentiëring (LTP), wanneer toegepast samen met een specifieke zwakke synaptic inbreng of wanneer gegeven ten overstaan van een plasticiteit inducerende stimulatie8,9,10,11,12. In overeenstemming met, de voordelen van stimulatie op motor of cognitieve training succes zijn vaak bleek alleen als TDC's mede toegepast is met de opleiding van8,13,14,15. Terwijl deze eerdere bevindingen vooral aan functies van neuronen toegeschreven zijn, opgemerkt moet worden dat de non-neuronale cellen (glia) ook tot functionele gevolgen van TDC's bijdragen kunnen. Bijvoorbeeld, astrocytic, intracellulaire calciumgehalte verhoogd tijdens anodal TDC's in alert muizen16. Anodal TDC's op huidige dichtheden onder de drempel voor neurodegeneratie veroorzaakte ook een dosis afhankelijke activering van microglia17. De modulatie van neuron-glia interactie door TDC's moet echter verder specifiek onderzoek.

Genomen samen, dierlijke onderzoek geavanceerde duidelijk ons begrip van de f effect van TDC's op prikkelbaarheid en plasticiteit. Er is echter een "inverse translationeel kloof" observabele in de exponentiële toename van de publicaties van menselijke TDC's studies in tegenstelling tot het traag en de kleine stijging van de onderzoeken van de onderliggende mechanismen van tES in in vitro en in vivo diermodellen. Daarnaast knaagdier tES modellen zijn uitgevoerd met hoge variabiliteit over onderzoekslaboratoria (variërend van transdermale aan epicranial stimulatie) en gerapporteerde stimulatie procedures zijn vaak niet volledig transparant belemmeren de vergelijkbaarheid en dupliceerbaarheid van fundamenteel onderzoeksgegevens, alsmede de interpretatie van de resultaten.

Hier beschrijven we in detail de chirurgische uitvoering van een transcraniale hersenen stimulatie set-up gericht op de primaire motorische cortex, die kunt vertalen naar de menselijke TDC's conditie terwijl het minimaliseren van de variabiliteit en herhaaldelijke stimulatie zonder gedrag te belemmeren. Een stapsgewijze protocol voor latere tES bij alert ratten wordt geleverd. Methodologische en conceptuele aspecten van veilige toepassing van tES in alert knaagdieren worden besproken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

voor onderzoek met dieren, moeten de relevante (land-specifieke) goedkeuringen zijn verkregen voordat experimenten. Alle dierproeven gemeld hier worden uitgevoerd volgens de EU richtlijn 2010/63/EG, de bijgewerkte Duitse dierenbescherming wet (" Tierschutzgesetz ") in juli 2013, en de regelingen van de bijgewerkte Duitse dierlijke onderzoek van augustus 2013. Dierlijke protocollen zijn goedgekeurd door de lokale autoriteiten " Commissie voor dier experimenten van de regionale Raad van Freiburg " en " Commissie voor dier experimenten van de University Medical Center Freiburg ".

1. voorbereiding van de instrumentatie en materiaal voor chirurgie

  1. ervoor te zorgen dat de artikelen in Figuur 1 beschikbaar en reeds geplaatste voor chirurgie zijn.
  2. Bereiden een dunne rechthoekige platina plaat (bijvoorbeeld 10 x 6 x 0,15 mm), die zal fungeren als de teller-elektrode geplaatst subcutaan op de borst, en twee kleine gaatjes in twee tegenoverliggende hoeken van de plaat punch.
  3. Een geïsoleerde kabel met een lengte van ~ 10 cm met behulp van een loodvrij tin-soldeer op een van de hoeken (zonder een gat) van de platina plaat soldeer.
  4. Toepassen van een kleine daling van histo-acryl lijm op het solderen gewricht voor isolatie.

2. Voorbereiding van het knaagdier chirurgie

  1. een studie-nummer is toegewezen aan het knaagdier en noteer dit op de voorbereide chirurgie card.
  2. Het knaagdier wegen en Let op het gewicht op het kaartje van de chirurgie. Berekenen van de dosis van injectie anesthetica (bijvoorbeeld ketamine 100 mg/kg lichaamsgewicht plus xylazine 70 mg/kg lichaamsgewicht voor ratten).
  3. Induce verdoving door intraperitoneaal (i.p.) injectie van de berekende hoeveelheid anesthetica.
    Opmerking: Bij gebruik van inademing verdoving in plaats daarvan (bijvoorbeeld Isofluraan), plaatst u het knaagdier in een inductie-kamer met continue stroom van ~ 4% in 1-2 L/min zuurstof.
  4. Selectievakje diepte van verdoving door de teen snuifje reflex beginnen 5 min post injectie. Als de teen snuifje reflex nog steeds aanwezig is, bereiken verlenging en verdieping van de verdoving door injectie van 30% van de begindosis.
    1. Als op elk punt van de tijd in de experiment de teen snuifje reflex retourneert, 30% van de begindosis van anesthesie moeten worden geïnjecteerd.
    2. Bij het gebruik van inademing verdoving, kijk voor het verlies van de posturale reflexen van het knaagdier in de zaal van de inductie en controleren van de diepte van de verdoving door het ontbreken van een teen snuifje reflex. Als reflexen nog aanwezig zijn, verlengen de duur in de zaal van de verdoving. Gedurende het hele experiment, het percentage van Isofluraan naar de diepte van de anesthesie te passen tot het bereiken van een onderhoud concentratie van ~1-1.5% Isofluraan.
    3. Wanneer de frequentie van dalingen ademhaling en happend optreedt, lager het percentage; wanneer het knaagdier de teen snuifje reflex herwint of spontane beweging toont, verhoging van het percentage van inademing verdoving.
  5. Zo spoedig reflexen afwezig zijn, plaatst u het knaagdier op de lab-Bank of in de hand houden.
    Opmerking: Wanneer u inademing verdoving, bieden voortdurende verminderde Isofluraan flow (nu tussen 2-3%) met behulp van een mondstuk verbonden met de vernevelaar.
  6. Verwijderen van de haren op de rat ' s hoofd door het scheren van het gebied van oor tot oor en tussen de rostraal ooghoogte om gewoon achter de oren met een clipper. Verwijder de haren op de borst door het scheren van het gebied tussen de voorpoten van de xiphoid tot de sleutelbeenderen.
    Opmerking: De huid onder spanning houden vergemakkelijkt de scheren.
  7. Betrekking hebben op de ogen van de rat met een daling van oog zalf ter bescherming van het hoornvlies.
  8. Markeren de rat ' s oor volgens het aantal toegewezen studie.
    Opmerking: Afhankelijk van de lengte van de studie, mogelijk een staart mark voldoende, anders gestandaardiseerde oormerken is verkieslijk.

3. Chirurgische ingreep: Borst elektrode implantatie

Opmerking: deze stap kan worden overgeslagen als de teller-elektrode extern wordt geplaatst op de geschoren borst met een vest.

  1. Het knaagdier gevoelig (op de borst) plaats op de operatie tafel.
    Opmerking: In geval van inademing verdoving, houd de rat ' s snuit in de anesthesie-mondstuk, verdere vermindering van de concentratie van Isofluraan tot 1.5-2% geplaatst.
  2. Desinfecteer de geschoren hoofdhuid met een desinfecterende spray of met een doekje gedrenkt in antiseptische agent (bijvoorbeeld ethanol 70%) en laat aan. Herhaal dit twee keer.
  3. Knippen de huid met een scalpel in een lijn van de rostraal ooghoogte tot het midden oor niveau.
    Opmerking: Dit zorgt voor tunneling van de aansluitkabel van de borst van de geïmplanteerde elektrode naar de bovenkant van het hoofd en is ook de gewenste cut voor de plaatsing van DCS elektroden socket.
  4. Zet de rat naar liggende positie, zodat de borst is blootgesteld.
  5. Desinfecteren van de huid van de borst, zoals beschreven in stap 3.2.
  6. Verheffen van de laterale huid van de juiste borst met een pincet weefsel en snijd een knoopsgat met kleine schaar van ongeveer 0,5 cm mediale uit de juiste oksel. Breng een rechte Sagittaal knippen in craniale richting met de schaar.
  7. Vormen een subcutane pouch door atraumatically loskoppelen van de huid van de linker grote borstspier. Doen door herhaaldelijk de kleine schaar te openen (of door een zoutoplossing doorweekt wattenstaafje).
  8. Zet het dier aan de rechterkant naar het pad van de kabel van de linker occipital hoek van de geopende hoofd huid langs de nek om af te sluiten in de borstvinnen zakje door het penetreren van de oppervlakkige fascia homeostatische pincet met tunnel.
  9. Open zorgvuldig de homeostatische verlostang te grijpen het uiteinde van de kabel van de elektrode gekoppeld aan de platina-elektrode zonder scherpe draden te dwalen. Trek de kabel door de tunnel totdat de elektrode het zakje treedt, georiënteerd met het solderen punt richting de linker stuk van knaagdieren. Draai het knaagdier terug naar de vatbaar positie.
  10. Herstellen van de platina plaat met een steriele synthetische gevlochten niet-absorbeerbare hechtdraad naar de borstvinnen fascia op de twee tegengestelde hoek gaten (4-5 knopen zijn aanbevolen voor stabiliteit).
  11. Ook de kabel aansluit op de fascia door een losse knot, vorming van een kleine lus vóór de ingang van de tunnel weefsel.
  12. Sluit de huid met 3-4 cutane hechtingen afhankelijk van de grootte van de snede (hetzelfde hechtdraad materiaal kan worden gebruikt voor de elektrode en kabel).

4. Chirurgische ingreep: Plaatsing van het Epicranial tES Socket

  1. plaats het dier in een stereotactische frame.
    Opmerking: Als via inademing verdoving, lager de concentratie van de verdoving om een onderhoud Isofluraan stroom van ~1.5-1%, aangepast aan de teen snuifje reflex en ademhaling patroon.
  2. De geschoren hoofdhuid desinfecteren, zoals beschreven in stap 3.2.
  3. Knippen de huid met een scalpel in een lijn van de rostraal ooghoogte tot het midden oor niveau.
    Opmerking: Als de borst elektrode placemENT werd uitgevoerd, stap 4.2 en 4.3 zijn reeds verricht.
  4. Scrape off het beenvlies (bindweefsel op de schedel) aan de zijkanten met de scalpel en grondig veeg af met katoen worden verwisseld. Het bindweefsel op de 4 hoeken van het deelstuk uitmaakt fixeren met bulldog klemmen en laat ze hangen lateraal geopend wilt laten het veld chirurgie.
  5. Toepassen 0,9% zoutoplossing te reinigen van het oppervlak van de bot en weefsel met katoenen wissers. Dan Reinig het oppervlak van de bot met 3% H 2 O 2. Vermijd contact met het weefsel. Hierbij het bot is meer grondig gereinigd en kleine bloeden uit het bot zal worden gestopt. Ook behandelen van het beenvlies zichtbaar worden. Verwijder deze behandelen met een wattenstaafje matige druk uit te oefenen.
    Opmerking: Verwijdering van het beenvlies storingswaarden zal toenemen hechting en duurzaamheid van de aansluiting van de tES gelijmd op het bot.
    1. In het geval van de onstuitbare bloeden, gebruik een bot-boor en aanraken voor 1-3 s met lichte druk op het bot. Deze mechanische procedure zal in de meeste gevallen stoppen met het bloeden zonder significante Verwarming. Gebruik nooit elektrocauterisatie op het bot; zelfs korte toepassing zal resulteren in de hersenen weefselschade (elektrocauterisatie mag uitsluitend worden gebruikt voor de wond weefsel bloeden).
  6. Zoals fixatieschroeven zal het verbeteren van de naleving van de set-up, kies een boor past de grootte van de schroef. Plaats twee burr gaten op twee verschillende bot platen door vooraf te boren met een boor van de hand en vervolgens door lichte verticale druk applicatie met de bot-boor. Vermijden van nabijheid naar de gewenste positie voor de tES socket, aangezien het zouden kunnen belemmeren schroeven in de elektrode (bijvoorbeeld voor linker primaire motor corticale tES, Kies rechts frontaal en posterieure pariëtale schroef positie).
  7. In geval van een geïmplanteerde teller-elektrode, burr een derde gaatje in het recht posterieure pariëtale bot voor toekomstige fixatie van de getunnelde kabel.
  8. Plaats de kunststof schroeven in de gaten burr en schroef totdat de eerste wrijving wordt gevoeld. Voer drie extra 180 ° schroef draait. Neem contact op met pincet voor stabiliteit van de schroef en voeg meer zet als niet strak genoeg.
    Opmerking: Voor volwassen ratten hierdoor epidurale plaatsing van de schroeven zonder beschadiging van de dura of hersenen (afhankelijk van het ontwerp van de schroefdraad, de turn aantal kan variëren). Het gebruik van roestvast stalen schroeven moet ook haalbaar, aangezien zelfs bij DCS huidige dichtheden boven de drempel neurodegeneratie, schroef plaatsing deed niet erover laesie locatie of mate onder de schroeven.
  9. Beurt op de soldeerbout en pre warmte voor ongeveer 5 min. Wind de kabel uit de tunnel weefsel occipitally rond de rechts pariëtale schroef en vervolgens gesneden, waardoor ongeveer 1 cm lange kabel achter de liquidatie. Zorgvuldig strippen de isolatie aan het eind van de kabel met een scalpel.
  10. Herstellen van de adem kabel aan op de schroef en het bot met de cyanoacrylic lijm.
  11. Breng een kleine hoeveelheid van de loodvrije tin-soldeer aan op de connector en aan de blote draden van de kabel van de elektrode teller en verbinden beide door kort te drukken op beide pre gesoldeerde delen samen terwijl het soldeer puntje aanraken totdat de tin-soldeer smelt (ongeveer 2-3-s). Verwijderen van het soldeer puntje onmiddellijk om te voorkomen dat buitensporige metalen verwarming van de kabel met latere weefselschade.
  12. Halen de aangepaste gemaakte tES elektrode aansluiting ( figuur 1B, rood) met een gebogen, gekartelde uiteinde Tang en breng een dunne laag van cyanoacrylic lijm aan de rand van de onderkant van de socket. Voor plaatsing boven de motorische cortex en met behulp van een socket 4 mm diameter, plaatst u het midden aansluiting punt bij 2 mm anterior en 2 mm lateraal van de bregma. Voor deze positie, de innerlijke mediale grens voor de socket moet eindigen direct bij de Sagittaal hechtdraad en de caudal grens moet eindigen op het hoogtepunt van de bregma. Druk op de-aansluiting kort op het bot (de meeste cyanoacrylic lijm harden door druk).
    Opmerking: Het plaatsen van een lichtbron direct boven de aansluiting kan gemak plaatsen van de aansluiting.
  13. Zorg ervoor dat het bot op het gebied van de aansluiting kosteloos lijm is (door het controleren met licht, omdat de lijm reflecterend is). In het geval van lijm morsen, verwijderen van de aansluiting, schraap de lijm met de scalpel en herhaal stap 4.12.
  14. Na de aansluiting op zijn plaats is en de toekomstige stimulatie gebied vrij van lijm is, eerste zegel de laterale rand van de aansluiting met de aangrenzende weefsel met een kleine daling van cyanoacrylic lijm om een vloeiende brug die leiden kan tot het rangeren van de huidige op deze locatie. Geldt niet teveel lijm zoals het in het gebied van de stimulatie kan stromen (als dit gebeurt, teruggaan naar stap 4.12).
    Opmerking: Houden van de stimulatie horizontale ruimte, vrij van lijm is essentieel aangezien een vermindering van het gebied van de stimulatie drastisch van stroomdichtheid verhogen kan (A/m²).
  15. Dekking van alle schroeven met cyanoacrylic lijm.
  16. Mix de tweecomponenten tandheelkundige acryl cement in een kleine silicon buis of glas. Zodra het wordt visceuze, toepassen met een tandheelkundige spatel voor het afdichten van de resterende grenzen voor de socket tot op het bot. Voorkomen van een stroom van tandheelkundige acryl cement in het gebied voor stimulatie.
  17. Dekken ten slotte de hele schedel, schroeven, teller elektrode kabel en de aansluiting tot ⅓ van de socket met tandheelkundige acryl cement. Ervoor zorgen dat de cement de juiste viscositeit heeft: als ook vloeibaar, zal het stromen in het omliggende weefsel; als te hard het is moeilijk om het gelijkmatig verdelen.
  18. Wanneer alle van het bot valt en het cement is uitgehard, verwijderen de bulldog klemmen; de huid moet enkel raken de bebouwde cement zodat wordt is niet nodig. (Als de eerste snede werd gekozen te lang en het bindweefsel of spier zichtbaar is, betaling een Sutuur (geologie) zoals beschreven in stap 3.12).
  19. Toepassen van een laag van jodium met een wattenstaafje rond de randen van de uitgesneden huid en subcutaan injecteren carprofen (5 mg/kg lichaamsgewicht wordt opgelost in 5-7,5 mL van 0,9% zout voor pijn behandeling en vloeistof vervanging).
    Opmerking: Als u inademing verdoving, zwenking op vandoor nu.
  20. Het knaagdier Schakel in een opwarming van de aarde voor het herstel van anesthesie totdat het knaagdier wakker wordt en posturale stabiliteit is hersteld.
    Opmerking: Controleer het dier ' s gewicht ontwikkeling, wond staats-, en algemeen welzijn criteria dagelijks volgens de instelling ' s aanbeveling.

5. De elektrische stimulatie transcranial Procedure

Opmerking: als verdoving tES effecten beïnvloedt, het uitvoeren van de stimulatie in alert knaagdieren waar mogelijk wordt aanbevolen. Laat het knaagdier te herstellen ten minste 5 dagen (genezing van de wond hoofd en borst) voordat experimenten. Experimenten kunnen worden uitgevoerd op eerdere tijdstippen na de operatie bij het gebruik van een externe teller elektrode vast met een vest, als de wond van de borst meest Prikkelbare is; maar dieren moeten worden gewend aan de elektrode vest voor meerdere dagen en interferentie met gedrags taken zou kunnen optreden.

  1. Vullen de tES elektrode aansluiting helft met 0,9% zout en verwijderen van luchtbellen.
  2. WordenFore cathodal TDC's sessies, altijd chlorering controleren en indien nodig (zoals een glanzend zilver oppervlak), chlorine opnieuw de Ag/AgCl-elektrode. Vóór anodal TDC's-sessies, mogelijk overtollige AgCl deposito's uit eerdere stimulaties met schuurpapier bij toe te staan voor goede geleidbaarheid stimulatie te verwijderen. Schroef in de tES elektrode schroefdop ( figuur 1B, grijze stuk).
    Let op: Niet opnieuw chlorine de elektrode tussen cathodal TDC's sessies zal leiden tot uitputting van chlorering tijdens stimulatie en giftige opbouw door elektrochemische reactie. Dit zal weefselschade veroorzaken. Opnieuw chlorering is niet nodig binnen een enkele sessie als duur van de stimulatie korter dan 20 min. is
  3. Sluit de kabels aan de twee connectors op het hoofd (voor de stimulatie van het anodal, de anodal kabel is aangesloten op de connector van de schroefdop, voor de stimulatie van het cathodal, is het tegenovergestelde).
    Opmerking: Wanneer u een extern geplaatste teller-elektrode, dekken de teller-elektrode met geleidende gel en plaats op het knaagdier ' s borst. Dit is de eenvoudigste als de elektrode wordt vooraf vastgesteld in een kleine knaagdieren vest, die de knaagdier tijdens de stimulatie dragen kan.
  4. Plaats het knaagdier in de experimentele kooi, met de kabels aangesloten op een draaibare boven de kooi waarmee gratis verkeer.
  5. Zet de stimulator en aanpassen van de parameters van de stimulatie (stimulatie intensiteit, duur, oprit op en neer tijd).
  6. Bij niet gebruik van een commercieel beschikbare stimulatie-apparaat met een veiligheid afsluiten en de afsluiting alarm, een meter in het circuit om te controleren de constante stroom opnemen.
    Opmerking: Met deze set-up, stimulatie kan worden toegepast tijdens de prestaties of opleiding van gedrags taken.
  7. Controleren op tekenen van stress of ongemak van het knaagdier tijdens stimulatie.
  8. Na het einde van de stimulatie, koppel de kabels los, draai de dop van de elektrode op het hoofd, en schoon en droog zijn de aansluiting met een wattenstaafje. Het knaagdier terug naar de huiselijke omgeving of gaan met een gedrags procedure indien gewenst.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De beschreven uitvoering van een set-up voor betrouwbare herhaalde tES in alert knaagdieren kan gemakkelijk worden geïntegreerd in de mechanistische experimenten, dosis-respons studies of experimenten, met inbegrip van gedrags taken. Tot op heden, wordt de vergelijkbaarheid van de gegevens uit dierproeven met behulp van (noninvasive) tES belemmerd door de variabiliteit van de tES stimulatie set-ups tussen laboratoria en meningsverschillen in de stimulatie parameters (bijvoorbeeld...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft typische materialen en procedurele stappen voor chirurgische realisatie van een permanente tES set-up, alsmede voor de verdere stimulatie in alert knaagdieren. Tijdens de voorbereiding van een knaagdier tES experimenteren, verschillende methodologische aspecten (veiligheid en verdraagbaarheid van tES, resultaat parameter) evenals conceptuele aspecten (vergelijkbaarheid met menselijke conditie, verwachte effecten van stimulatie op een bepaalde hersenen regio) moet rekening worden gehouden. Vanuit e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gesteund door de Duitse Research Foundation (DFG RE 2740/3-1). Wij bedanken Frank Huethe en Thomas Günther voor de in-house-productie van de op maat gemaakte tES set-up en DC-stimulator.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Softasept NB. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland		3887138antiseptisch middel
Ethanol 70 %Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, DeutschlandT913.1
forceps met gebogen puntFST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland11071-10
Iris Forceps, 10cm, Straight, GekarteldWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA15914
Meskhandel #3, 13cmWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA500236
Standaard Meskoppel #10World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA500239
Cellulose wattenstaafjesLohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland133495 x 4 cm 
IsofluraneAbbVie Deutschland GmbH & CoN01AB06
Iris Schaartjes, 11.5cm, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA501758kleine schaar
wattenstaafje/wattenCarl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, DeutschlandEH12.1Rotilabo
Kelly Hemostatische Forceps, 14cm, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA501241chirurgische klem
elektrode plaat (platina)op maat gemaaktWissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland10x6 mm, 0.15 mm dikte
geïsoleerde koperstrengen (~1 mm diameter)Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, GermanyLITZE BLelektrode kabel
Weller EC 2002 M soldeerstationWeller Tools GmbH, Besigheim, GermanyEC2002M1D
Iso-Core EL 0,5 mmFELDER GMBH Löttechnik, Oberhausen, Deutschland20970510loodvrije soldeerdraad
MERSILENE PolyestervezelnaadJohnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyR871Hniet-oplosbare gevlochten naald, 4-0
HistoacrylB. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland		9381104cyanoacrylaat
Ketamin 10%Medistar GmbH, Germanyn/aanesthetica
Rompun 2% (Xylazine)Bayer GmbH, Germanyn/aanesthetica

Referenties

  1. Bikson, M., et al. Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016. Brain Stimul. 9 (5), 641-661 (2016).
  2. Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects. J Physiol. 172, 369-382 (1964).
  3. Gartside, I. B. Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis. Nature. 220 (5165), 382-383 (1968).
  4. Purpura, D. P., McMurtry, J. G. Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex. Neurophysiol. 28 (1), 166-185 (1965).
  5. Nitsche, M., Paulus, W. Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation. J Physiol. 527 (Pt 3), 633-639 (2000).
  6. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  7. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. Eur J Neuro. 31 (4), 704-709 (2010).
  8. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  9. Ranieri, F., et al. Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation. J Neurophysiol. 107 (7), 1868-1880 (2012).
  10. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimul. 10 (November), 51-58 (2016).
  11. Sun, Y., et al. Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity. Ann Neurol. 80 (2), 233-246 (2016).
  12. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Sci Rep. 6, 22180(2016).
  13. Reis, J., Fritsch, B. Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation. Curr opin Neurology. 24 (6), 590-596 (2011).
  14. Buch, E. R., et al. Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper. Clin Neurophysiol. 128 (4), 589-603 (2017).
  15. Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills. Cerebral cortex. 25 (1), 109-117 (2015).
  16. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Comm. 7, 11100(2016).
  17. Gellner, A. -K., Reis, J., Fritsch, B. Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation. Front Cell Neurosci. 10, 188(2016).
  18. Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI. Neurosci Lett. 491 (1), 40-43 (2011).
  19. Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex. Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).
  20. Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain. Brain Res. 684 (2), 206-208 (1995).
  21. Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation. J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).
  22. Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).
  23. Koo, H., et al. After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats. Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).
  24. Liebetanz, D., et al. After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression. Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).
  25. Fregni, F., et al. Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression. Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).
  26. Cambiaghi, M., et al. Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation. Neurosci. 185, 161-165 (2011).
  27. Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats. Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).
  28. Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats. Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).
  29. Pikhovych, A., et al. Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain. Stem Cells In. , 1-10 (2016).
  30. Rueger, M. A., et al. Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain. PloS one. 7 (8), e43776(2012).
  31. Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).
  32. Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1452, 61-72 (2012).
  33. Spezia Adachi, L. N., et al. Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation. Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).
  34. Jackson, M. P., et al. Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats. Brain, behavior, and immunity. , (2017).
  35. Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat. J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).
  36. Sykes, M., et al. Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies. Front Neural Circ. 10, 80(2016).
  37. Zhang, D. X., Levy, W. B. Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses. Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

tES protocolPlaatsing van de elektrodehouderTegen rode op de borstChirurgische opstellingTypen elektrische stimulatieTargeting van de motorische cortexStimulatieparametersVeiligheid en tolerantie

Gerelateerde artikelen