Method Article

Intraperitoneaal Glucose tolerantie Test, meting van de longfunctie, en fixatie van de longen om te bestuderen van de gevolgen van obesitas en verminderde stofwisseling op pulmonaire resultaten

DOI:

10.3791/56685

⸱

March 15th, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Experimental Pediatrics, Experimental Pulmonology, Department of Pediatrics and Adolescent Medicine, University of Cologne, 2Department of Pediatrics and Adolescent Medicine, University of Cologne, 3Division of Experimental Pediatrics and Metabolism, University Children's Hospital, Heinrich Heine University Düsseldorf

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De incidentie van obesitas stijgt en verhoogt het risico van chronische longziekten. De onderliggende mechanismen en preventieve strategieën, welomschreven dier vast te stellen modellen nodig zijn. Hier bieden wij drie methoden (glucose-tolerantie-test, lichaam plethysmography en fixatie van de Long) te bestuderen van het effect van obesitas op pulmonaire resultaten in muizen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obesitas en respiratoire aandoeningen zijn grote gezondheidsproblemen. Obesitas is steeds een opkomende epidemie met een verwachte aantal zwaarlijvige individuen van meer dan 1 miljard wereldwijd in 2030, dus vertegenwoordigen een groeiende sociaal-economische last. Gelijktijdig, zijn obesitas-gerelateerde comorbidities, met inbegrip van diabetes, alsmede hart en chronische longziekten, voortdurend op de stijging. Hoewel obesitas is geassocieerd met verhoogd risico op astma exacerbaties, wordt verslechtering van de respiratoire symptomen, en slechte controle, de functionele rol van obesitas en verontrust metabolisme in de pathogenese van chronische longziekte vaak onderschat, en moleculaire mechanismen blijven elusive. Dit artikel beoogt te presenteren van de methoden voor de beoordeling van het effect van obesitas op metabolisme, evenals Long structuur en functie. Hier beschrijven we drie technieken voor muizen studies: (1) beoordeling van intraperitoneaal glucosetolerantie (ipGTT) voor analyseren het effect van obesitas op glucose metabolisme; (2) meting van de weerstand van de luchtwegen (Res) en ademhalingswegen compliance (Cdyn) voor het analyseren van de invloed van obesitas op de longfunctie; en (3) voorbereiding en fixatie van de longen voor verdere kwantitatieve histologische beoordeling. Obesitas longziekten zijn waarschijnlijk multifactoriële, die voortvloeien uit de systemische inflammatoire en metabole disregulatie die potentieel ongunstig beïnvloeden longfunctie en de respons op therapie. Daarom is een gestandaardiseerde methode voor het bestuderen van de moleculaire mechanismen en het effect van nieuwe behandelingen essentieel.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Volgens de World Health Organization (WHO) in 2008, waren meer dan 1,4 miljard volwassenen, leeftijd 20 en ouder, overgewicht met een index van de lichaamsmassa (BMI) groter is dan of gelijk aan 25; verder, meer dan 200 miljoen mannen en bijna 300 miljoen vrouwen waren zwaarlijvig (BMI≥30)1. Obesitas en het metabool syndroom zijn belangrijke risicofactoren voor een veelheid aan ziekten. Terwijl de zwaarlijvigheid en de daarmee gepaard gaande verhoogde witte vetweefsel massa is nauw gekoppeld om type 2 diabetes2,3, cardio-vasculaire ziekten, met inbegrip van coronaire hartziekte (CHZ), hartfalen (HF), boezemfibrilleren4 en artrose5, hun functionele rol in de pathogenese van respiratoire aandoeningen blijven slecht begrepen. Echter, de epidemiologische studies hebben aangetoond dat obesitas sterk geassocieerd met chronische respiratoire aandoeningen is, met inbegrip van inspanningsdyspnoe kortademigheid, obstructieve slaap apneu syndroom (OSAS), obesitas Ademdepressie syndroom (OHS), chronische obstructieve longziekte (COPD), longembolie, aspiratie pneumonie en bronchiale astma6,,7,,8,9. Potentiële mechanismen tussen obesitas en metabolisme verstoord, bijvoorbeeld, insulineresistentie en diabetes type II, aan de pathogenese van chronische longziekte niet alleen bestaan uit mechanische en fysieke gevolgen van gewicht maar ook winst op ventilatie veroorzaken een chronische subacute inflammatoire staat10,11. De opkomst van obesitas en longziekten tijdens het afgelopen decennium, in combinatie met het gebrek aan effectieve preventieve strategieën en therapeutische benaderingen, wijst op de noodzaak te onderzoeken van de moleculaire mechanismen voor het definiëren van nieuwe wegen voor het beheer van obesitas Long ziekten.

Hier beschrijven we drie standaard tests, die belangrijke basisprincipes om obesitas en het effect ervan op longkanker structuur en functie in muismodellen te onderzoeken: (1) intraperitoneaal glucose tolerantie (ipGTT) (2) meting van de weerstand van de luchtwegen (Res) en respiratoire naleving van het systeem (Cdyn); en (3) voorbereiding en fixatie van de longen voor verdere kwantitatieve histologische beoordeling. De ipGTT is een robuuste screeningtest voor maatregel glucose-opname, en dus het effect van obesitas op metabolisme. De eenvoud van de methode kan goede normalisatie, en daarom de vergelijkbaarheid van de resultaten tussen laboratoria. Meer verfijnde methoden, zoals hyperglycemic klemmen of studies van geïsoleerde eilandjes, kunnen worden gebruikt voor gedetailleerde analyse van de metabole fenotype12. Hier beoordelen we glucosetolerantie als u wilt definiëren een obesitas-geassocieerde staat van systemische en metabolische wanorde als basis voor verdere studies over een pulmonaire resultaten. Om te beoordelen van het effect van obesitas en stofwisselingsziekte op de longfunctie, gemeten we airway weerstand (Res) en ademhalingswegen compliance (Cdyn). Karakteriseren longziekte, zijn ongebreidelde evenals ingetogen methoden voor de beoordeling van de longfunctie beschikbaar. Ongebreidelde plethysmography in vrij bewegende dieren bootst een natuurlijke staat, als gevolg van ademhaling patronen; daarentegen zijn invasieve methoden, zoals ingangsimpedantie meting van Res en cDyn in diep narcose muizen te beoordelen van dynamische Long mechanica, nauwkeuriger13. Omdat chronische respiratoire aandoeningen worden weerspiegeld door histologische wijzigingen van het longweefsel, staat voor de deur goede longen fixatie voor verdere analyse. De keuze van de methode van weefsel fixatie en voorbereiding is afhankelijk van het compartiment van de longen, die zal worden bestudeerd, bijvoorbeeld airways of Long parenchym14. Hier beschrijven we een methode die het mogelijk kwalitatieve en kwantitatieve beoordeling van de dirigent luchtwegen maakt te bestuderen van het effect van obesitas op ontwikkeling van astma.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierlijke procedures werden uitgevoerd met inachtneming van de protocollen aangenomen door lokale overheden (Land NRW, AZ: 2012.A424), en werden overeenkomstig de Duitse dierenwelzijn-wet en de verordeningen inzake het welzijn van dieren die voor experimenten of voor andere wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt. Aangezien Long functie analyse van invloed kan zijn op de structuur van de longen en dus latere histologische analyseert, moet de meting van Res en Cdyn en de voorbereidings- en fixatie van de longen voor histomorphometry in verschillende dieren worden uitgevoerd. Meting van Res en Cdyn na ipGTT is echter mogelijk. Omdat stress tijdens de ipGTT zou kunnen met interfereren de narcose die nodig zijn voor de longfunctie test, een herstelperiode van ongeveer 2 weken na ipGTT is aanbevolen dat muizen om te herstellen van lichaam gewichtsverlies en veranderingen in bloed parameters12.

1. voorbereiding voor intraperitoneaal Glucose tolerantie Test (ipGTT)

Opmerking: Na 12 uur vasten, gaat de volledige ipGTT ongeveer 2 h.

  1. Omdat stress invloeden bloedglucose aanzienlijk, opdat beide adaptie van muizen, alsmede opleiding van de wetenschapper, worden uitgevoerd.
  2. De dieren overbrengen in het experimentele gebied rustig en stress-vrij voorwaarden.
  3. Overweeg de toepassing van een hypercaloric dieet voor het opwekken van obesitas in muizen. Zie de sectie discussie voor verder advies.
  4. Snelle dieren voor 12u 's nachts, zonder toegang tot water te beperken. De volgende dag, de na 12 uur vasten, bereiden de bloedglucosemeter volgens de fabrikant protocol (Zie tabel van materialen) door het invoegen van een nieuwe test strip in de test strip poort.
  5. Incise het uiteinde van de staart met behulp van steriele schaar, zachtjes behoud van de muis bij de staart, en onmiddellijk de snelste bloedglucose meten door een druppel bloed vrijstromend (minimaal een steekproef grootte 0,5 µL) toe te passen op de strook van de test van de bloedglucosemeter.
    Opmerking: Een countdown timer begint op het scherm na voldoende toepassing van het bloedmonster. Na 4 s, het testresultaat op het scherm verschijnt.
  6. Daarna, wegen en label van de dieren die individueel met kleur markeren.
  7. Beheren van 2 g glucose/kg lichaam gewicht via intraperitoneale injectie. Zorg ervoor dat het geïnjecteerde volume 0,1 mL/10 g lichaamsgewicht (27 G naald en injectiespuit van 1 cc).
  8. Vervolgens meten van bloedglucose na 15, 30, 60 en 120 min door een druppel bloed vrijstromend op een nieuwe test strip toe te passen.
    Opmerking: Bloedstroom kan worden verhoogd door het zachte masseren van de staart tip-wijken. Als de wond staart encrusts, schoon te maken met behulp van een steriel doekje gedrenkt met 0,9% natriumchlorideoplossing.
  9. Toestaan dat de dieren kunnen rusten in hun huis kooien met onbeperkte toegang tot het water tussen de metingen.

2. Long functie analyse maatregel Res en cDyn

Opmerking: Voor ongestoord meting van Res en cDyn, muizen moeten worden geventileerd onder diepe verdoving. Stressvrij dier behandeling en goede controle van de verdoving zijn essentieel. Voor algemene instructies met behulp van steriele technieken, door Hoogstraten-Miller et al. het artikel Lees 15

  1. Kalibreren van het plethysmograph vóór elke set van experimenten en voorbereiden van de instellingen van de studie binnen de software (Zie Tabel van materialen).
  2. Voorafgaand aan de operatie, diep anesthetize dieren via intraperitoneale injectie van Xylazine (10 mg/kg lichaamsgewicht) en Ketamine (100 mg/kg lichaamsgewicht) (27 G naald en injectiespuit van 1 cc). Zorg ervoor dat het geïnjecteerde volume 0,1 mL/10 g per lichaamsgewicht.
    Opmerking: Aangezien ketamine een goede pijnstillende effect bij muizen heeft, geen extra pijnbehandeling nodig is. De invasieve tracheale katheter/plethysmograph procedure duurt ongeveer 5-7 minuten, dan u kunt beginnen met data-acquisitie.
  3. Plaats de muis op de liggende positie van een verwarming pad te handhaven van de lichaamstemperatuur.
  4. Dekking van de ogen met zalf om te voorkomen dat droogte onder verdoving.
  5. De diepte van de verdoving met behulp van de teen snuifje-reactie voortdurend te controleren.
    Opmerking: Extra toediening van verdoving mogelijk noodzakelijk zijn voor een chirurgische vliegtuig van de verdoving.
  6. Bevochtig de vacht van het chirurgische gebied in de regio van de schildklier met 70% ethanol.
  7. Zorgvuldig incise de huid in de schouderstreek voor ongeveer 1 cm tussen de jugular inkeping van het borstbeen en de tuber symphyses van de mentum door tillen met een tang en knippen van de huid onder de visuele inspectie met behulp van botte schaar (figuur 1A).
  8. Visualiseer de onderliggende onderhuids vetweefsel en de schildklier.
  9. Bloot in de luchtpijp door het zorgvuldig botte scheiden beide lobben van de schildklier bij de landengte en dissectie van de sternothyroid en de sternothyroid spieren (figuur 1B). Wees voorzichtig niet te schaden geen schepen en bloeden, omdat dit leiden nadelige effecten op het cardiovasculaire systeem tot kan en uiteindelijk op de metingen.
  10. Vervolgens passeren een 4-0 gevlochten chirurgische hechtdraad tussen de luchtpijp en de slokdarm met behulp van botte pincet. Zorgvuldig incise de luchtpijp dichtbij het strottenhoofd tussen de tracheale kraakbeen met micro schaar.
  11. Intubate met een tracheale buis (0,04 inch/1,02 mm doorsnede) onder visuele controle (Figuur 1 c). De buis via afbinding met de chirurgische hechtdraad om te voorkomen dat een lek in het systeem vast te stellen.
  12. Vervolgens verplaatst het dier aan het verwarmd bed van de kamer van het lichaam en de tracheale buis verbinden met de voorplaat (Figuur 1 d) en zet de ventilatie door op de ventilatie-knop op het voorpaneel van de controller (figuur 1E).
  13. Enquête de ventilatie door het observeren van de beweging van de borstkas gelijktijdig met het tarief van de ventilatie. Om te bevestigen de juiste plaatsing van de trachea buis, zien erop toe dat beide zijden van de thorax tegelijk verplaatsen.
  14. Bekijk de druk signaal op het scherm (figuur 1F). Ervoor zorgen dat de ventilatie-curven uniform. Als dit niet het geval, los van het dier en controleren van de kant van de chirurgie. Beware van bloed of slijm blokkeren de tracheale buis.
    Opmerking: Voor volwassen dieren met een lichaamsgewicht van 20-25 g, de ventilator instellingen zoals afgebeeld in Figuur 2 worden voorgesteld overeenkomstig de aanbevelingen van de fabrikant.
  15. Om wijzigingen in de trans-pulmonaire druk tijdens ventilatie, plaatst u een oesofageale buis (0,04 inch/1,02 mm doorsnede) in de slokdarm op de diepte die het niveau van de longen benadert. Let op het scherm terwijl het plaatsen van de buis. Plaats de buis waar maximale druk doorbuiging en minimale hart artefacten op het scherm kunnen worden gezien.
  16. Na de operatie, door het dier te voorbereiden door de meting. Terug verdoving via intraperitoneale injectie van Ketamine (100 mg/kg lichaamsgewicht) met behulp van een naald 27-G en 1 cc spuiten. Zorg ervoor dat het geïnjecteerde volume 0,1 mL/10 g per lichaamsgewicht.
    Opmerking: Om te beoordelen bronchiale hyperreagibility, inhalatie methacholine, een niet-selectieve muscarinerge receptor agonist van het parasympatisch zenuwstelsel, die bronchoconstrictie induceert. Data-acquisitie wordt uitgevoerd in vier verschillende fasen (Figuur 3).
  17. Start data-acquisitie volgens het manufacturer´s-protocol.
    Opmerking: De software automatisch begeleidt gebruikers door de acquisitie proces.
  18. 10 µL van PBS (voertuig) toepast op de vernevelaar en beginnen nebulization na 5 min van de acclimatisering. Vervolgens volgt u van een fase van de reactie van 3 min, waar Res (cmH2O/mL/s) en cDyn (mL/cmH2van O) worden gemeten. Aan het eind, door een herstelfase van 3 min te geven door het dier vóór de volgende nebulization.
  19. Volg de software door stapsgewijze toepassing van 10 µL van toenemende concentraties van methacholine (2,5 µg/10 µL 6,25 µg/10 µL en 12,5 µg/10 µL) op de ventilator.
  20. Zodra alle metingen zijn uitgevoerd en geregistreerd, het dier te door cervicale dislocatie offeren.

3. lung isolatie voor de kwantitatieve analyse van de Histomorphometric van volwassen muizen

  1. Diep anesthetize de dierlijke via intraperitoneale injectie van Xylazine (10 mg/kg lichaamsgewicht) en Ketamine (100 mg/kg lichaamsgewicht) (27 G naald en injectiespuit van 1 cc). Het geïnjecteerde volume moet 0,1 mL/10 g per lichaamsgewicht.
    Opmerking: Na het bereiken van de staat van chirurgische tolerantie, de voorbereiding neemt ongeveer 5 min gevolgd door orgel perfusie en 30 min. voor fixatie.
  2. Zodra het dier bereikt de status van chirurgische tolerantie (negatieve teen snuifje-reactie), desinfecteren van het dier met 70% ethanol en monteren van het dier op een pad met chirurgische tape.
  3. Offeren het dier door cardiale punctie en bloeden. Kort, open de buik met een mediale incisie door de huid en het buikvlies met behulp van botte schaar.
  4. Zoek de middenrif hoofd wijken van de lever en zorgvuldig de lever te scheiden van het middenrif.
  5. Maak een kleine snede in het middenrif met behulp van botte schaar en punctate het linkerventrikel van het hart met een naald van 20 G gekoppeld aan een 2-mL spuit. Langzaam exsanguinate het dier.
    Opmerking: Langzaam en voorzichtig exsanguination is belangrijk om te voorkomen dat de ventrikels instorten als gevolg van de negatieve druk, remming van een ongestoorde bloedstroom.
  6. Ontleden de longen door het openen van de thorax zachtjes via een snede van de parasternal langs de gehele lengte van de ribbenkast gebogen, botte schaar gebruikt.
  7. Daarna til de ribbenkast blootstellen de pleurale Holte (Figuur 3 c). Verwijder de zwezerik om te zien van het hart en de longen.
    Opmerking: Optionele injectie van het rechterventrikel, gevolgd door perfusie van het vaatstelsel van longkanker met ijskoude PBS en vervolgens met een kleefpoeders oplossing [b.v.4% (massa/volume) paraformaldehyde (PFA)] is mogelijk. Wees ervan bewust dat er een verhoogd risico op scheuren alveolaire septum en negatieve invloed hebben op de structuur van de longen met behulp van deze methode.
  8. Ontleden van de longen door eerste zorgvuldig verwijderen van het hart.
  9. Vervolgens passeren een 4-0 gevlochten chirurgische hechtdraad tussen de luchtpijp en de slokdarm met behulp van botte pincet.
  10. Vervolgens zorgvuldig de luchtpijp dichtbij het strottenhoofd tussen de tracheale kraakbeen incise, intubate met een intraveneuze canule (26 G) en de longen blazen door druk fixatie bij een constante druk van 20 cm H2O met behulp van kleefpoeders agent [b.v.4% (massa /volume) van PFA].
  11. PFA fixatie, laat de fixeerspray gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur. Daarna het afbinden van de luchtpijp en verwijder de canule. Vervolgens, de Long zorgvuldig accijnzen zonder nadelige gevolgen voor het weefsel, en sla het in kleefpoeders agent bij 4 ° C's nachts.
    Opmerking: U kunt ook volgens de ATS/ETS consensus papier 2,5% GA gebufferd OsO4, Uracil oplossing wordt gebruikt voor de stabilisatie van het juiste weefsel. Zie voor verdere voorbereiding van weefsel, de consensus papier door Hsia et al. 14

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Representatieve resultaten van intraperitoneaal glucose tolerantie test (ipGTT) (Figuur 4), Long functie test (Figuur 5), en de vertegenwoordiger beelden ter illustratie van de haematoxyline en eosine gekleurd longen (Figuur 6).

De ipGTT werd uitgevoerd in zwaarlijvige muizen (blauw) na 7 weken van hoog-vet-dieet (HFD). Standaard dieet-gevo...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit rapport bevat drie protocollen voor drie verschillende methoden voor het analyseren van de gevolgen van obesitas op glucose metabolisme en pulmonaire resultaten. Eerst de glucose tolerantie test biedt de mogelijkheid om het analyseren van intracellulaire glucose-opname en kan worden indicatie van insulineresistentie. Ten tweede, hele lichaam plethysmography is een techniek voor het meten van de longfunctie en is daarmee handig voor het testen van de werkzaamheid van nieuwe behandelingen. Ten derde, een gestandaardise...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De experimenten werden ondersteund door de Marga en Walter Boll-Stiftung, Kerpen, Duitsland; Project 210-02-16 (MAAA), Project 210-03-15 (MAAA) en door de Duitse Research Foundation (DFG; AL1632-02; MAAA), Bonn, Duitsland; Centrum voor moleculaire geneeskunde Keulen (CMMC; Universitair ziekenhuis Keulen; Carrière Advancement programma; MAAA), Köln Fortune (faculteit geneeskunde, Universiteit van Keulen; KD).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
GlucoMen LXA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy38969bloedglucosemeter
GlucoMen LX SensorA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy39765Teststrips
Glucose 20%B. Braun, Melsungen, Germany2356746
FinePointe SoftwareDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-002
FinePointe RC Single Site Mouse TableDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-001
FPRC ControllerDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1075-001
FPRC Aerosol BlockDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1106-001
Aerogen neb head-5.2-4umDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-2306-001
ForcepsFST, British Columbia, Canada11065-07
Blunt scissorsFST, British Columbia, Canada14105-12
Micro scissorsFST, British Columbia, Canada15000-00
Perma-Hand 4-0Ethicon, Puerto Rico, USA736HChirurgische hechtdraad
Roti-Histofix 4%RothP087.14% Paraformaldehyd
KetasetZoetis, Berlijn, Germany10013389Ketamine
Rompun 2%Bayer, Leverkusen, Germany770081Xylazine

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes? International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023(2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52(2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, Unit 1 12 11-11 12-14 (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351(2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089(2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, Unit 29B.23 (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance! Eur Respir J. 30, 805(2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d'anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L. Tissue processing. Laboratory histopathology. Woods, A., Ellis, R. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Histochemistry, theoretical and applied. Pearse, A. , Churchill Livingstone. London. (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Intraperitoneal Glucose Tolerance TestLung Function MeasurementLung FixationObesity MetabolismAirway ResistanceRespiratory System ComplianceTracheal IntubationMethacholine ChallengeHistological AssessmentPressure Fixation

Related Articles