Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Transplantatie van stamcellen adipeus weefsel afkomstige blad om lekkage na gedeeltelijke Colectomy in een Rat-Model

7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/57213

⸱

11 augustus 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Clinical Sciences of Companion Animals, Faculty of Veterinary Medicine, Utrecht University, 2Department of Otorhinolaryngology, Erasmus MC University Medical Center, 3Department of Clinical Sciences and Public Health, Faculty of Veterinary Science, Mahidol University, 4Department of Surgery, Erasmus MC University Medical Center, 5Department of Orthopaedics, Erasmus MC University Medical Center, 6Hill's Pet Nutrition Inc.

In dit artikel

Samenvatting

De voorbereiding en de transplantatie van vetweefsel afgeleid cel van de stam (ASC) bladen op onvoldoende ingehecht colorectal anastomoses in een rat-model wordt gepresenteerd. Deze nieuwe aanvraag blijkt dat ASC bladen colorectal wapendrager lekkage kunnen verminderen.

Samenvatting

Anastomotic lekkage is een rampzalige complicatie na colorectale chirurgie. Hoewel de huidige methoden voor de preventie van de lekkage hebben verschillende niveaus van klinische werkzaamheid, zijn ze tot nu onvolmaakte oplossingen. Stamcel therapie met behulp van ASC bladen kan een oplossing bieden voor dit probleem. ASC's worden beschouwd als zo veelbelovende kandidaten voor de bevordering van genezing vanwege hun trofische en immunomodulerende eigenschappen weefsel. Hier bieden we methoden voor het produceren van high-density ASC bladen, die op een colorectale anastomosis in een rat-model om de lekkage worden getransplanteerd. ASC's gevormd cel bladen in thermo-responsieve cultuur gerechten die gemakkelijk kunnen worden losgemaakt. Op de dag van de transplantatie, werd een gedeeltelijke colectomy met een 5-hechtdraad colorectal wapendrager uitgevoerd. Dieren werden onmiddellijk getransplanteerd met 1 ASC blad per rat. ASC bladen nageleefd spontaan de wapendrager zonder lijm, Sutuur (geologie) of een biomaterial. Dierlijke groepen werden opgeofferd 3 en 7 dagen postoperatief. Vergeleken met getransplanteerde dieren, was de incidentie van anastomotic abcessen en lekkage hoger in de controledieren. In ons model de transplantatie van ASC vellen na colorectale wapendrager was succesvol en gekoppeld aan een lager tarief van de lekkage.

Inleiding

Gedeeltelijke colectomy met een primaire anastomose is een vaak uitgevoerde operatie die kan worden gedaan voor vele ziekten van de dikke darm zoals colorectal kanker, ziekte van Crohn en diverticulitis1,2. De meest gevreesde complicatie na colorectale wapendrager anastomotic lekkage3 is. Hoewel verschillende risicofactoren die met anastomotic lekken zijn vastgesteld, blijven oplossingen ter voorkoming van lekkage unkown4,5.

Adipeus weefsel-afgeleide stromale cellen (ASC's) worden geassocieerd met anti-inflammatoire en trofische eigenschappen6,7, waardoor deze cellen veelbelovende kandidaten voor regeneratieve therapie8. De effectiviteit van ASC's ter bevordering van genezing van weefsel was te zien in verschillende weefsels zoals cardiale spier, huid en slokdarm9,10,11,12,13. Echter, er zijn weinig rapporten over het gebruik van ASC's ter bevordering van de intestinale genezing. Lokale transplantatie van ASC's aan experimentele colorectal anastomoses via ASC beklede biosutures of serosal injecties van ASC's belette niet dat anastomotic lekkage ondanks een gunstiger anastomotic toonden ofwel geen verbetering in de genezing van14 genezing van15.

Lokale transplantatie van ASC's in suspensie of gecombineerd met biomaterialen kunnen worden gekoppeld aan onvoldoende cel retentie of een gebrekkige verdeling van getransplanteerde cellen11. Cel blad technologie16,17 biedt een innovatieve methode van ASC levering18,19. Dus, in een eerdere studie, een nieuwe benadering werd voorgesteld in welke ASC's georganiseerd in een cel blad kan worden toegepast op experimentele colorectal wapendrager20. Deze studie aangetoond dat ASC blad transplantatie succesvol is in het terugdringen van colorectale wapendrager lekkage na gedeeltelijke colectomy in een rat-model. Dit artikel meldt ASC blad voorbereiding en chirurgische transplantatie techniek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Subcutane abdominale adipeus weefsel is verkregen uit menselijke donors met goedkeuring van de medisch ethische Commissie (MEC-2014-092 van de #), Erasmus MC universitair medisch centrum, Rotterdam, Nederland. Alle dierproeven werden goedgekeurd door de ethische commissie van dier experimenten, Erasmus MC, universitair medisch centrum, Rotterdam, Nederland (133-14-01).

1. menselijke ASC's isolatie en cultuur

  1. 3 mL van isolatie medium voorbereiden op 1 g van vetweefsel. Mix lage glucose Dulbecco is bewerkt Eagle's medium (LG-DMEM) met 10 g/L boviene Serum albumine (BSA) en 1 g/L collagenase type 1.
  2. Ontleden van menselijke buik onderhuids vetweefsel (n = 8, alle vrouwelijke, gemiddelde leeftijd 40 ± 9 jaar oud) te kleine stukken (0.5 cm) met behulp van een steriele chirurgische mes grootte 10, Adson-bruine weefsel pincet en Metzenbaum schaar in een steriele biologische SafetyCabinet.
  3. Bewaar het ontleed weefsel in een steriele glazen fles voor de opslag van de media. Weeg de totale hoeveelheid ontleed weefsel en de spijsvertering te beginnen met het medium bereid isolatie (50 g adipeus weefsel met 150 mL van isolatie medium per fles). Het protocol kan hier worden onderbroken doordat de fles met de ontleed adipeus weefsel en isolatie medium bij 4 ° C op een mixer roller's nachts. Dan prewarm de fles de volgende dag naar kamer temperatuur 25 ° C gedurende 15 minuten voordat u verdergaat met de volgende stap.
    Opmerking: Subcutane abdominale adipeus weefsel was als overgebleven materiaal van donors verlangde een borst reconstructie-operatie ondergaan met goedkeuring van het Erasmus MC medisch ethische Commissie (# MEC-200) en volgens de Code of Conduct: "goede secundaire gebruik van menselijk weefsel"(< http://www.federa.org>). Overgebleven adipeus weefsel werd alleen gebruikt van donoren die niet opt-out naar secundair gebruik.
  4. Verteren de ontleed adipeus weefsel in een steriele media opslag fles in een shaker-incubator bij 150 rpm en 37 ° C gedurende 1 uur.
  5. Verdeel de verteerd oplossing in 50 mL tubes en de buizen voor 10 min op 390 x g centrifugeren.
  6. Bereiden kweekmedium: LG-DMEM aangevuld met 10% foetale runderserum (FBS) en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B.
  7. Na het centrifugeren, verwijder het supernatant en resuspendeer de pellet cel in 20 mL gestolde voedingsbodem (LG-DMEM aangevuld met 10% foetale runderserum (FBS) en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B). De cellen opnieuw voor 5 min op 390 x g centrifugeren en verwijder de bovendrijvende substantie.
  8. Resuspendeer de pellet cel met 10 mL gestolde voedingsbodem (LG-DMEM aangevuld met 10% FBS en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B) en filtreer de celsuspensie door een 100 µm filter.
  9. 50 µL van 3% azijnzuur/methyleen blauw oplossing (voor lysis van de rode bloedcellen) toevoegen aan 50 µL celsuspensie, meng de oplossing en de cellen tellen met 10 µL. Cel tellen met een hemocytometer uit te voeren. Vervolgens plaat de cellen bij een dichtheid van 40.000 cellen/cm2 in een kweekvloeistof (LG-DMEM aangevuld met 30% FBS en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B).
  10. Incubeer de cellen bij 37 ° C in een vochtige atmosfeer met 5% CO2 gedurende 24 uur.
  11. Na de incubatie, wassen de cellen met warm (37 ° C) fosfaat zoutoplossing (PBS) cel puin verwijderen en vervangen van de media met 10% FBS kweekmedium gebufferde met vers toegevoegd ascorbinezuur-2-fosfaat (25 µg/mL) en menselijke recombinante fibroblast groei factor 2 (FGF2, 1 ng/mL).
  12. Subcultuur ASC's bij 90% samenvloeiing met behulp van de standaard 0.25% trypsine EDTA-oplossing (3 mL voor een T175 kolf). Na 3-5 min, neutraliseren de 0,25% trypsine EDTA-oplossing met 10 mL gestolde voedingsbodem (LG-DMEM aangevuld met 10% FBS en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B).
    Opmerking: Stroom cytometry analyse met behulp van gemeenschappelijke ASC oppervlakte markeringen en tri-bloedlijn differentiatie testen werden uitgevoerd eerder en geopenbaard dat ASC's geïsoleerd met behulp van dit protocol weergegeven ASC specificiteit21,22.
  13. De cellen met 10 mL gestolde voedingsbodem (LG-DMEM aangevuld met 10% FBS en 50 µg Mo/mL gentamicine 1,5 µg/mL ampothericin B) voor een T175 kolf wassen en centrifugeren van de cellen gedurende 8 minuten op 250 x g. Verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen in 1 mL gestolde voedingsbodem. Telt de cellen met een hemocytometer.
  14. Plaat van de cellen in de T175 cultuur kolven bij een dichtheid van 8.000 cellen/cm2.
  15. Het bevriezen van de resterende ASC's in vloeibare stikstof met 10% dimethylsulfoxide (DMSO) in een kweekvloeistof voor verder gebruik.

2. ASC blad voorbereiding

  1. Vooraf jas thermo-responsieve cultuur gerechten (3,5 cm doorsnede) met 1 mL FBS, dan plaatst u de gerechten in een incubator bij 37 ° C gedurende ten minste 30 minuten vóór het zaaien van de cel.
  2. Trypsinize ASC's met behulp van de standaard 0.25% trypsine EDTA-oplossing gedurende 3-5 min. (3 mL voor een T175 cultuur kolf). Als er klontjes cel na trypsinebehandeling, filteren de cellen door een 100 µm filter voordat het tellen.
  3. Neutraliseren van de trypsine oplossing met LG-DMEM aangevuld met 10% FBS (10 mL voor een T175 kolf) en centrifuge de celsuspensie voor 8 min op 250 x g. Verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen in 1 mL LG-DMEM aangevuld met 10% FBS.
  4. Na de coating van de thermo-responsieve cultuur-gerechten met de FBS, de gerechten uit de incubator naar een opwarming van de aarde plaat bij 37 ° C en FBS verwijderen uit de schotel.
  5. Zaad ASC's op 400.000 cellen/cm2 (in totaal, 3,52 × 106 cellen verdund in 2 mL gestolde voedingsbodem per schotel).
  6. Zorgvuldig de cellen zo gelijkmatig verdelen mogelijk door zachtjes swingende de schotel.
  7. Cultuur ASC bladen voor 48 uur bij 37 ° C in een vochtige atmosfeer met 5% CO2.
    Opmerking: Probeer te minimaliseren de deur van de incubator na het zaaien van ASC's om te voorkomen dat de temperatuur druppels die kunnen interfereren met ASC vel vorming of voortijdige detachement van gevormde ASC vellen.

3. gedeeltelijke Colectomy en colorectale wapendrager

  1. Induceren en onderhouden van mannelijke Wistar ratten (gewicht tussen 250-350 g) met 1 L/min van Isofluraan (1.5-5%)/oxygen inademing en injecteren van 0,05 mg/kg buprenorfine intramuscularly.
  2. Zodra de dieren onder narcose zijn, verdoving diepte met behulp van reflex testen te beoordelen. Vitamine A met oog zalf toepassen in de ogen te voorkomen van droogte. Wanneer de verdoving wordt beschouwd als voldoende voor chirurgie, aseptisch bereiden de buik door scheren haren en bespuiting van het chirurgische gebied tweemaal met 70% ethanol. Drape de buik met steriel papier gordijnen. Gebruik een aseptische techniek en handhaven van de steriele veld tijdens de hele chirurgische ingreep.
  3. Maken van een incisie middellijn abdominale van 5 cm met een steriele chirurgische mes grootte 10 en uitbreiden van de incisie met Metzenbaum schaar. Identificeren en exteriorize van de dikke darm en verpakken van de dikke darm af van de rest van de buikholte met zoute bevochtigd gauzes. Identificeren van de juiste, Midden en onverbloemd koliek slagaders in het mesenterium verliet ontleden rond elk vaartuig met behulp van Halsted mug en afbinden van individuele vaartuigen met niet-absorbeerbare gevlochten zijde 4/0.
  4. Isoleren van het Colon segment tussen 1,0 cm aborally tot de blindedarm en 0,5 cm boven de caudal mesenterische slagader. Transect via gezonde dubbelpunt met behulp van Metzenbaum-schaar. Na de resectie van het Colon segment, samenbrengen van de proximale en distale uiteinden van de dikke darm door de invoering van twee lange katoenen wissers trans-anaal door de distale dikke darm en vervolgens naar het einde van de proximale dikke darm.
  5. Maak een chirurgische Microscoop met een onvoldoende sutured end-to-end wapendrager door één-laag omkeren wordt met behulp van 5 onderbroken hechtingen (niet-absorbeerbare monofilamenten polyamide 8/0). Plaats de onderbroken hechtingen door alle lagen van de wand van de dikke darm en plaats de knopen extraluminally.
  6. Verdeel de rats willekeurig in de controle of ASC blad groep.

4. ASC blad transplantatie

  1. Laat de gerechten van de cultuur om af te koelen tot kamertemperatuur 40 min vóór in vivo transplantatie, ter vergemakkelijking van de ASC blad detachement.
    Opmerking: Na het Detachement, ASC bladen krimpen tot ongeveer 2 cm in diameter. ASC blad levensvatbaarheid blijft hoog voor ten minste 3-6 uur na de detachement20.
  2. Verwijder de kweekmedium en vervang het met 1 mL serum Gratis LG-DMEM.
  3. Zachtjes pak van de randen van het ASC blad met een atraumatische Tang en plaats de schotel-kant van het blad van de ASC op de top van de anastomotic lijn.
  4. Zorgvuldig stuk uit de ASC blad ongeveer 0,25 cm boven en onder de anastomotic lijn met behulp van de atraumatische pincet en wrap het blad rond de dikke darm. Til de dikke darm tot wrap de ASC blad rond de dorsale zijde.
    Opmerking: ASC vellen aanhangen spontaan de anastomotic lijn, er is geen noodzaak om het gebruik van weefsel lijm of elke andere biomaterial. De controlegroep krijgt geen extra behandeling.
  5. Verwijder de swabs van katoen en wijzigen van de handschoenen en instrumenten. Vervang de dubbele punt in de buik. Sluiten de buik-linea alba met één laag uitgevoerd met behulp van hechtingen absorbeerbare gevlochten polyglycolic zuur 5/0. Suture van de subcutis en de cutis samen in één laag uitgevoerd met behulp van hechtingen absorbeerbare gevlochten polyglycolic zuur 5/0.

5. post-operatieve evaluatie en Follow-up

  1. Onmiddellijk hydrateren de dieren met een subcutane injectie 5 mL warme zoutoplossing postoperatief. Plaats de dieren onder een warmte lamp te handhaven van de lichaamstemperatuur en de vitale tekenen volgen totdat dieren weer voldoende bewustzijn te handhaven sternale lighouding.
    Opmerking: Dieren die een operatie had ondergaan werden niet teruggegeven aan het gezelschap van andere dieren tot volledig hersteld. Na herstel, kunt u gratis toegang tot water en gewone rat chow. Voor post chirurgische pijn, beheren buprenorfine 0,05 mg/kg subcutaan elke 6-8 h voor 3 dagen. Geen antibiotica werden toegediend op elk gewenst moment in deze studie.
  2. Dagelijkse klinische evaluaties van wellness- en gewicht te verkrijgen. In geval van een zeer lage Wellness-score of ernstig gewichtsverlies, moeten de dieren worden euthanized door exsanguination via cardiale punctie terwijl nog steeds onder verdoving.
  3. Op postoperatieve dag 3 of dag 7, anesthetize de ratten weer met 1 L/min. van Isofluraan (1.5-5%)/oxygen inademing zonder buprenorfine, en het uitvoeren van een re-laparotomie met een U-vormige insnijding. Controleer de buik op de tekenen van peritonitis, strictuur, vezelig verklevingen en de aanwezigheid van abcessen. Score van de ernst van verklevingen en abces in de buik en op het anastomotic gebied.
  4. Bepaal de anastomotic barst druk door de toediening van lucht in een gesloten segment van de dikke darm met inbegrip van de anastomose. Het opnemen van de luchtdruk en de plaats van de breuk wanneer de eerste lucht lekken als barstdruk.
  5. De dikke darm uit elk geofferde dier te verwijderen en monteren van het gesneden segment van de dikke darm - bevattende de colorectale wapendrager - met 4% gebufferd formaldehyde, na door paraffine insluiten en snijden van de dikke darm in 4 μm dik secties.
  6. De dieren terwijl onder verdoving euthanaseren direct na het verzamelen van de anastomose segment door exsanguination via cardiale punctie. Dier dood met de afwezigheid van de ademhaling, beweging en een hartslag te bevestigen.
  7. Histochemische technieken zoals haematoxyline en eosine en Picro Sirius rode en immunohistochemische technieken met antilichamen tegen menselijke mitochondriën, rat endotheliale cellen (anti-CD34) en de cellen van het immuunsysteem (CD3 +, CD163 +) uitvoeren.
  8. Digitaliseren van de dia's voor geautomatiseerde analyse en vergelijk de dierlijke groepen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een stroomschema van deze studie afschilderend zowel ASC blad cultuur en de procedure voor dubbele punt resectie en wapendrager is afgebeeld in Figuur 1. Figuur 2 toont ASC blad microscopische morfologie en het macroscopische uiterlijk van de ASC-vel tijdens en na het detachement. Figuur 3 toont de verschillende stappen van ASC blad detachement en -transplantatie. Figuur 4

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Anastomotic lekkage is de meest ernstig ongewenst voorval na resectie van de dikke darm met een primaire anastomose. Optimale technieken ter voorkoming van verstoring van de anastomotic en lekkage zijn nog steeds ontbreekt. Lokale toepassing van een matrix van biomaterialen verricht, met wisselende resultaten25,-26,27. Het doel van celtherapieën is om weefselherstel door vervanging van het weefsel of het stimuleren van lokale ge...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat het onderzoek werd uitgevoerd bij gebrek aan een commerciële of financiële relatie die zou kunnen worden opgevat als een mogelijke belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs zijn dankbaar Prof. Dr. S.E.R. Hovius, Dr. M.A.M. Mureau en alle chirurgen van de Vakgroep plastische chirurgie voor het verzamelen van onderhuids vetweefsel. P. Sukho wordt ondersteund door een subsidie van de Nederlandse Fellowship program (NFP-12/435), tijdens de uitvoering van de studie. Y.M. Bastiaansen-Jenniskens wordt ondersteund door subsidies van de Nederlandse stichting van de artritis (LP11).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
LG DMEMGibco, Life technologies22320022ASC isolatie en cultuur
Collagenase type IGibco, Life technologies17100-01ASC Isolatie
Bovine Serum AlbuminSigma-AldrichA9418ASC Isolatie
Fetal bovine serumGibco, Life technologies10270-106FBS, ASC isolatie en cultuur
3% azijnzuur met methyleenblauwStemcell Technologies7060ASC Isolatie
GentamicinGibco, Life technologies15750-037ASC isolatie en cultuur
Amphotericin BGibco, Life technologies15290-018ASC isolatie en cultuur
Shaker (Gallenkamp Environmental Shaker Model 10X 400)Akribis ScientificF240ASC Isolatie
CentrifugeHettichlabRotina380ASC isolatie en cultuur
Fosfaat buffer oplossingGibco, Life technologies14190-094PBS, ASC isolatie en cultuur
Ascorbinezuur-2-fosfaatSigma-AldrichA8960ASC isolatie en cultuur
Human recombinant fibroblast growth factor 2AbD SerotecAF-100-15FGF2, ASC isolatie en cultuur
Trypsine EDTAGibco, Life technologies25200-056ASC cultuur
Dimethyl sulfoxideSigma-AldrichD2650-5xDMSO, ASC bevriezing
Thermo-responsieve kweekschotelsNunc Thermo scientific174904ASC sheet bereiding
Niet-absorbeerbare gevlochten zijde 4/0B Braun21151042chirurgie
Niet-absorbeerbare monofilament polyamide 8/0B BraunG1118170chirurgie
Absorbeerbare gevlochten polyglycolzuur 5/0B BraunC1048207chirurgie

Referenties

  1. Kawahara, H., et al. Single-incision laparoscopic right colectomy for recurrent Crohn's disease. Hepatogastroenterology. 57 (102-103), 1170-1172 (2010).
  2. Saia, M., Buja, A., Mantoan, D., Agresta, F., Baldo, V. Colon Cancer Surgery: A Retrospective Study Based on a Large Administrative Database. Surg Laparo Endo Per. 26 (6), e126-e131 (2016).
  3. Snijders, H. S., et al. Meta-analysis of the risk for anastomotic leakage, the postoperative mortality caused by leakage in relation to the overall postoperative mortality. Eur J Surg Oncol. 38 (11), 1013-1019 (2012).
  4. Daams, F., Luyer, M., Lange, J. F. Colorectal anastomotic leakage: aspects of prevention, detection and treatment. World J Gastroentero. 19 (15), 2293-2297 (2013).
  5. Testini, M., et al. Bovine pericardium patch wrapping intestinal anastomosis improves healing process and prevents leakage in a pig model. PLoS One. 9 (1), e86627(2014).
  6. Kilroy, G. E., et al. Cytokine profile of human adipose-derived stem cells: expression of angiogenic, hematopoietic, and pro-inflammatory factors. J Cell Physiol. 212 (3), 702-709 (2007).
  7. Mussano, F., et al. Growth Factor Profile Characterization of Undifferentiated and Osteoinduced Human Adipose-Derived Stem Cells. Stem Cells Int. , 6202783(2017).
  8. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  9. Shudo, Y., et al. Addition of mesenchymal stem cells enhances the therapeutic effects of skeletal myoblast cell-sheet transplantation in a rat ischemic cardiomyopathy model. Tissue Eng Pt A. 20 (3-4), 728-739 (2014).
  10. Otsuki, Y., et al. Adipose stem cell sheets improved cardiac function in the rat myocardial infarction, but did not alter cardiac contractile responses to beta-adrenergic stimulation. Biomed Res. 36 (1), 11-19 (2015).
  11. Hamdi, H., et al. Epicardial adipose stem cell sheets results in greater post-infarction survival than intramyocardial injections. Cardiovasc Res. 91 (3), 483-491 (2011).
  12. Cerqueira, M. T., et al. Human adipose stem cells cell sheet constructs impact epidermal morphogenesis in full-thickness excisional wounds. Biomacromolecules. 14 (11), 3997-4008 (2013).
  13. Perrod, G., et al. Cell Sheet Transplantation for Esophageal Stricture Prevention after Endoscopic Submucosal Dissection in a Porcine Model. PLoS One. 11 (3), e0148249(2016).
  14. Pascual, I., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cells in biosutures do not improve healing of experimental colonic anastomoses. Brit J Surg. 95 (9), 1180-1184 (2008).
  15. Yoo, J. H., et al. Adipose-tissue-derived Stem Cells Enhance the Healing of Ischemic Colonic Anastomoses: An Experimental Study in Rats. J Korean Soc Coloproctol. 28 (3), 132-139 (2012).
  16. Okano, T. Cell sheet engineering. Rinsho Shinkeigaku. 46 (11), 795-798 (2006).
  17. Chen, G., et al. Application of the cell sheet technique in tissue engineering. Biomed Rep. 3 (6), 749-757 (2015).
  18. Labbe, B., Marceau-Fortier, G., Fradette, J. Cell sheet technology for tissue engineering: the self-assembly approach using adipose-derived stromal cells. Methods Mol Biol. 702, 429-441 (2011).
  19. Sukho, P., et al. Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet Application for Tissue Healing In Vivo: A Systematic Review. Tissue Eng Part B-Re. , (2017).
  20. Sukho, P., et al. Effects of adipose stem cell sheets on colon anastomotic leakage in an experimental model: Proof of principle. Biomaterials. 140, 69-78 (2017).
  21. Verseijden, F., et al. Angiogenic capacity of human adipose-derived stromal cells during adipogenic differentiation: an in vitro study. Tissue Eng Pt A. 15 (2), 445-452 (2009).
  22. Sukho, P., et al. Effect of Cell Seeding Density and Inflammatory Cytokines on Adipose Tissue-Derived Stem Cells: an in Vitro Study. Stem Cell Rev. 13 (2), 267-277 (2017).
  23. Surface, N. U. Cell Harvesting by Temperature Reduction. , Available from: https://tools.thermofisher.com/content/sfs/brochures/AppNote-Nunc-UpCell-N20230.pdf (2008).
  24. Wu, Z., et al. Colorectal anastomotic leakage caused by insufficient suturing after partial colectomy: a new experimental model. Surg Infect (Larchmt). 15 (6), 733-738 (2014).
  25. Wu, Z., et al. Reducing colorectal anastomotic leakage with tissue adhesive in experimental inflammatory bowel disease. Inflamm Bowel Dis. 21 (5), 1038-1046 (2015).
  26. Servier. Smart servier medical art. , http://smart.servier.com (2017).
  27. Wu, Z., et al. Reducing anastomotic leakage by reinforcement of colorectal anastomosis with cyanoacrylate glue. Eur Surg Res. 50 (3-4), 255-261 (2013).
  28. Aysan, E., Dincel, O., Bektas, H., Alkan, M. Polypropylene mesh covered colonic anastomosis. Results of a new anastomosis technique. Int J Surg. 6 (3), 224-229 (2008).
  29. Suarez-Grau, J. M., et al. Fibrinogen-thrombin collagen patch reinforcement of high-risk colonic anastomoses in rats. World J Gastrointest Surg. 8 (9), 627-633 (2016).
  30. Kobayashi, J., Okano, T. Fabrication of a thermoresponsive cell culture dish: a key technology for cell sheet tissue engineering. Sci Technol Adv Mat. 11 (1), 014111(2010).
  31. Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine. J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).
  32. Miyahara, Y., et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).
  33. Makarevich, P. I., et al. Enhanced angiogenesis in ischemic skeletal muscle after transplantation of cell sheets from baculovirus-transduced adipose-derived stromal cells expressing VEGF165. Stem Cell Res Ther. 6, 204(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Stamcellen uit vetweefseltransplantatie van ASC cellagencolorectale anastomosethermo responsieve kweekschalenlosmaken van cellagenpreventie van anastomoselekkageisolatie van de stromale vasculaire fractietellen van cellen met een hemocytometer
Transplantatie van stamcellen adipeus weefsel afkomstige blad om lekkage na gedeeltelijke Colectomy in een Rat-Model
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.