Dit protocol beschrijft het gebruik van een lichaam samenstelling analyzer en metabole dierlijke controlesysteem te karakteriseren lichaamssamenstelling en metabole parameters in muizen. Een model van de obesitas geïnduceerd door vetrijke voeding wordt gebruikt als een voorbeeld voor de toepassing van deze technieken.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Lichaamssamenstelling en metabole kooien analyse in hoge vet Fed muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Wijzigingen in de samenstelling van het lichaam (vet of mager massa), metabole parameters zoals gehele lichaam zuurstofverbruik, energie-uitgaven, en het gebruik van substraat, en gedragingen zoals voedselinname en lichaamsbeweging kunnen geven belangrijke informatie met betrekking tot de onderliggende mechanismen van ziekte. Gezien het belang van de lichaamssamenstelling en metabolisme aan de ontwikkeling van obesitas en haar latere gevolgen, is het nodig om nauwkeurige maatregelen van deze parameters in de instelling van de pre-klinisch onderzoek. Vooruitgang in de technologie de afgelopen decennia hebben het mogelijk gemaakt te ontlenen deze maatregelen in knaagdier modellen in een niet-invasieve en longitudinale mode. Daarom zijn deze metabole maatregelen nuttig gebleken bij de beoordeling van de reactie van genetische manipulaties (bijvoorbeeld afvalrace of transgene muizen, knock-down virale of overexpressie van genen), experimentele drug/samengestelde screening en dieet, gedrags- of fysieke activiteit interventies. Hierin beschrijven we de protocollen die worden gebruikt voor het meten van de lichaamssamenstelling en metabole parameters met behulp van een dier monitoringsysteem in chow-gevoed en hoog vet dieet-gevoed muizen.
Inleiding
Metabolisme ondersteunt vele aspecten van de normale cellulaire, orgel en fysiologie van het gehele lichaam. Bijgevolg, in de omgeving van verschillende aandoeningen, verbouwingen aan metabolisme kunnen rechtstreeks bijdragen tot de onderliggende aandoening of ongunstig kunnen worden beïnvloed als een neveneffect van de pathologie. Traditioneel, zijn metabole onderzoek en studies in de energiebalans geconcentreerd op het gebied van obesitas en verwante aandoeningen zoals insulineresistentie, pre diabetes, glucose-intolerantie, hart-en vaatziekten en diabetes. Dit onderzoek gerechtvaardigd is gezien de toenemende prevalentie van dergelijke voorwaarden wereldwijd en het individu, maatschappelijke, en economische kosten deze voorwaarden toebrengen. Als zodanig, de ontwikkeling van preventiestrategieën en nieuw therapeutics doel obesitas is een voortdurende doel in onderzoekslaboratoria over de hele wereld en preklinische Muismodellen zijn zwaar ingeroepen voor deze studies.
Terwijl weegt muizen en een betrouwbare beoordeling van gewichtstoename of -verlies biedt, biedt het geen een uitsplitsing van de verschillende componenten die deel van het gehele lichaam samenstelling (vet massa, vetvrije massa, gratis water evenals andere onderdelen zoals bont en klauwen uitmaken). Het gewicht voor dikke pads op de voltooiing van de studies, zodra de muis overleden is een nauwkeurige maatstaf voor verschillende vet depots, maar kan alleen gegevens leveren voor een enkel tijdstip. Dientengevolge, is het vaak nodig om te schrijven meerdere cohorten voor het onderzoek naar de ontwikkeling van obesitas in tijd, aanzienlijk meer dierlijke, tijd en kosten. Het gebruik van dual-energy X-ray absorptiometrie (DEXA) biedt een aanpak om te beoordelen lichaam vet en mager weefsel inhoud en de onderzoeker om gegevens in een longitudinale mode te verkrijgen. Echter, de procedure vereist muizen narcose1, en herhaalde aanvallen van anesthesie kunnen beïnvloeden de ophoping van vetweefsel invloed hebben of andere aspecten van metabole verordening. EchoMRI maakt gebruik van nucleaire magnetische resonantie-relaxometry voor het meten van vet en magere massa, gratis water en totale vochtgehalte. Dit is haalbaar als gevolg van de oprichting van het contrast tussen de verschillende weefsel componenten, met verschillen in de duur, de amplitude en de ruimtelijke spreiding van de gegenereerde radiofrequenties, waardoor de afbakening en de kwantificering van elk weefseltype. Deze techniek is voordelig als het is niet-invasief, snelle, eenvoudige, geen verdoving of straling vereist, en, nog belangrijker is, is positief gevalideerd tegen chemische analyse2.
Een belangrijke overweging van obesitas en verwant onderzoek is de energie-balans-vergelijking. Terwijl vet accumulatie is ingewikkelder dan puur de energie in (voedselinname) versus energie uit (energie-uitgaven), zijn ze belangrijke factoren om te kunnen meten. Dagelijkse energie-uitgaven is het totaal van vier verschillende onderdelen: (1) basale energie-uitgaven (rust stofwisseling); (2) de energie-uitgaven als gevolg van het thermische effect van voedselconsumptie; (3) de energie die nodig is voor thermoregulatie; en (4) de energie besteed aan lichaamsbeweging. Zoals energie-uitgaven warmte genereert, kan warmteproductie meten door een dier (bekend als directe calorimetrie) worden gebruikt ter beoordeling van de energie-uitgaven. U kunt ook meting van geïnspireerd en verlopen concentraties van O2 en CO2, zodat voor de bepaling van het gehele lichaam O2 consumptie en CO2 productie, kunnen worden gebruikt als een manier om niet indirect meten (indirecte calorimetrie) warmte productie en dus energie-uitgaven te berekenen. Een toename van de voedselinname of een afname van de energie-uitgaven zullen muizen predisponeren tot gewichtstoename en opmerkingen van veranderingen in deze parameters kunnen leveren nuttige informatie waarschijnlijk mechanismen van actie in bepaalde modellen van obesitas. Een verwante metabole parameter van belang is de respiratoire ruilverhouding (RER), een indicator van het aandeel van substraat/brandstof (dat wil zeggen, koolhydraten of vet) die ondergaat metabolisme en wordt gebruikt om energie te produceren. Bijgevolg, meting van de voedselinname (energieverbruik) gecombineerd met fysieke activiteitenniveaus, O2 consumptie, RER en energie-uitgaven kan bieden een brede kennis van een organisme van metabole profiel. Een methode voor het verzamelen van dergelijke gegevens is het gebruik van een uitgebreide proefdier monitoring systeem (VENUSSCHELPEN), die is gebaseerd op de methode van de indirecte calorimetrie voor het meten van de energie-uitgaven en heeft de toegevoegde mogelijkheden voor het bepalen van de fysieke activiteitenniveaus (bundel einden) en voedselinname via schalen opgenomen in de meting-kamer.
In dit protocol bieden wij een rechttoe-rechtaan-beschrijving van het gebruik van een lichaam samenstelling analyzer te beoordelen van de lichaamssamenstelling in muizen en een metabole dierlijke controlesysteem voor het meten van aspecten van het metabolisme. Overwegingen en beperkingen voor deze technieken zullen worden besproken en voorgestelde methoden voor analyse, interpretatie en gegevensvertegenwoordiging.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle experimenten beschreven werden goedgekeurd door de Alfred medische onderzoek onderwijs Precinct dier ethische Commissie (AMREP AEC) en muizen ontvingen humane zorg in overeenstemming met de nationale gezondheids- en medische onderzoek Raad (NHMRC) van Australië-richtsnoeren inzake Dierlijke proefneming. Dieren werden toegediend van hun voorgeschreven dieet en water ad libitum en ondergebracht in een temperatuur gecontroleerde omgeving (~ 21-22 ° C) met een licht 12 h en 12 h-donker cyclus. Zeven weken oude mannelijke muizen (op de achtergrond van een C57Bl/6J) werden gevoed ofwel gewone normale chow dieet (energie inhoud 14.3 MJ/kg, bestaande uit 76% van kJ uit koolhydraten, 5% vet, 19% eiwit; zie tabel van materialen) of voor vet-voeding deGroep op hoog, een hoog vet dieet (HFD) () energie inhoud 19 MJ/kg, bestaande uit 36% van kJ uit koolhydraten, 43% vet, 21% eiwit, specialiteit Feeds) voor 3 weken. Lichaamsgewicht en lichaam samenstelling metingen met behulp van een EchoMRI machine werden wekelijks gemaakt terwijl de metabole controle analyse plaatsgevonden in een KOKKELS na 3 weken het dieet heeft.
1. lichaam samenstelling Analyzer Procedure
Opmerking: Om optimaal te functioneren, moet de EchoMRI 4-in-1 gebruikt in dit protocol worden opgenomen binnen een ruimte waar de temperatuur van de lucht is stabiel en schommelt niet. Idealiter moet dit voortdurend worden gecontroleerd. Verplaatsen van de machine en onderbrekingen aan de macht moet ook worden vermeden indien mogelijk. Als de voeding is onderbroken en het systeem moet opnieuw worden opgestart, kunt u ten minste 2-3 uur voor de machine om op te warmen voordat u deze opnieuw. Voordat u begint, moet u zorgen dat u het juiste persoonlijke beschermingsmiddelen dragen.
- Vóór het scannen muizen, uitvoeren van een test systeem op het lichaam samenstelling analyzer machine. Dit gaat met behulp van een ijkstandaard (hierna aangeduid als een canola olie systeem test sample (kosten)) voor het testen van de nauwkeurigheid van het instrument en om ervoor te zorgen dat is er geen drift in de juistheid ervan.
- Open de systeemsoftware, vervolgens klikt u op de werkbalkknop System Test of gelijktijdig indrukken van 'Alt + Y'.
- Voordat de systeem-test wordt uitgevoerd door de computer, wacht een herinnering om te verifiëren dat de juiste kosten (in dit geval de muis-specifieke kosten) heeft gelegd binnen de gantry van het systeem ( Figuur 1). Zodra is bevestigd dat dit inderdaad het geval is, accepteren om door te gaan met de test, die enkele minuten in beslag zal nemen.
- Zodra de test systeem is overgegaan, voortzetten voorwaarts scannen.
- Als de systeem-test mislukt, herhaalt u het systeem test.
- Als de machine blijft buiten het bereik (geven dat een afwijking heeft plaatsgevonden), kan de kalibratie nodig om de situatie te verhelpen zijn. Vul dit door de aanwijzingen te volgen of als beschreven in de gebruikershandleiding die op moment van aankoop. Als het probleem zich blijft voordoen, Controleer de handmatige3 of het probleem melden aan het ondersteuningsteam van de fabrikant en zoeken verder instructie.
- Plaats de muizen in een kleine, dierlijke monsterhouder (lange cilinder) om hen opgenomen terwijl het in de machine te houden. Om dit te doen, plaats de houder horizontaal, pak de muis en plaatst u deze in de opening van de cilinderkop eerst. Langzaam en zorgvuldig brengen de houder aan de verticale positie, zodat de muis op de bodem van de cilinder en klaar voor analyse.
- Eenmaal binnen de houder, plaatst u een scheidingsteken als u wilt beperken de bewegingen van de muis tijdens de meetperiode. In sommige gevallen, met uiterst actieve muizen, het mogelijk moet het scheidingsteken op zijn plaats met uw vingertop houden.
Opmerking: Vertrouwd de muizen met plaatsing in de houders van de specimen vóór hun eerste analyse om stress te verminderen. Het gebruik van een rood gekleurde dierlijke monsterhouder kunt ook verminderen de potentiële stressrespons, zoals de muizen voelen dat ze in het donker. - Binnen de software, selecteer een map (map werkbalk) gegevens opslaan naar en maken van een bestandsnaam.
- Indien nodig, de hoeveelheid willekeurige ruis in het vet en mager metingen te verminderen door het verhogen van het aantal primaire ophopingen van de scan. Zodra de software wordt gestart, de primaire ophopingen is ingesteld op een aanbevolen standaardwaarde voor algemene dagelijks gebruik; tenzij er een specifieke reden om te veranderen van deze parameters, zal de standaardinstellingen voor het vereiste niveau van precisie geven aan gebruikers.
- Indien niet geïnteresseerd in het verkrijgen van gegevens voor gratis water en de totale hoeveelheid water, uit te schakelen de water-fase door te selecteren op het tabblad om nee te zeggen. Hierdoor zal significante beperking van de duur van de scan en de doorvoer verbeteren.
- De scan starten door het selecteren van "start scannen" of door op F5 te drukken op het toetsenbord. Alle relevante gegevens over het dier invoeren (bijvoorbeeld dier ID, lichaamsgewicht, enz.) en druk op "ok" of F5 om te beginnen de scan, die ongeveer 1 minuut duurt.
- Nadat de gegevens zijn verkregen, verwijder de dierlijke houder met de muis uit de machine en plaats van het dier terug in zijn kooi. Zodra alle dieren zijn gescand, de gegevens exporteren voor grondigere analyse en betere sortering.
- Vóór en na gebruik grondig schoon de dierlijke houders volgens de instructies van de fabrikant. Als deze houders zijn opgebouwd uit acryl kunststof, isopropyl alcohol en ethyl alcohol moet worden vermeden omdat ze leiden tot kunnen scheuren van de houders en/of snelle verslechtering van de houder, waardoor de kans op breuk. In plaats daarvan gebruik warm afwaswater oplossing, of, als verdere ontsmettingsmiddel vereist is, gebruikt u F10 (bij een verdunning van 1:125) of andere ontsmettingsmiddelen of schoonmaak sprays (Zie Tabel van materialen) en vervolgens veeg af.
2. metabole dier controle systeem Procedure
Opmerking: Het systeem vereist ~ 2 h opwarmen te stabiliseren. Als de machine is uitgeschakeld, moet het worden ingeschakeld om de Zirconia cel die moet worden verwarmd tot 725 ° C. Ook plaatsen wij in het algemeen muizen in de lichaam samenstelling analyzer een dag voorafgaand aan het invoeren van het dier controlesysteem om eventuele problemen met terughoudendheid stress te voorkomen.
- Controleer de computer aangesloten op het dierlijke controle systeem is ingeschakeld en open het programma van het besturingselement. Selecteer de "Utility Oxymax" optie in het menu gereedschap te leiden van de pompen.
- Waterflessen met passende water vullen, wegen en inspecteren van de gezondheid van de muizen en indelen van voedsel. Als de voedselinname te meten in het systeem, kunt u overwegen poederen van het voedsel. Vul de hoppers voedsel door indrukken van de veer platform en tip voedsel in de trechter. Zorg ervoor dat het voedsel hopper en de fles water helemaal vol om ervoor te zorgen dat er genoeg voedsel en water voor het laatst de experimentele spreektijd.
- Controleer de status van de drierite/droogmiddel; Als met behulp van een kleur indicator, moet het zijn blauw en dus droog, maar als het roze/paars, het heeft aanzienlijke vocht absorptie en moet worden vervangen of bijgevuld.
- Controleer de toestand van de ammoniak val en ademkalk en vervang indien nodig. Als de val van ammoniak is verbonden vervangen twee tegelijk, wanneer de tweede val tekenen van een kleurverandering toont, de eerste. Een toename van de CO-2 offset kan ook betekenen dat de noodzaak ter vervanging van de ademkalk.
Opmerking: Droogmiddel kan in een oven gedroogd en opnieuw gebruikt worden, maar we volgen de aanbevelingen van de fabrikant van het systeem te gebruiken verse telkens. - Het monteren van de kamers. Om dit te doen, plaats de trechter van voedsel op het evenwicht, dan plaatst u de vergaderzaal op de top met de geperforeerde platform dat de vloer van de kamer ingevoegd wordt. Zorgvuldig plaatst u de muisaanwijzer in de zaal en bevestig het deksel van het systeem met de voorkant en terug van clips en veilig voordat de waterfles positionering en bevestiging. Als voorzorgsmaatregel, moet u opnieuw alle kamer deksels, muizen en water (figuur 2A-D) controleren.
Opmerking: Afhankelijk van de grootte van de muizen bestudeerd, het kan noodzakelijk zijn om de hoogte van de ruimten boven de hopper voedsel zodat de muizen hebben toegang tot het eten maar niet genoeg ruimte die ze direct bovenop de feeder slapen kunnen. - Zoals het is aanbevolen dat de gas-sensoren voor elk experiment worden gekalibreerd, kalibreert u het systeem.
- Gebruik een gas van bekende samenstelling (0,5% CO2, 20,5% O2, evenwicht stikstof). De gastank kalibratie verbinden met het systeem via een regelgever en slang. Inschakelen en garanderen de tank output druk is het lezen van 5-10 psi.
Opmerking: Sommige systemen zal een tweede tank, slang en regelaar voor gebruik van zuivere stikstof als een "offset" gas hebben. Het systeem dat we opereren in plaats daarvan maakt gebruik van ademkalk voor het genereren van CO2 vrije lucht. - Volgt u de procedures voor het kalibreren van zowel de O-2 en CO2 sensoren. Selecteer "kalibratie" in het menu Extra en achtereenvolgens kalibreren zowel de O-2 en CO2. Voordat het kalibreren ervoor zorgen dat monster 1) en referentie-stromen zijn 0.400 LPM, 2) de Zirconia O2 sensor temperatuur is 725 ° C (± 1 ° C), 3) van het monster en verwijzing drogere en luchtpompen zijn op, en 4) het kalibratiegas is aangesloten en ingeschakeld.
- Indien nodig, bij het kalibreren van de O2 sensor, enigszins past u de offset regelaar op de voorkant van de zuurstofsensor zirconia om een O2 verhouding waarde van 1.0000 (± 0.0002). Dit is om ervoor te zorgen dat er binnen aanvaardbare grenzen (gemarkeerd in groen lettertype in het display van de software op het computerscherm).
- Na succesvolle O2 en CO2 sensor kalibratie, schakelt u de gasfles kalibratie en loskoppelen van de slang van de regulator. Na kalibratie, moeten O2 voor referentie lucht (atmosfeer) lezen 20.92 (± 00.02). Als kalibratie buiten tolerantie, herhalen, en verwijzen naar de gidsen van de fabrikant voor probleemoplossing. Bij gebreke hiervan, contact op met de fabrikant voor nadere instructies.
- Gebruik een gas van bekende samenstelling (0,5% CO2, 20,5% O2, evenwicht stikstof). De gastank kalibratie verbinden met het systeem via een regelgever en slang. Inschakelen en garanderen de tank output druk is het lezen van 5-10 psi.
- Doorgaan met experimentele opstelling. Selecteer "experimentele bestand openen" in het menu van het experiment. Selecteer de juiste sjabloon (bijvoorbeeld muis). Definieer de parameters van het experiment dat moet worden geregistreerd onder de 'setup' in het menu van het experiment (bijvoorbeeld muis ID, gewicht, groep, etc.) deselecteert u alle kamers niet in gebruik en selecteer de locatie voor het experiment om gered te worden.
- Zorg ervoor de schalen hebben zijn getarreerde als het meten van de voedselinname en beginnen met het vastleggen van gegevens door het selecteren van de "Looppas" in het menu van het experiment. Gegevens vastgelegd voor de verschillende lengtes van tijd afhankelijk van het fenotype, institutionele richtsnoeren inzake dierlijke isolatie en systeemgebruik.
Opmerking: In onze handen, het experiment wordt routinematig uitgevoerd gedurende 48 uur, met de eerste 24 h gebruikt als acclimatisatie aan de nieuwe omgeving en de tweede 24 h gebruikt voor data-analyse. De verzamelperiode is gebaseerd op hoe lang de onderzoeker wil houden hun muizen afzonderlijk gehuisvest en dierenethiek goedkeuring afhankelijk. Als alternatief, als bepalingen bestaan, muizen kunnen worden geacclimatiseerd in de kamers voorafgaand aan in het systeem worden geplaatst en aangesloten. Elke kamer is ongeveer eenmaal elke 13 min gemeten wanneer een 12 kamer-systeem in gebruik. - Regelmatig controleren en monitoren van de resultaten die zijn behaald, terwijl de muizen in het systeem zijn om het welzijn van dieren en dat passende gegevens worden verzameld. Elk onderwerp mei zitten kundig worden in dit stadium opgespoord en verholpen. Controleer op elke muis elke ochtend en avond wanneer zij in het systeem zijn.
- Controleer de metabole lusje bij de bovenkant van de pagina bestand gegevens voor de verzamelde gegevens in real-time voor elke muis met betrekking tot de zuurstof verbruik, RER en energie-uitgaven. Ondertussen, beam pauzes en voedselconsumptiegegevens kunnen worden gesitueerd in de tabbladen van de activiteit en voeding, respectievelijk. Controleer of de "O2 In" is het lezen van rond 20.90-20.94, de "CO2 In" is rond 0.040 - 0.050, de RER is tussen 0,7 en 1, en het debiet is constant op 0,5 - 0,6 L/min.
- Controleer dat de muizen toegang tot voedsel en water hebben en dat ze elk consumeren met regelmatige tussenpozen. Zorgen die geen tekenen van nood zoals de graven op de geperforeerde vloer niet demonstreren. Ook het controleren van de resultaten die worden weergegeven.
- Bij de voltooiing van de toegewezen experimentele tijd, selecteer "stop" menu van het experiment en de resultaten exporteren (als CSV-bestand, bestand > exporteren > genereren onderwerp CSV van) voor analyse.
- Inspecteer de gezondheid van de muizen, wegen en vervolgens terug te keren naar hun huis kooien.
- Muizen kunnen worden vijandig tegenover elkaar na scheiding, dus controleren zodra ze weer samen zijn gehuisvest.
- Demonteren van de kooien, het verwijderen van overtollig voedsel uit hoppers en tip ontlasting, urine, en voedsel van de kooien. Onderdompelen van de flessen en sippers in verdunde oplossing van de T-bac, geniet, en schoon van de andere componenten in een verdunde bleekwater oplossing. Spoelen met schoon water en lucht laat droog.
- Berekenen van metabole parameters met de software. De software maakt gebruik van een aantal vergelijkingen te verstrekken van de definitieve gegevens output4.
Voor de berekening van de zuurstof en de CO2-productie: zuurstofverbruik: VO2 (LPM)= VikO2i - VoO2o; Koolstofdioxide productie: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VikCO2i
Waar: Vik = de input ventilatie tarief (LPM), V-o = de uitvoer ventilatie tarief (LPM), O2i = de O2 concentratie aan input, O2o = de O2 concentratie aan output, CO2i = de CO2 concentratie op input, CO2o = de CO2 -concentratie aan uitgang.
Voor de berekening van de RER: RER = VCO2 / VO2. Merk op dat eiwit oxidatie niet gemeten werd en daarom het gen niet werd gecorrigeerd voor dit.
Voor de berekening van energie-uitgaven: energie-uitgaven: CV = 3.815 + 1.232* RER
Warmte (Kcal/h)) = CV * VO2. Waar: CV is de calorische waarde (de relatie tussen de warmte en het volume van zuurstofverbruik). Dit is afgeleid van "The elementen van the Science of Nutrition" de tabel Lusk, samengesteld door Graham Lusk genoemd.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De resultaten gezien in Figuur 3 weergegeven een typische verandering in samenstelling lichaamsparameters op hoge vet voeding, zoals gemeten via EchoMRI. Op basislijn was er geen verschil in elke parameter gemeten (figuur 3A-F). Echter na slechts 1 week hoge vet voeding, was er een aanzienlijke toename in lichaamsgewicht, vet massa, en massale vetpercentage in de HFD-groep (figuur 3A...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Kritische stappen
De hierin beschreven protocollen bieden een voorbeeld van de wijze waarop aan de samenstelling van het lichaam van de maatregel en diverse metabole parameters in muizen met behulp van een lichaam samenstelling analyzer en een metabole dier monitoringsysteem. Voor beide technieken is het van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat de machines optimaal werken, en om dit te doen, het absoluut noodzakelijk is dat de onderzoeker een test systeem voor het lichaam s...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Wij danken het personeel van de Alfred medisch onderzoek en onderwijs Precinct Animal Services (AMREP AS) team voor hun hulp en verzorging van de muizen in deze studie gebruikt en voor de steun van de operationele infrastructuur ondersteunen regeling van de Victoriaanse staat Regering.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 4 in 1 systeem | EchoMRI | 4 in 1 systeem | Whole body composition analyser |
| Canola olie testmonster (COSTS) | EchoMRI | Specifiek voor muizen (neem contact op met het bedrijf voor cat-nummer) | |
| Dierdier proefmonster houder | EchoMRI | 103-E56100R | |
| Delimiter | EchoMRI | 600-E56100D | |
| 12 kamer systeem | Columbus Instruments | Op maat gebouwd | Metabolic Caging System; inclusief besturingsprogramma |
| Drierite | Fisher Scientific | 238988 | CLAMS verbruiksartikel |
| Calibratiegastank | Air Liquide | Op bestelling gemengd | Gas calibratie (0,5% CO2, 20,5% O2, rest stikstof). |
| Normaal voer | Specialty Feeds | Bestraald muis- en rattevoer | |
| Hoog vet voer | Specialty Feeds | SF04-001 | |
| Weegschaal | Mettler Toledo | PL202-S | Weegschaal voor het wegen van muizen |
| TexQ Desinfectiespray | TexWipe | ||
| Waterstofperoxide reinigingsoplossing | TexWipe | TX684 |
Referenties
- Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).
- Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. D. Calibration and validation of EchoMRI whole body composition analysis based on chemical analysis of piglets, in comparison with the same for DXA. Int J Body Compos Res. 8 (1), 17-29 (2010).
- EchoMRI. Software User Manual: Whole body composition analyzer. , (2016).
- Columbus Instruments. Oxymax for Windows User Manual. , September (2014).
- Tschop, M. H., et al. A guide to analysis of mouse energy metabolism. Nat Methods. 9 (1), 57-63 (2011).
- Speakman, J. R. Measuring energy metabolism in the mouse - theoretical, practical, and analytical considerations. Front Physiol. 4, (2013).
- Swoap, S. J., et al. Vagal tone dominates autonomic control of mouse heart rate at thermoneutrality. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (4), H1581-H1588 (2008).
- Tian, X. Y., et al. Thermoneutral housing accelerates metabolic inflammation to potentiate atherosclerosis but not insulin resistance. Cell Metab. 23 (1), 165-178 (2016).
- Giles, D. A., et al. Thermoneutral housing exacerbates nonalcoholic fatty liver disease in mice and allows for sex-independent disease modeling. Nat Med. 23 (7), 829-838 (2017).
- Lee, M. W., et al. Activated type 2 innate lymphoid cells regulate beige fat biogenesis. Cell. 160 (1-2), 74-87 (2015).
- Kusminski, C. M., et al. MitoNEET-driven alterations in adipocyte mitochondrial activity reveal a crucial adaptive process that preserves insulin sensitivity in obesity. Nat Med. 18 (10), 1539-1549 (2012).
- Judex, S., et al. Quantification of adiposity in small rodents using micro-CT. Methods. 50 (1), 14-19 (2010).
- Chaurasia, B., et al. Adipocyte ceramides regulate subcutaneous adipose browning, inflammation, and metabolism. Cell Metab. 24 (6), 820-834 (2016).
- Matthews, V. B., et al. Interleukin-6-deficient mice develop hepatic inflammation and systemic insulin resistance. Diabetologia. 53 (11), 2431-2441 (2010).
- Tschop, M., Smiley, D. L., Heiman, M. L. Ghrelin induces adiposity in rodents. Nature. 407 (6806), 908-913 (2000).
- Garcia, M. C., et al. Mature-onset obesity in interleukin-1 receptor I knockout mice. Diabetes. 55 (5), 1205-1213 (2006).
- Kowalski, G. M., Bruce, C. R. The regulation of glucose metabolism: Implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents. Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).
- McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
