Hier presenteren we een protocol om te evalueren van mondelinge biofilm vorming op titanium en zirconia materialen voor tandheelkundige prothese abutments, met inbegrip van de analyse van de levensvatbaarheid van de bacteriële cellen en morfologische kenmerken. Een in situ -model die samenhangen met krachtige microscopie technieken wordt gebruikt voor de analyse orale biofilm.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Mondelinge Biofilm vorming op verschillende materialen voor tandheelkundige implantaten
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Tandheelkundige implantaten en hun prothesecomponenten zijn gevoelig voor bacteriële kolonisatie en biofilm vorming. Het gebruik van materialen waarmee lage microbiële hechting kan verminderen de prevalentie en de progressie van peri-implantaat ziekten. Met het oog op de mondelinge omgeving complexiteit en orale biofilm heterogeniteit, microscopie technieken nodig zijn die een biofilm analyse van het oppervlak van de tanden en tandheelkundige materialen kunt inschakelen. Dit artikel beschrijft een aantal protocollen ten uitvoer gelegd voor het vergelijken van mondelinge biofilm vorming op titanium en keramische materialen voor prothetische abutments, alsmede de methoden die betrokken zijn bij de mondelinge biofilms analyses de morfologische en cellulair niveau. Het objectmodel in situ te evalueren van mondelinge biofilm vorming op titanium en zirconia materialen voor tandheelkundige prothese abutments, zoals beschreven in deze studie biedt een bevredigende behoud van de 48 h biofilm, waardoor het aantonen van methodologische toereikendheid. Multiphoton microscopie kan de analyse van de vertegenwoordiger van een gebied van de biofilm gevormd op de test-materialen. Verder staat het gebruik van fluorophores en de verwerking van de beelden met behulp van multiphoton microscopie de analyse van de bacteriële levensvatbaarheid in een zeer heterogene populatie van micro-organismen. De voorbereiding van biologische monsters voor elektronenmicroscopie bevordert de structurele behoud van biofilm, afbeeldingen met goede resolutie en geen artefacten.
Inleiding
Bacteriële biofilms zijn complexe, functioneel en structureel georganiseerd microbiële gemeenschappen, gekenmerkt door een verscheidenheid van microbiële soorten die een polymeer van extracellulaire, biologisch actieve matrix1,2te synthetiseren. De bacteriële hechting op biotische of abiotische oppervlakken wordt voorafgegaan door een formatie van de verworven pellicle, voornamelijk bestaande uit speeksel glycoproteïnen1,3,4. Zwakke fysisch-chemische interacties tussen de micro-organismen en de pellicle worden in eerste instantie vastgesteld en gevolgd door sterkere interacties tussen bacteriële adhesines en glycoproteïne receptoren van de verworven pellicle. Microbiële diversiteit stijgt geleidelijk door de coaggregation van secundaire kolonisten aan de receptoren van de al toegevoegde bacteriën, vormen een diepteverschillen Gemeenschap1,3,4, 5.
Homeostase van de mondelinge microbiota en de symbiotische relatie met de host is belangrijk bij het handhaven van de mondgezondheid. De dysbiosis binnen de mondelinge biofilms kan verhogen het risico voor de ontwikkeling van cariës en Parodontitis2,5. Klinische studies tonen aan dat een oorzaak-en-gevolg relatie tussen de accumulatie van biofilm op tanden of tandheelkundige implantaten en de ontwikkeling van gingivitis of peri-implantaat mucositis6,7. De progressie van het inflammatoire proces leidt tot peri-implantitis en het daaruit voortvloeiende verlies van het implantaat8.
Tandheelkundige implantaten en hun prothesecomponenten zijn gevoelig voor bacteriële kolonisatie en biofilm vorming9. Het gebruik van materialen met een chemische samenstelling en de oppervlakte topografie waarmee lage microbiële hechting kan verminderen de prevalentie en de progressie van peri-implantaat ziekten9,10. Titanium is het meest gebruikte materiaal voor de vervaardiging van prothetische abutments voor implantaten; echter, keramische materialen werden onlangs ingevoerd en zijn populariteit als een alternatief voor titanium wint omwille van hun esthetische eigenschappen en biocompatibiliteit11,12. Ook belangrijker, zijn keramische materialen geassocieerd met een zogenaamd verminderde potentieel aan micro-organismen, voornamelijk te wijten aan hun oppervlakteruwheid, bevochtigbaarheid en oppervlakte vrije energie10,13te houden.
In vitro studies hebben bijgedragen tot vooruitgang in het begrip van microbiële hechting prothetische landhoofd oppervlakken9,14,15,16,17. De dynamische omgeving van de mondholte, gekenmerkt door haar variërende temperatuur en de pH en de beschikbaarheid van nutriënten, alsook door de aanwezigheid van shear troepen, is echter niet reproduceerbaar in in vitro experimentele protocollen18, 19. Om dit probleem te verhelpen, is een alternatief het gebruik van in situ modellen van biofilm formatie, die voordelig de driedimensionale structuur voor ex vivo analyse10,20, behoudt 21 , 22 , 23 , 24.
De analyse van de complexe structuur van de biofilm gevormd op mondelinge substraten vereist het gebruik van microscopie technieken staat de weergave van optisch dichte zaak25. Multiphoton laser scanning microscopie is een moderne optie voor biofilm structurele analyse26. Het wordt gekenmerkt door het gebruik van niet-lineaire optica met een verlichting bron dicht bij de infrarood golflengte, gepulseerde tot femtosecondes27. Deze methode is geïndiceerd voor de verwerving van de afbeelding van autofluorescence materialen of materialen gekenmerkt door fluorophores, naast afbeeldingen gegenereerd door niet-lineaire optische signalen afgeleid van een fenomeen dat bekend staat als tweede-harmonische generatie. Onder de voordelen van multiphoton microscopie is de diepte van de grote afbeelding verkregen met de minimumgrootte voor een celschade veroorzaakt door de intensiteit van het licht van excitatie27.
Voor een analyse van de levensvatbaarheid van biofilm op abiotische oppervlakken door multiphoton microscopie, het gebruik van fluorescerend nucleïnezuur kleurstoffen met verschillende spectrale kenmerken en een capaciteit van de penetratie in bacteriecellen is vereist28. Fluorophores SYTO9 (groen-fluorescerende) en propidium jodide (rood-fluorescerende) kunnen worden gebruikt voor een visuele differentiatie tussen levende en dode bacteriën28,29,30. Propidium jodide doordringt enige bacteriën met beschadigde membranen, terwijl SYTO9 bacteriële cellen met een intacte en beschadigde membraan treedt. Wanneer beide kleurstoffen aanwezig in een cel zijn, propidium jodide heeft een grotere affiniteit voor nucleïnezuren en verdringt SYTO9, rode28,30te markeren.
Met het oog op de mondelinge omgeving complexiteit en orale biofilm heterogeniteit, microscopie technieken nodig zijn, die de biofilm analyse van het oppervlak van de tanden en tandheelkundige materialen kunt inschakelen. Dit artikel beschrijft een aantal protocollen ten uitvoer gelegd voor het vergelijken van mondelinge biofilm vorming op titanium en keramische materialen voor prothetische abutments, alsmede de methoden die betrokken zijn bij de mondelinge biofilms analyses de morfologische en cellulair niveau.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Deze studie werd goedgekeurd door de institutionele Review Board van de School voor tandheelkunde van Ribeirão Preto, en de vrijwilligers deelnemer ondertekende schriftelijke toestemming (proces 2011.1.371.583).
1. de Biofilm vorming in Situ
-
Selectie van de deelnemers
- Selecteer patiënten op basis van de volgende criteria: een gezonde persoon met een volledig gebit en geen klinische symptomen van orale ziekten.
- Uitsluiten van patiënten op basis van de volgende Uitsluitingscriteria: zwangerschap, borstvoeding, cariës, parodontale ziekte of behandeling met antibiotica in de laatste 3 maanden, roker of een systemische ziekte die de parodontale status kan beïnvloeden.
-
Voorbereiding van intraoral apparaat
- Record de maxillaire boog door middel van een alginaat indruk.
- Type IV steen voor te bereiden door 19 mL water met 100 g stenen poeder toe te voegen. Giet de steen in de mal alginaat om een model van de maxillaire boog te maken.
- Ontwerpen en fabriceren van een acryl intraoral apparaat ter ondersteuning van de proefstukken (titanium en keramische schijven).
- Fabriceren nulspanningsveilig gespen van NiCr draad (0.7 mm in doorsnede) met behulp van orthodontische tangen #139 en plaats deze op het model. Als u wilt plaatsen de klem tussen de bovenste premolars, buig u één uiteinde van elke draad zodat zij een lus vormen.
- Passen de lus in de regio van de interdentale Papil. Invoegen in de occlusaal, een zachte kromming om niet te bemoeien met de punten van contact en met de occlusie. Maak een 90° vouwen aan het eind van de klem voor een retentie in het acryl.
- Om de klem in de bovenste tweede Kies past, passen de kromming van de draad in de cervicale derde (vestibulaire) aan de contour van de tand (distale) en maak een 90° vouwen aan het eind van de klem voor een retentie in het acryl.
Opmerking: Om te zorgen voor voldoende retentie/stabiliteit naar het intraoral apparaat, de nulspanningsveilig beugels werden gepositioneerd tussen de bovenste premolars en distale aspect van de tweede Kies aan beide zijden van de tandheelkundige boog.
- Manipuleren van de eigen uithardende acryl hars volgens de instructies van de fabrikant en druk op de acryl hars tussen 2 glazen platen (met een 3 mm dikke spacer viel) tijdens de kunststof fase, om een 3 mm dik blad.
- Leg de acrylplaat op de palatale regio van het model, volgens het ontwerp van het apparaat, en versiering uit de overtollige acrylaat hars met een carver, voordat de polymerisatie.
- Fabriceren wax schijven met behulp van een metalen matrix [10 mm diameter, 2 mm dikte (oppervlakte van 78,5 mm2)] door gesmolten wax in de matrix te plaatsen en te wachten voor de wax te stollen. Handmatig insluiten 4 wax schijven in het acryl hars, 2 van hen tussen de premolars en de andere 2 naast de tweede kiezen.
- Laat de acryl hars polymeriseren in een drukvat onder 20 psi van samengeperste lucht gedurende 20 minuten.
- Afwerking van het intraoral apparaat met een elektrische dental lab handinstrument en cutter en het Pools met schurende rubber.
- Stel het apparaat voor een goede pasvorm in de mond met behulp van de hierboven beschreven apparatuur.
- Fabriceren nulspanningsveilig gespen van NiCr draad (0.7 mm in doorsnede) met behulp van orthodontische tangen #139 en plaats deze op het model. Als u wilt plaatsen de klem tussen de bovenste premolars, buig u één uiteinde van elke draad zodat zij een lus vormen.
-
Voorbereiding van de titanium en zirconia specimens
Opmerking: Specimens (n = 14) zijn 10 mm in diameter en 2 mm in dikte en hebben een oppervlakte van 78,5 mm2.- Pools de specimens oppervlakken met watergekoelde sandpapers van afnemende abrasiviteit (600, 1200 en 2000 grit), voor ongeveer 20 min.
Opmerking: Het polijsten van de specimens werd uitgevoerd om te standaardiseren van de oppervlakteruwheid op 0,2 µm. - Reinig en Desinfecteer de specimens en intraoral apparaat met vloeibaar wasmiddel en leidingwater, en gebruik vervolgens een ultrasoonbad isopropyl alcohol voor 15 min. droog ze met absorberend keukenpapier.
- Het herstellen van de specimens in het intraoral mondelinge apparaat met ongeveer 0,1 mL van niet-giftige hot melt lijm (Figuur 1).
- Installeer het apparaat met de modellen in de mondholte.
Opmerking: Het intraoral apparaat met de monsters moet gedurende 48 uur gedragen worden. Het apparaat werd verwijderd en opgeslagen in een fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), terwijl de patiënt was het eten en uitvoeren van mondelinge schoonmaken.
- Pools de specimens oppervlakken met watergekoelde sandpapers van afnemende abrasiviteit (600, 1200 en 2000 grit), voor ongeveer 20 min.
2. beoordeling van bacteriële levensvatbaarheid
Opmerking: Het monster grootte n = 10.
- Bereid een verven-oplossing door het toevoegen van 3 µL van SYTO9 (groene nucleïnezuur fluorescerende kleurstof) en 3 µL van propidium jodide (rode fluorescerende nucleïnezuur kleurstof) aan 1 mL steriel gedistilleerd water.
Opmerking: Bereiden oplossingen beschermd tegen licht. - De specimens overbrengen in een 24-well-plate en ze grondig te wassen met PBS niet-aanhanger cellen verwijderen.
- Voeg het juiste volume (1 mL) van fluorescente kleurstof oplossing ter dekking van de biofilm-bevattende specimen. Voeg de kleurstof zeer zorgvuldig om niet te disorganize de biofilm.
- Incubeer het monster gedurende 20-30 minuten bij kamertemperatuur, beschermd tegen licht.
- Voorzichtig wassen de biofilm monster met steriel gedistilleerd water te verwijderen van de eventuele overtollige kleurstof.
- Plaats van het model in een glazen bodem schotel en multiphoton laser scanning microscopie voor de biofilm analyse uit te voeren.
Opmerking: De analyse van de levensvatbaarheid van de bacteriecellen werd uitgevoerd met behulp van een systeem van multiphoton microscopie. De fluorescentie van propidium jodide werd ontdekt met behulp van een filter met een golflengte van excitatie/emissie van 546/680 nm en 477/600 nm voor de SYTO9. De grootte van de beelden verkregen was 5.16188 x 5.16188 mm, hetgeen overeenkomt met 26.64 mm2 van de totale oppervlakte van elk specimen (78,5 mm2) of 33.94% van de totale oppervlakte. De beelden werden gemaakt van de meest centrale gedeelte van het monster, met een resolutie van 1024 x 1024 pixels. Het rode kanaal en groene kanaal afbeeldingen werden geanalyseerd afzonderlijk met behulp van Fiji software31. Elke cel werd geselecteerd met een selectiegereedschap en de intensiteit van de fluorescentie werd gemeten via de geïntegreerde dichtheid van de pixels, af te trekken van de achtergrond van de afbeelding.
3. analyse van de chemische samenstelling van de de Specimens met energie dispersieve infraroodspectroscopie (EDS)
Opmerking: Het monster grootte n = 3.
- Selecteer 3 exemplaren van elke biofilm-vrije testmateriaal en beoordelen van de chemische samenstelling in 2 verschillende gebieden van elk monster met behulp van een Scannende Elektronen Microscoop gekoppeld aan een dispersief energie-spectrometer, met een electron beam spanning van 10 kV32.
4. morfologische analyse van de bacteriële Biofilm door Scanning elektronen microscopie
Opmerking: Het monster grootte n = 1.
- De biofilm vast door de specimens in 2,5% Glutaaraldehyde verdund in 0,1 M natrium cacodylate buffer, pH 7.0-7.3, gedurende 24 uur onder te dompelen.
- Wassen van het monster in PBS buffer (pH = 7.6).
- Postfix de biofilm met 1% osmium tetroxide gedurende 1 uur.
- Wassen van het monster in PBS buffer (pH = 7.6).
- De biofilm monsters zorgvuldig uitdrogen, houden ze ondergedompeld in toenemende concentraties van ethanol oplossingen (50%, 70%, 90%, 95% en 100%).
Opmerking: Voer 3 uitwisseling van ethanol op een 100% concentratie. De totale uitdroging stap duurt ongeveer 2 h. - Overdracht van de specimens aan het kritieke punt droger en diverse vervangingen laten uitvoeren met kooldioxide (CO2) totdat de specimens zich droog.
- De gedroogde monsters uit het apparaat verwijderen en monteren ze op de Scannende Elektronen Microscoop houders.
- Sputter-vacht een 20 nm laagje goud op het oppervlak van het model voor 120 s.
- Plaats de schijven goud beklede in de zaal scannende elektronen microscoop. Het verkrijgen van afbeeldingen uit 5 verschillende gebieden van elk specimen, op 20-30 kV onder variabele druk en op 650 X vergroting12.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De dichtheid van de kolonisatie van de biofilm na 48u van in situ groei in deze studie werd vertegenwoordigd door het aandeel van de gekoloniseerde gebied op de schijven van het titanium en zirconia ten opzichte van de oppervlakte van het monster met behulp van multiphoton microscopie (op de gescande 26.64 mm2). Figuur 2 geeft de dichtheid van de bacteriële kolonisatie op het oppervlak van de 3 geteste materialen. Een hogere dichtheid van ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het protocol beschreven in deze studie werd ontwikkeld om de vorming van de biofilm op titanium en zirconia materialen voor prothetische abutments, met inbegrip van de analyse van de levensvatbaarheid van de bacteriële cel en morfologische kenmerken te evalueren. Om dit te verwezenlijken, is een model in situ van biofilm formatie ontworpen, bestaande uit een intraoral apparaat in staat om geschikt voor monsters van de test-materialen en houd ze aan de dynamische mondelinge omgeving gedurende 48 uur blootgesteld....
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs bedanken voor zijn genereuze hulp met de EDS en SEM José Augusto Maulin van microscopie intervals laboratorium (School van geneeskunde van Ribeirão Preto) analyses en Hermano Teixeira Machado voor zijn genereuze technische bijstand in de videouitgave.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Hydrogum 5 | Zhermack Dental | C302070 | |
| Durone IV | Dentsply | 17130500002 | |
| NiCr wire | Morelli | 55.01.070 | |
| JET auto polymerizing acrylic | Clássico | ||
| Dental wax | Clássico | ||
| Pressure pot | Essencedental | ||
| Sandpapers 600 grit | NORTON | T216 | |
| Sandpapers 1200 grit | NORTON | T401 | |
| Sandpapers 2000 grit | NORTON | T402 | |
| Metallographic Polishing Machine | Arotec | ||
| Isopropyl alcohol | SIGMA-ALDRICH | W292907 | |
| Hot melt adhesive | TECSIL | PAH M20017 | |
| Filmtracer LIVE/DEAD Biofilm Viability Kit | Invitrogen | L10316 | |
| Pipette Tips, 10 µL | KASVI | K8-10 | |
| Pipette Tips, 1,000 µL | KASVI | K8-1000B | |
| 24-well plate | KASVI | K12-024 | |
| Glass Bottom Dish | Thermo Scientific | 150680 | |
| AxioObserver inverted microscope | ZEISS | ||
| Chameleon vision ii laser | Coherent | ||
| Objective EC Plan-Neofluar 40x/1.30 Oil DIC | ZEISS | 440452-9903-000 | |
| SDD sensors - X-Max 20mm² | Oxford Instruments | ||
| Glutaraldehyde solution | SIGMA-ALDRICH | G5882 | |
| Sodium cacodylate Buffer | SIGMA-ALDRICH | 97068 | |
| Osmium tetroxide | SIGMA-ALDRICH | 201030 | |
| Na2HPO4 | SIGMA-ALDRICH | S9638 | Gebaten voor de bereiding van fosfaat gebufferde zoutoplossing |
| KH2PO4 | SIGMA-ALDRICH | P9791 | |
| NaCl | MERK | 1.06404 | |
| Kcl | SIGMA-ALDRICH | P9333 | |
| Ethanol absolute for analysis EMSURE | MERK | 1.00983 | |
| CPD 030 Critical Point Dryer | BAL-TEC | ||
| JSM-6610 Series Scanning Electron Microscope | JEOL | ||
| SCD 050 Sputter Coater | BAL-TEC |
Referenties
- Do, T., Devine, D., Marsh, P. D. Oral biofilms: molecular analysis, challenges, and future prospects in dental diagnostics. Clinical, Cosmetic and Investigational Dentistry. 5, 11-19 (2013).
- Samaranayake, L., Matsubara, V. H. Normal Oral Flora and the Oral Ecosystem. Dental Clinics of North America. 61 (2), 199-215 (2017).
- Larsen, T., Fiehn, N. E. Dental biofilm infections - an update. Acta Pathologica, Microbiologica, et Immunologica Scandinavica. 125 (4), 376-384 (2017).
- Marsh, P. D., Do, T., Beighton, D., Devine, D. A. Influence of saliva on the oral microbiota. Periodontology 2000. 70 (1), 80-92 (2016).
- Marsh, P. D., Zaura, E. Dental biofilm: ecological interactions in health and disease. Journal of Clinical Periodontology. 44 Suppl 18, S12-S22 (2017).
- Zitzmann, N. U., Berglundh, T., Marinello, C. P., Lindhe, J. Experimental peri-implant mucositis in man. Journal of Clinical Periodontology. 28 (6), 517-523 (2001).
- Meyer, S., et al. Experimental mucositis and experimental gingivitis in persons aged 70 or over. Clinical and biological responses. Clinical Oral Implants Research. 28 (8), 1005-1012 (2017).
- Salvi, G. E., Cosgarea, R., Sculean, A. Prevalence and Mechanisms of Peri-implant Diseases. Journal of Dental Research. 96 (1), 31-37 (2017).
- Hahnel, S., Wieser, A., Lang, R., Rosentritt, M. Biofilm formation on the surface of modern implant abutment materials. Clinical Oral Implants Research. 26 (11), 1297-1301 (2015).
- Nascimento, C., et al. Bacterial adhesion on the titanium and zirconia abutment surfaces. Clinical Oral Implants Research. 25 (3), 337-343 (2014).
- Nakamura, K., Kanno, T., Milleding, P., Ortengren, U. Zirconia as a dental implant abutment material: a systematic review. The International Journal of Prosthodontics. 23 (4), 299-309 (2010).
- Scarano, A., Piattelli, M., Caputi, S., Favero, G. A., Piattelli, A. Bacterial adhesion on commercially pure titanium and zirconium oxide disks: an in vivo human study. Journal of Periodontology. 75 (2), 292-296 (2004).
- Nascimento, C., et al. Microbiome of titanium and zirconia dental implants abutments. Dental Materials. 32 (1), 93-101 (2016).
- Rimondini, L., Cerroni, L., Carrassi, A., Torricelli, P. Bacterial colonization of zirconia ceramic surfaces: an in vitro and in vivo study. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 17 (6), 793-798 (2002).
- de Avila, E. D., Avila-Campos, M. J., Vergani, C. E., Spolidorio, D. M., Mollo Fde, A. Jr Structural and quantitative analysis of a mature anaerobic biofilm on different implant abutment surfaces. Journal of Prosthetic Dentistry. 115 (4), 428-436 (2016).
- de Avila, E. D., et al. Impact of Physical Chemical Characteristics of Abutment Implant Surfaces on Bacteria Adhesion. Journal of Oral Implantology. 42 (2), 153-158 (2016).
- de Avila, E. D., et al. Effect of titanium and zirconia dental implant abutments on a cultivable polymicrobial saliva community. Journal of Prosthetic Dentistry. 118 (4), 481-487 (2017).
- Lin, N. J. Biofilm over teeth and restorations: What do we need to know? Dental Materials. 33 (6), 667-680 (2017).
- Prada-Lopez, I., Quintas, V., Tomas, I. The intraoral device of overlaid disk-holding splints as a new in situ oral biofilm model. Journal of Clinical and Experimental Dentistry. 7 (1), e126-e132 (2015).
- Prada-Lopez, I., Quintas, V., Vilaboa, C., Suarez-Quintanilla, D., Tomas, I. Devices for in situ Development of Non-disturbed Oral Biofilm. A Systematic Review. Frontiers in Microbiology. 7, 1055(2016).
- Burgers, R., et al. In vivo and in vitro biofilm formation on two different titanium implant surfaces. Clinical Oral Implants Research. 21 (2), 156-164 (2010).
- do Nascimento, C., et al. Oral biofilm formation on the titanium and zirconia substrates. Microscopy Research and Technique. 76 (2), 126-132 (2013).
- Al-Ahmad, A., et al. In vivo study of the initial bacterial adhesion on different implant materials. Archives of Oral Biology. 58 (9), 1139-1147 (2013).
- Al-Ahmad, A., et al. Bacterial adhesion and biofilm formation on yttria-stabilized, tetragonal zirconia and titanium oral implant materials with low surface roughness - an in situ study. Journal of Medical Microbiology. 65 (7), 596-604 (2016).
- Thomsen, H., et al. Delivery of cyclodextrin polymers to bacterial biofilms - An exploratory study using rhodamine labelled cyclodextrins and multiphoton microscopy. International Journal of Pharmaceutics. 531 (2), 650-657 (2017).
- Lakins, M. A., Marrison, J. L., O'Toole, P. J., van der Woude, M. W. Exploiting advances in imaging technology to study biofilms by applying multiphoton laser scanning microscopy as an imaging and manipulation tool. Journal of Microscopy. 235 (2), 128-137 (2009).
- Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
- Stocks, S. M. Mechanism and use of the commercially available viability stain, BacLight. Cytometry Part A. 61 (2), 189-195 (2004).
- Johnson, M. B., Criss, A. K. Fluorescence microscopy methods for determining the viability of bacteria in association with mammalian cells. Journal of Visualized Experiments. (79), e50729(2013).
- Stiefel, P., Schmidt-Emrich, S., Maniura-Weber, K., Ren, Q. Critical aspects of using bacterial cell viability assays with the fluorophores SYTO9 and propidium iodide. BMC Microbiology. 15, 36(2015).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Placko, H. E., Mishra, S., Weimer, J. J., Lucas, L. C. Surface characterization of titanium-based implant materials. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 15 (3), 355-363 (2000).
- So, P. T., Dong, C. Y., Masters, B. R., Berland, K. M. Two-photon excitation fluorescence microscopy. Annual Review of Biomedical Engineering. 2, 399-429 (2000).
- Benninger, R. K., Piston, D. W. Two-photon excitation microscopy for the study of living cells and tissues. Current Protocols in Cell Biology. , Chapter 4, Unit 4.11 11-24 (2013).
- Gardi, J. E., Nyengaard, J. R., Gundersen, H. J. The proportionator: unbiased stereological estimation using biased automatic image analysis and non-uniform probability proportional to size sampling. Computers in Biology and Medicine. 38 (3), 313-328 (2008).
- Melvin, N. R., Poda, D., Sutherland, R. J. A simple and efficient alternative to implementing systematic random sampling in stereological designs without a motorized microscope stage. Journal of Microscopy. 228 (Pt 1), 103-106 (2007).
- Neu, T. R., Kuhlicke, U., Lawrence, J. R. Assessment of fluorochromes for two-photon laser scanning microscopy of biofilms. Applied and Environmental Microbiology. 68 (2), 901-909 (2002).
- Neu, T. R., Woelfl, S., Lawrence, J. R. Three-dimensional differentiation of photo-autotrophic biofilm constituents by multi-channel laser scanning microscopy (single-photon and two-photon excitation). Journal of Microbiological Methods. 56 (2), 161-172 (2004).
- Neu, T. R., Lawrence, J. R. Innovative techniques, sensors, and approaches for imaging biofilms at different scales. Trends in Microbiology. 23 (4), 233-242 (2015).
- Lacroix-Gueu, P., Briandet, R., Leveque-Fort, S., Bellon-Fontaine, M. N., Fontaine-Aupart, M. P. In situ measurements of viral particles diffusion inside mucoid biofilms. Comptes Rendus Biologies. 328 (12), 1065-1072 (2005).
- Briandet, R., et al. Fluorescence correlation spectroscopy to study diffusion and reaction of bacteriophages inside biofilms. Applied and Environmental Microbiology. 74 (7), 2135-2143 (2008).
- Berney, M., Hammes, F., Bosshard, F., Weilenmann, H. U., Egli, T. Assessment and interpretation of bacterial viability by using the LIVE/DEAD BacLight Kit in combination with flow cytometry. Applied and Environmental Microbiology. 73 (10), 3283-3290 (2007).
- Bergmans, L., Moisiadis, P., Van Meerbeek, B., Quirynen, M., Lambrechts, P. Microscopic observation of bacteria: review highlighting the use of environmental SEM. International Endodontic Journal. 38 (11), 775-788 (2005).
- Hannig, C., Follo, M., Hellwig, E., Al-Ahmad, A. Visualization of adherent micro-organisms using different techniques. Journal of Medical Microbiology. 59 (Pt 1), 1-7 (2010).
- Knutton, S. Electron microscopical methods in adhesion. Methods in Enzymology. 253, 145-158 (1995).
- Fischer, E. R., Hansen, B. T., Nair, V., Hoyt, F. H., Dorward, D. W. Scanning electron microscopy. Current Protocols in Microbiology. , Chapter 2, Unit 2B.2 (2012).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
