Methodenartikel

Database-geleide Flow-cytometry voor evaluatie van het beenmerg myeloïde cel rijping

DOI:

10.3791/57867

3 november 2018

In dit artikel

Samenvatting

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De MDS-diagnose is moeilijk in de afwezigheid van morfologische criteria of niet-informatieve cytogenetica. MFC kan helpen verfijnen van het diagnostisch proces van MDS. Om te worden nuttig zijn voor de klinische praktijk, de MFC analyse moet worden gebaseerd op parameters met voldoende gevoeligheid en specificiteit en gegevens moeten worden gereproduceerd tussen verschillende exploitanten.

Samenvatting

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een werkgroep gestart binnen de Franse Cytometry Association (AFC) werd ontwikkeld om het harmoniseren van de toepassing van multiparameter stroom cytometry (MFC) voor myeloïde ziekte diagnose in Frankrijk. Het hier gepresenteerde protocol was overeengekomen en toegepaste tussen September 2013 en November 2015 in zes Franse diagnostische laboratoria (universitaire ziekenhuizen van Saint-Etienne, Grenoble, Clermont-Ferrand, Nice, en Lille en Institut Paoli-Calmettes in Marseille) en de standaardisatie van het beenmerg monster voorbereiding en gegevens overname toegestaan. Drie rijping databases werden ontwikkeld voor neutrofiele, monocytic, en erythroid lineages met beenmerg van "gezonde" donor personen (individuen zonder enig bewijs van een hematopoietische ziekte). Een robuuste analysemethode voor elke myeloïde lineage moet gelden voor routinematige diagnostische gebruik. Nieuwe gevallen kunnen worden op dezelfde manier geanalyseerd en vergeleken met de gebruikelijke databases. Dus, kwantitatieve en kwalitatieve fenotypische afwijkingen kunnen worden geïdentificeerd en personen boven 2SD vergeleken met gegevens van normale beenmerg monsters moeten worden beschouwd als indicatieve van pathologie. De belangrijkste beperking is de hogere variabiliteit tussen de gegevens die zijn bereikt met de monoklonale antilichamen verkregen met de methoden op basis van hybridoma technologieën en momenteel gebruikt in de klinische diagnose. Vaststelling van de criteria voor de technische validering van de verkregen gegevens kan helpen verbeteren van het nut van MFC voor MDS diagnostiek. De vaststelling van deze criteria vereist analyse tegen een database. De vermindering van de onderzoeker subjectiviteit in data-analyse is een belangrijk voordeel van deze methode.

Inleiding

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bij gebrek aan fenotypische markeringen specifiek voor de dysplastische veranderingen in myeloïde cellen tijdens de initiatie van de MDS en progressie, is een nieuwe aanpak voorgesteld in de afgelopen jaren op basis van de evaluatie van de rijping trajecten (gewijzigde uitdrukking van myeloïde antigenen tijdens de productie van volwassen myeloïde cellen) of van de abnormale verdeling van de verschillende soorten cellen in het beenmerg (BM) cel compartimenten1,2.

Dit artikel presenteert een nieuwe methode voor gestandaardiseerde toepassing van MFC oog op de opsporing van dysplastische veranderingen in BM myeloïde cel compartimenten betrekking hebben op myelodysplastisch syndromen (MDS) of andere myeloïde hematologische ziekten. Deze studie toont ook het nut van het gebruik van rijping databases voor MFC data-analyse.

Standaardisatie van de voorbereiding voorbeeldprocedure, data-acquisitie en analyse met behulp van de databases zou de identificatie van de meest relevante fenotypische afwijkingen die verband houden met dysplastische veranderingen in BM myeloïde cellen. Daarom zijn statistisch geselecteerde deelverzamelingen gebaseerd op goed gelabeld en goed erkende formaten (automatische bevolking scheidingsteken (APS) diagrammen, histogrammen, en dot plots) vereist voor de ontwikkeling van een analyse-strategie die kan worden gebruikt in latere analyse rondes. De ontdekking van robuuste fenotypische afwijkingen in MDS zou verlichten de diagnose in gevallen met of zonder minimale morfologische dysplasie en zonder cytogenetische aberrancies. Identificatie van discriminerende parameters rekening houdend met de vermindering van de immunophenotypic panelen kan vereenvoudigen de huidige scores2, toe te staan hun toepasbaarheid in de laboratoria van de klinische pathologie.

Deze methode beperkt de subjectieve interpretaties van cytometry gegevens, zoals in MDS diagnose3hebben zijn gesignaleerd. Deze stap is een voorwaarde voor de ontwikkeling van de geautomatiseerde hulpmiddelen voor het verwerken en analyseren van stroom gegevens4.

MDS bestaat uit een heterogene groep van aandoeningen van de klonen hematopoietische stamcellen (HSC) waarin het spliceosoom mutaties met specifieke epigenetische modifiers werken opleveren van het fenotype van de MDS. Het is nu bekend dat, samen met HSC mutaties, andere mechanismen zijn betrokken bij MDS pathofysiologie, zoals abnormale immuun-gemedieerde ontsteking en interacties tussen kwaadaardige HSCs en de stromale communicatie van de BM. Deze mechanismen blijven echter slecht begrepen. De brede klinische en biologische heterogeniteit van MDS maakt de diagnose en de selectie van de optimale therapie een uitdaging. In het laatste decennium, in meerdere studies hebben aangetoond dat MFC vaak meer is gevoelig voor het opsporen van dysplasie2 dan morfologie, maar technische en economische beperkingen deze techniek moeilijk maken om te standaardiseren, met resultaten vaak afhankelijk van de ervaring van de tolk3. Bovendien, is het onduidelijk hoe MFC de balans naar MDS in gevallen met of zonder minimale morfologische dysplasie en bij gebrek aan cytogenetische afwijkingen of in grensgevallen zoals hypocellular MDS, met een lage blast tellen, kan tip van andere niet-klonen BM stoornissen zoals beenmerg mislukking (dwz., aplastic bloedarmoede). Ook blijft het moeilijk om te onderscheiden grensgevallen van MDS met een overmaat van ontploffingen van acute myeloïde leukemie (AML). Om al deze redenen opnemen de klinische richtsnoeren niet MFC testen in de uiteindelijke diagnose van MDS. In 2011, heeft de Amerikaanse nationale uitgebreide kanker netwerk (NCCN) voor de schatting van het percentage CD34 + cellen, detectie van paroxismale nachtelijke hemoglobinurie klonen en aanwezigheid van cytotoxische T-cel-klonen in hypocellular MDS5MFC aanbevolen. Deze twee laatste gevallen ook betrekking hebben op een therapeutisch doel omdat klinische gegevens hebben aangetoond een goede reactie van deze patiënten op immunosuppressieve therapie6. De 2017 NCCN richtsnoeren, onder vermelding van de aanbevelingen van de International Working Group (IWG) vermeld afwijkende immunophenotyping detectie door MFC behoort tot de co criteria voor de diagnose van de MDS, maar zonder eventuele specificaties6. Bovendien, bepaalt de onlangs gepubliceerde WHO-indeling dat MFC bevindingen alleen volstaan niet om een primaire diagnose van MDS bij gebrek aan afdoende morfologische en/of cytogenetische gegevens7. MFC kan echter worden gebruikt als een aanvullende proef tonen de disregulatie van myeloïde cel rijping patronen en kwantificeren van de "afstand van normale" voor een patiënt op een bepaald tijdstip in de loop van de ziekte.

Deze methode is van toepassing op klinische laboratoria ook geïnteresseerd in de evaluatie van dysplasie in BM myeloïde cellen met behulp van MFC immunophenotyping, ter verfijning van de diagnose in MDS of andere myeloïde aandoeningen met dysplastische afwijkingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het onderstaande protocol is goedgekeurd door het "Comité de bescherming des Personnes" (onafhankelijk ethisch comité) Sud-Est 1 from University Hospital van Saint-Etienne, Frankrijk.

1. Cytometer instellingen

Opmerking: De cytometer-instellingen werden uitgevoerd volgens Frankrijk stroom aanbevelingen, EuroFlow procedure "EuroFlow Standard Operating Protocol (SOP) voor Instrument Setup en compensatie (https://www.euroflow.org/usr/pub/protocols.php).

  1. Maandelijkse instrument setup
    1. Inschakelen van de cytometer. Ervoor zorgen dat alle vloeistof niveaus passende en open Diva 6.1.3. Fluidics opstarten: Selecteer in de menubalk, ' Cytometer | Fluidics opstarten '. Klik op 'OK' wanneer daarom wordt gevraagd. Laat de cytometer te warm gedurende ten minste 30 min.
    2. Prestaties controleren - CST kralen
      Opmerking: Deze stap opstellen 12 75 mm polystyreen buis, CST kralen en schede vloeistof (Zie Tabel van materialen).
      1. Label een 12 x 75 mm2 polystyreen buis 'CST'. Meng de verstrekte kraal flacon door zachte inversie of zeer zacht vortexing. Toevoegen aan de buis met het label: 0.35 mL vloeistof van de schede en 1 druppel kralen CST. Vortex de tube zachtjes en overgaan tot aankoop. Slaan de buis gedurende maximaal 8 uur bij 2-25 ° C in het donker, als niet onmiddellijk te verwerven.
      2. De controle van prestaties uitvoeren: Selecteer in de menubalk, ' Cytometer | CST'.
      3. In het tabblad 'Setup' van de module CST: de Canto II zoals in de standaardconfiguratie voor de 4-2 H-2V bevestigen en ook bevestigen dat er een basislijn gemaakt met behulp van de huidige veel CST kralen voor deze configuratie bestaat. Als een basislijn niet bestaat, verwijzen naar de CST kralen IFU. Bevestigen dat deze basislijn niet is verlopen: Selecteer onder ' Setup Control', ' Controleer Performance' in het drop-down menu.
      4. Controleer 'Load buis handmatig' en klik op 'Uitvoeren'. Controleer of het lotnummer weergegeven. Zachtjes vortex de verdunde kralen bereid boven en desgevraagd de verdunde kralen laden en klik op 'OK'.
      5. Wanneer de controle van de prestaties voltooid is, controleren of dat de prestaties van de Cytometer doorgegeven. Klik op 'Rapport weergeven'. Opnieuw uitvoeren van de controle van de prestaties als de resultaten niet is geslaagd. Sla het rapport in PDF-formaat met de Tracking verslag voorstellingsdatum.
    3. Aanpassen 'TL bet spanningen' met regenboog kralen (Tabel van materialen).
      Opmerking: De streefwaarden zijn vastgelegd in de Standard Operating Procedure (SOP) van de Euroflow getiteld "20180302_7th_Peak_Target_Values_Rainbow_Beads". Deze SOP is beschikbaar op Euroflow site (www.euroflow.org; in de openbare ruimte; Tabblad protocollen).
      1. Maak een nieuw experiment via ' maandelijkse Instrument Setup datum | Specimen'.
      2. ', kies de optische parameters en fluorochromes overeenkomt met de betrokken buizen (FITC, PE PerCPCy5.5, PE-Cy7, APC, APC-H7, V450, V500), en controleer de gewenste overname parameters (Log, A, H en / of W). Huidige CST instellingen (Klik met de rechtermuisknop op ' Cytometer instellingen ' van het Experiment) toe te passen. De drempel voor FSC parameter vastgesteldop 10.000.
      3. De cytometer, de vergoeding uit schakelen tijdens het instellen van fluorescentie bet spanningen voor Target MFI instelling; voor dit doel, ga in het 'Inspecteur', ga naar de tab "Compensatie" Disable compensatie door bestaande "compensatie inschakelen" optie.
      4. Maak een werkblad ' Target MFI' met alle nodige dot percelen (n = 2; FSC versus SSC, FITC versus PE), histogrammen (n = 8; een histogram voor elke fluorescentiedetector) en statistieken tonen de verwijzing piekwaarden (MFI en CV) voor elk kanaal van de fluorescentie.
      5. 1 druppel 8-piek regenboog kralen kalibratie deeltjes in 1 mL gedestilleerd water en vortex vóór gebruik verdund. Verwerven zonder opname van de 8-piek regenboog kralen oplossing bij de 'Lage' debiet. Slaan de buis gedurende maximaal 8 uur bij 2-25 ˚C in het donker, als niet onmiddellijk te verwerven.
      6. Gate singlet kralen ' bevolking P1' met de FSC versus SSC bivariate dot perceel en de 8e of 7e piek in de FITC versus PE bivariate dot perceel (de helderste piek of de volgende dia naar beneden, zoals bepaald in het document van de Euroflow getiteld "20180302_7th_ Peak_Target_Values_Rainbow_Beads") en de naam van deze poort bevolking P2.
      7. Blijven de verwerving van de 8-peaks Rainbow kraal schorsing en bet spanningen in alle kanalen van de fluorescentie te bereiken van de streefwaarden van de MFI volgens het Euroflow-document "20180302_7th_Peak_Target_Values_Rainbow_Beads" aan te passen.
      8. Zodra doelwit MFI waarden voor de 8ste of 7de piek worden bereikt, nemen de Target MFI bereikt en de bijbehorende resultaatwaarden bet. Verwerven van 5.000 gebeurtenissen en noteer de gegevens.
        Opmerking: Dat bet moet waarden hieronder worden gebruikt in stap 1.2.3 (prestaties controleren - bevestiging van de waarden van de bet met regenboog kralen).
      9. Deze waarden maken van een print screen met werkblad ' Target MFI' en instrument instellingen en opslaan als .jpg afbeelding opnemen.
        Opmerking: Als een "Nieuwe" buis wordt gemaakt, soms de bet waarden verschillen onverwacht. Hiervoor is het van essentieel belang een dubbele controle van bet. Telkens wanneer de bet waarden vergelijken met uw notities, dubbel te controleren dat ' Target MFI' en bet waarden kloppen!
      10. Sla op 'Toepassingsinstellingen'. In de Browser, klik met de rechtermuisknop op ' Cytometer instellingen '. Uit de drop-down menu, selecteer ' toepassingsinstellingen ', en sla. Klik op 'OK'. Klik desgevraagd op Ja als u wilt behouden van de drempelwaarden.
        Opmerking: De instellingen van de toepassing met behulp van de standaardnaam opslaan. De instellingen niet wijzigen.
    4. Pas de 'FCS' en 'SSC spanningen' met lysed gewassen bloed (LWB).
      Opmerking: Voor deze stap, 50 µL van een steekproef van perifeer bloed (PB) uit een gezonde vrijwilligers, lysing oplossing (Tabel van materialen) en wassen buffer nodig zijn.
      1. Pipets 50 µL van PB in een buis. Voeg toe 2 mL vers verdunde lysing oplossing. Meng voorzichtig en incubeer gedurende 10 min op RT.
      2. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g.
      3. Gecombineerd de bovendrijvende vloeistof zonder verstoring van de cel pellet, ongeveer 50 µL restvolume verlaten in de buis. Meng voorzichtig en voeg 2 mL gefilterde wassen oplossing.
      4. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g.
      5. Herhaal nog een keer de 1.1.4.3–1.1.4.4 stappen.
      6. Voeg 250 µL van gefilterde wassen buffer en meng voorzichtig.
      7. In het Experiment gemaakt voor regenboog kralen verwerving, het maken van een nieuwe ' Specimen | Nieuw werkblad ': een bi-parametrische SSC-A / FSC-A grafiek tekenen.
      8. Verwerven van de cellen, poort van de lymfocyten in een FSC versus SSC bivariate dot plot en aanpassen van FSC en SSC spanningen te bereiken de volgende gemiddelde streefwaarden voor de gated lymfocyten bevolking: FSC: 55.000 (bereik 50.000 – 60.000) en SSC: 13.000 (bereik 11.000 –15,000).
      9. Verwerven en de gegevens met ongeveer 10.000 gebeurtenissen opneemt. Controleer of de gemiddelde FSC en WS-streefwaarden voor gated lymfocyten. FSC en SSC spanning te passen indien nodig.
      10. Scherm afdrukken en opslaan van de afdruk van de streefwaarden van het kanaal die worden verkregen.
    5. Fluorescentie compensatie-instellingen.
      Opmerking: De besturingselementen één gebeitste compensatie moeten worden ingesteld na de Target MFI-instellingen en FSC/SSC instellingen zijn vastgesteld. Voor deze stap, een PB van een gezonde vrijwilliger, compensatie deeltjes (Tabel of Materials), zijn lysing oplossing en wassen van de buffer nodig. De lijst van fluorescerende-geconjugeerde antilichaam reagentia gebruikt om setup van de fluorescentie compensatie matrices en hun bevolkingen verwijzing zijn vermeld in tabel 1.
      1. Één tube per reagens worden gebruikt bij het opzetten van fluorescentie schadevergoeding label (FITC, PE PerCPCy5.5, APC, V450, V500, PECy7 - CD117, APC-H7 - CD10, APC-H7 - CD14 en APC-H7 - CD71) en een "blanco/onbevlekt" buis.
      2. Pipetteer 50 µL van PB in elke buis of 1 druppel van "negatief" compensatie deeltjes + 1 druppel 'positieve' compensatie deeltjes in de compensatie controle buizen hierboven aangegeven in tabel 1.
      3. Juiste hoeveelheid het antilichaam reagens toevoegen aan de buis. Toevoegen van gefilterde wassen buffer om te bereiken een eindvolume van 100 µL per buis en meng voorzichtig. Incubeer gedurende 15 minuten op RT, beschermd tegen licht.
      4. Voeg 2 mL vers verdunde lysing oplossing alleen in de buizen met de cellen en meng voorzichtig. Incubeer gedurende 10 min op RT, beschermd tegen licht.
      5. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g.
      6. De bovendrijvende vloeistof zonder verstoring van de cel pellet verlaten ongeveer 50 µL restvolume in elke buis gecombineerd. Meng voorzichtig. Voeg toe 2 mL gefilterde wassen buffer.
      7. 5 min op 540 x gcentrifugeren.
      8. De bovendrijvende vloeistof zonder verstoring van de cel pellet verlaten ongeveer 50 µL restvolume in elke buis gecombineerd. Toevoegen van gefilterde wassen buffer om te bereiken een eindvolume van 250 µL per buis en meng voorzichtig.
      9. Compensatie besturingselementen maken.
        1. Selecteer in de menubalk, Experiment gemaakt voor regenboog kralen verwerving. Maak een nieuwe ' Specimen | Compensatie Setup | Compensatie besturingselementen maken.
        2. Vink ' Include afzonderlijke onbevlekt schakelaar buis/putje ' in het resulterende dialoogvenster. Generieke (niet de label-specifiek) compensatie besturingselementen maken voor FITC, PE, PerCPCy5.5, APC, HV450, HV500. Schadevergoeding label-specifieke besturingselementen maken voor PE-Cy7-CD117, APC-H7 - CD10, APC-H7 - CD14 en APC-H7 - CD71. Klik op 'OK'.
        3. In een nieuw werkblad, een bi-parametrische SSC-A / FSC-A grafiek maken en tekenen van een hek op lymfocyten (P1) en het histogram overeenkomt met de fluorescerende die zal worden gedetecteerd in elke buis en tekenen van een P2-gate voor de positieve piek. De hiërarchie (Klik met de rechtermuisknop op een grafiek en selecteer ' Toon bevolking hiërarchie ') om te visualiseren het aantal gebeurtenissen in P2, met uitzondering van de buis onbevlekt besturingselement weergeven
        4. Vouw het specimen compensatie besturingselementen in de Browser.
        5. Vortex de onbevlekt cellen, voorbereid boven, 3 – 5 s. installeren bereid onbevlekt cellen in de cytometer. Aanpassen van het debiet aan 'Medium' en klik op ' verwerven Data'. Pas in het FSC-A vs SSC-A dot perceel, de P1 poort volledig omvatten de lymfocyten bevolking. Klik met de rechtermuisknop op de P1-poort. Selecteer 'Toepassen op alle compensatie controle'.
        6. Het 'Verwerving' Dashboard, klik op 'recordgegevens ' te verwerven van 5.000 gebeurtenissen. Controleer voor alle eenkleurige gebeitst controle cellen, of dat de P2 interval poort de positieve bevolking omvat.
        7. Voor de PE-Cy7 en APCH7 buizen, een P3 interval poort toevoegen aan het histogram en ervoor te zorgen dat het de negatieve bevolking omvat, en dat de P2 omvat de positieve bevolking.
        8. Berekenen vergoeding. Selecteer in de menubalk, ' Experiment | Compensatie Setup | Berekenen vergoeding '. Naam van de matrix met compensatie: 'Compensaties datum'. Selecteer 'Link en opslaan'.
        9. De matrix met compensatie in de catalogus applicatie-instellingen opslaan: Klik op 'Cytometer instellingen | Toepassingsinstellingen | Opslaan ', compensatie matrix 'Compensatie datum' een naam en klik op 'OK'.
        10. Klik op ' Cytometer instellingen 'in de Browser. In de inspecteur, ga naar de "Compensatie" tab. Klik op afdrukken in de rechterbenedenhoek.
          Opmerking: Deze informatie kan ook worden opgehaald uit de catalogus.
        11. Controle van de vergoeding-matrix.
          1. Meng in een buis alle de één gebeitst buis (APCH7 van keuze).
          2. Maken van een nieuw Experiment met de naam 'Datum van de controle van de compensatie', het toevoegen van nieuwe Specimen, klikt u op rechts van de ' Cytometer instellingen ' van dit experiment en kiezen ' Link | Ontkoppelen | Toepassingsinstelling ' opgeslagen in de stap 1.1.3.10. Verwerven van 50.000 evenementen van deze buis met de nieuwe instellingen.
          3. Toepassing van een nieuwe globale werkblad. Maak 1 stip perceel FSC-A/SSC-A en tekenen van een hek om te visualiseren de lymfocyten en n x (n-1) / 2 andere percelen gericht op de poort van de lymfocyten te visualiseren twee-aan-twee parameters.
  2. Dagelijkse Instrument setup
    1. Inschakelen van de cytometer. Ervoor zorgen dat alle vloeistof niveaus passende en open Diva 6.1.3. Fluidics opstarten: Selecteer in de menubalk, ' Cytometer | Fluidics opstarten '. Klik op 'OK' wanneer daarom wordt gevraagd. Laat de cytometer te warm gedurende ten minste 30 min.
    2. Prestaties controleren - CST kralen: Herhaal de stappen 1.1.2.1–1.1.2.5.
    3. Prestaties controleren - bevestiging van bet waarden met regenboog kralen.
      1. Label een polystyreen buis als ' regenboog parels ' en controleer of het lotnummer de is in gebruik. Grondig Meng de regenboog kraal flacon. Bereiden de regenboog kralen, 1 druppel regenboog kralen aan 1 mL gedeïoniseerd of gedestilleerd water toevoegen. Beschermen tegen licht.
        Opmerking: Overgaan tot de verwerving of het bewaren van de buis op 2-8 ˚C tot overname.
      2. Maak een nieuw Experiment: ' regenboog kralen datum '.
      3. Koppelen van de compensaties: Klik met de rechtermuisknop op ' Cytometer instellingen ', selecteer ' Link Setup', de passende vergoeding matrix gemaakt in stap 1.1.5.9.9 selecteren en selecteert u 'Overschrijven'.
      4. Ontkoppelen van compensatie: Klik met de rechtermuisknop op ' Cytometer instellingen ', selecteer 'Ontkoppelen van de eerder gekoppelde setup' en klik op 'OK'.
      5. Toepassing ' toepassingsinstellingen ': Klik met de rechtermuisknop op ' Cytometer instellingen ', selecteer ' toepassingsinstellingen ', gemaakt in stap 1.1.3.10 tijdens de maandelijkse installatie instelling toepassen en selecteer 'houden van de waarde van de vergoeding '.
      6. Schakel het aankruisvak 'Activeer compensatie'.
      7. Maak een nieuwe model in de Experiment met werkbladsjabloon voor regenboog kralen. Het verwerven van de buis in 'LOW' overname.
      8. Pas de P1 poort tot alleen de singlet kraal bevolking tijdens de overname kralen. Pas de P2-poort op het perceel van de FITC-A / PE-A dot te nemen alleen de singlet kraal bevolking. 10.000 gebeurtenissen registreren.
      9. Controleer of de MFI- en de CV-waarden, verkregen voor P2 bevolking in de vooraf gedefinieerde doelstellingen van het protocol. Anders, wassen van de cytometer en de bewerking opnieuw start. Het rapport opslaat als PDF-formaat.

2. BM monstervoorbereiding

Opmerking: De cel wassen protocol net vóór de kleuring procedure uitvoeren

  1. Pipetteer 600 µL van primaire monster in een centrifugebuis 15 mL.
  2. Voeg vervolgens 10 mL buffer te wassen (PBS + 0,5% BSA [> 98% zuiver BSA] + 0,09% NaN3 gefilterd oplossing, pH 7.4). Meng de celsuspensie goed met behulp van een precisiepipet.
  3. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g (wash 1). Verwijder het supernatant zonder verstoring van de cel-pellet.
  4. Herhaal stap 2.2-2.3 (wassen 2).
  5. Suspendeer de pellet cel in 400 µL van het wassen van de buffer.
  6. -Verkleuring van de markeringen van de ruggengraat. Het gehele volume van de ruggengraat antilichamen overbrengen in een polypropyleen buis FACS p.a., geïdentificeerd met de patiëntgegevens en de "ruggengraat". Voeg 350 µL van gewassen monster (het volume van de gewassen monster moet vullen alle buizen op het paneel). Meng goed met behulp van een precisiepipet.
    Opmerking: Berekening van het totale volume van de ruggengraat antilichamen voor oppervlakte membraan kleuring (zoals weergegeven in tabel 2).
  7. Pipeteer gelijke hoeveelheden van de monster-ruggengraat mix in 3 polypropyleen buizen FACS p.a., geïdentificeerd met de patiëntgegevens en "buis nummer 1" naar "buis nummer 3". Indien nodig, gebruik wassen buffer tot een eindvolume van 200 µL per buis.
    Let op: Wees voorzichtig niet te verlaten elk spoor van het monster op de wanden van de buizen; anders, zullen deze cellen niet worden gekleurd. Indien nodig, vortex de cellen en centrifuge de buis.
  8. In elke buis, voegt u het juiste volume van antilichamen gericht tegen cel oppervlakte markeringen (met uitzondering van de ruggengraat markeringen), als aangegeven in tabel 2. Meng goed met behulp van een precisiepipet. Incubeer gedurende 30 min op RT beschermd tegen licht.
  9. Voeg toe 2 mL lysing oplossing. Meng goed met behulp van een precisiepipet. Incubeer gedurende 10 min op RT beschermd tegen licht.
  10. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g. Verwijder het supernatant zonder verstoring van de cel pellet, verlaten ongeveer 50 µL restvolume in elke buis. Meng goed met behulp van een precisiepipet.
  11. Voeg toe 2 mL buffer naar de cel pellet te wassen. Meng goed met behulp van een precisiepipet.
  12. Herhaal stap 2.10-2.11 (wassen 2).
  13. Centrifugeer gedurende 5 min op 540 x g. Verwijder het supernatant zonder verstoring van de cel pellet en resuspendeer de pellet cel in 200 µL van PBS. Meng goed met behulp van een precisiepipet.
  14. Verwerven van de gewenste cellen, bij voorkeur direct na de kleuring of bewaren bij 4 ° C, beschermd tegen licht, voor niet meer dan 1 h tot gemeten in de cytometer van de stroom.

3. data-acquisitie

  1. Open een nieuw Experiment in Diva software en hernoem het volgens de naam, het type van monster en datum.
  2. Maak een nieuw model met 3 buizen. De antilichamen die gebruikt in elke buis in de Experiment lay-out opgeven.
  3. Klik op rechts op de ' Cytometer instellingen ', kies ' toepassingsinstellingen ' en de waarden die zijn verkregen in maandelijkse Setup (stap 1.1.3.10) van toepassing.
  4. Open een nieuwe globale werkblad en maken van de dot percelen: WS-A / FSC-A, SSC-A / CD45-HV500-A, SSC-A / FITC-A, SSC-A / PE-A, SSC-A / CD34-PerCP-Cy5.5, SSC-A / CD117-PECy7-A, SSC-A / APC-A, SSC-A / APCH7-A, SSC-A / HLA-DR-HV450-A. In de WS-A/FSC-A dot plot, maken een poort als singlet cellen wilt selecteren. Maak in de WS-A/CD45-BV500-A dot plot, gates Schakel 4 populaties: Granulocyten, monocyten, ontploffingen en lymfocyten. Project deze populaties in de stip percelen eerder hebt gemaakt.
  5. Maak een nieuwe globale werkblad voor compensatie controle zoals beschreven in stap 1.1.5.9.11.3.
  6. Het verwerven van de buis in 'MEDIUM' verwerving en record 500.000 evenementen/buis. Na technische validatie (evaluatie van de compensatie en de juiste kleuring), door de gegevens te exporteren als FCS3.0-bestanden.

4. de gegevensanalyse

Opmerking: Voor de bouw van de normale BM databases gebruikte bestanden van gezonde donoren en van personen zonder enig bewijs voor een hematopoietische ziekte als volgt werden 11 van 18 bestanden voor de Neutrophils_NM database, 10 uit 18 bestanden voor Monocytes_NM database en 14 van 18 bestanden voor NRC_NM database. De bestanden verwijderd toonde van verschillende technische problemen, zoals beschreven in de sectie vertegenwoordiger resultaten. De bestanden zijn afzonderlijk geanalyseerd met behulp van de Infinicyt software (Tabel of Materials), die voldoen aan de verschillende strategieën afgebeeld in figuur 1A(1-3) voor neutrofiele afkomst (profiel Neutrophils_Maturation.inp), Figuur 2 A voor monocyt afkomst (profiel Monocytes_Maturation.inp), en Figuur 3A(1-2) voor erythroid cel afkomst (profiel NRC_Maturation.inp).

  1. Strategie van analyse voor de neutrofiele granulocyten -Neutrophils_NM database bouw 
    1. CD34 + neutrofiele-begaan ontploffing met een doorsnede van zeven poorten, waardoor de selectie van CD34 + CD117 + HLADR + lage CD10 - CD13 + CD11b-evenementen (Figuur 1A.1) te identificeren. Deze gebeurtenissen toewijzen aan het 'Neutrofiele' tabblad in de structuur van de hiërarchie van bevolking en vervolgens uncheck dit tabblad ter opheffing van deze cellen (afgebeeld in het blauw) uit de weergave van de resterende evenementen (grijs).
    2. De CD117 + CD34 - CD13 + CD11b-HLADR + lage neutrofiele precursoren, met een doorsnede van zes gates zoals afgebeeld in Figuur 1A(2) isoleren en toewijzen aan het 'Neutrofiele' tabblad.
    3. Het identificeren van meer volwassen neutrofiele granulocyten met een doorsnede van vier poorten, waardoor voor de discriminatie van CD45dim SSCint-hi CD117-HLADR-cellen en hun opdracht naar het 'Neutrofiele' tabblad.
    4. Schakel de overige gebeurtenissen, houden alleen de neutrofiele granulocyten zichtbaar, exporteer deze populatie door te klikken op ' bestand | Exporteren ' en verifiëren dat alle vereiste parameters worden gecontroleerd en de prestatiegegevens als FCS bestanden opslaat.
    5. In een samengevoegde bestand dat bestaat uit alle geëxporteerde FCS bestanden, uitgevoerd door een kwaliteitscontrole met een evaluatie van de intensiteit van de expressie van merkers voor elke subpopulatie. Gebruik APS Staanplaatsen met medianen voor elk bestand en SD curven voor elke deelsteekproef zoals getoond, verwijderen de gevallen buiten de 2SD curven (zie details in de sectie vertegenwoordiger resultaten) (Figuur 1B).
    6. In het resulterende bestand samengesteld met "Neutrofielen" zichtbaar, de rijping Pathway tekenen op een APS-diagram (Figuur 1C links) en opslaan als een bestand .cyt.
      Opmerking: Een vergelijking rijping Diagram maakt het mogelijk de visualisatie van alle parameters van alle bestanden die zijn opgenomen in de database van de Neutrophils_NM tegen de genormaliseerde database vertegenwoordigd. Het diagram weergegeven in Figuur 2C, rechts, ziet u dat alle bestanden in de Neutrophils_NM database opgenomen (n = 11) passen in 2 SD in vergelijking met de mediaan van de groep.
  2. Strategie van analyse voor monocyten - Monocytes_NM database bouw
    1. Identificeren van de monocytic afstamming cellen (CD117 +/-CD64 + hi HLADR + Hallo) met behulp van een doorsnede van vier poorten(Figuur 2). Deze gebeurtenissen toewijzen aan de 'Monocytic' -tab in de structuur van de hiërarchie van bevolking.
    2. Schakel de overige gebeurtenissen, houden van alleen de monocytic cellen zichtbaar, exporteer deze populatie door te klikken op ' bestand | Exporteren ' en verifiëren dat alle vereiste parameters worden gecontroleerd en de prestatiegegevens als FCS bestanden opslaat.
    3. In een samengevoegde bestand dat bestaat uit alle geëxporteerde FCS-bestanden, een kwaliteitscontrole uitvoeren met een evaluatie van de intensiteit van de expressie van merkers voor elke subpopulatie en deze vervolgens verwijdert de gevallen buiten de 2SD curven (details in sectie vertegenwoordiger resultaten) (Figuur 2 B).
    4. In het resulterende bestand met "Monocytic" cellen zichtbaar, de rijping traject gebruik maken van het APS-diagram (Figuur 2C links) en sla dit op als een .cyt-bestand.
      Opmerking: Een vergelijking rijping Diagram maakt het mogelijk de visualisatie van alle parameters van alle bestanden die zijn opgenomen in de database van de Monocytes_NM tegen de genormaliseerde database vertegenwoordigd. Het diagram weergegeven in Figuur 2C, rechts, ziet u dat alle bestanden in de Monocytes_NM database opgenomen (n = 10) passen in 2 SD in vergelijking met de mediaan van de groep.
  3. Strategie van analyse voor genucleëerde rode bloedcellen (NRC) - NRC_NM database bouw
    1. CD34 + erythroid gepleegd ontploffing met een doorsnede van zeven poorten waarmee de selectie van CD34 + CD117 + HLADR + lage CD105 + CD33 - CD36 + CD71 + evenementen (Figuur 3A(1)) te identificeren. Toewijzen van deze gebeurtenissen naar het tabblad "NRC" in de structuur van de hiërarchie van bevolking en toen uncheck dit tabblad ter opheffing van deze cellen (afgebeeld in het rood) uit de weergave van de resterende evenementen (grijs).
    2. Identificeren van rijpere NRC met een doorsnede van vier poorten waarmee de discriminatie van CD45-/ + dim SSClow CD36 + hi CD71 + hi CD105 +/-cellen. Deze gebeurtenissen toewijzen op het tabblad "NRC" (Figuur 3A(2)). De bloedplaatjes (CD36 + hi SSClow cellen) moeten worden verwijderd uit de NRC bevolking (Figuur 3A(2)).
    3. Schakel de overige gebeurtenissen, houden alleen de NRC cellen zichtbaar, exporteer deze populatie door te klikken op ' bestand | Exporteren ' en verifiëren dat alle vereiste parameters worden gecontroleerd en de prestatiegegevens als FCS bestanden opslaat.
    4. In een samengevoegde bestand dat bestaat uit alle geëxporteerde FCS-bestanden, een kwaliteitscontrole uitvoeren met een evaluatie van de intensiteit van de expressie van merkers voor elke subpopulatie, gevolgd door het verwijderen van de gevallen buiten de 2SD curven (zie details in sectie vertegenwoordiger resultaten) ( Figuur 3 B).
    5. In het resulterende bestand met "NRC" cellen zichtbaar, de rijping traject gebruik maken van het APS-diagram (Figuur 3C, links) en sla dit op als een .cyt-bestand.
      Opmerking: Een vergelijking rijping Diagram maakt het mogelijk de visualisatie van alle parameters van alle bestanden die zijn opgenomen in de database van de NRC_NM tegen de genormaliseerde database vertegenwoordigd. Het diagram gepresenteerd in Figuur 3C, rechts, ziet u dat alle bestanden in de NRC_NM database opgenomen (n = 14) passen in 2 SD in vergelijking met de mediaan van de groep.
  4. Evaluatie van rijping in BM myeloïde compartimenten met behulp van de rijping Databases
    1. Open het .cyt-bestand dat correspondeert met de bloedlijn van belang (dwz., Neutrophils_NM_GMFF.cyt voor neutrofiele afkomst, Monocytes_NM_GMFF.cyt voor monocytic afkomst en NRCs_NM_GMFF.cyt voor erythroid afstamming).
    2. Klik met de rechtermuisknop op 'Rijping' tabblad onder de tab die overeenkomt met de bloedlijn van belang (' neutrofielen | Monocytic | NRC') en de rijping te rijping Database opslaan.
    3. Een nieuwe FCS-bestand opent en analyses uit te voeren, zoals eerder uitgelegd (4.1.1–4.1.3 stap voor neutrofielen, stap 4.2.1 voor Monocytic cellen en 4.3.1–4.3.2 stap voor NRC).
    4. Trekken de rijping weg voor de bevolking van belang.
    5. Open de bijbehorende database in het tabblad 'Extra' (Database-analyse) en de bevolking te worden geanalyseerd met de overeenkomstige rijping Database te vergelijken. Controleer de gegevens voor compatibiliteit met de beschikbare database: volledige compatibiliteit (groene driehoek); gedeeltelijke compatibiliteit, in de meeste gevallen verschillen in de naam van de parameters (gele driehoek); en incompatibiliteit (rode driehoek).
    6. Als de gegevens compatibles of gedeeltelijke compatibles zijn, maakt de software het diagram ' genormaliseerd rijping verschillen ' . Om te visualiseren de ' Parameter Band rijping verschillen 'een nieuw diagram openen in tabblad 'Diagram' , en klik op 'Rijping' Kies hoeveel parameters worden weergegeven, klikt u op 'OK' en het diagram worden weergegeven. Met Klik met de rechtermuisknop in het diagram; wijzigingen kunnen worden aangebracht in Data Visualization, Database visualisatie en rijping Diagram visualisatie.
    7. Om te visualiseren de betekenis van de verschillen tussen het nieuwe bestand en de gegevens in de database, het configureren van een zoom (Klik met de rechtermuisknop op ' genormaliseerd rijping verschillen ' en 'Zoom'van de toepassing).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De 54 BM monsters in K-EDTA antistollingsmiddel geoogst werden opgenomen in de studie. De MFC-gegevens werden geanalyseerd in het ontbreken van informatie over de patiënten. Retrospectieve studie toonde aan dat de BM monsters van 7 gezonde donoren (5 mannetjes en 2 vrouwtjes met een gemiddelde leeftijd van 47.4 [35-48], 11 personen met geen bewijs van een hematopoietische ziekte (8 reutjes en 3 teefjes met een gemiddelde leeftijd van 57,9 [35-72]) en 36 gevallen met verschillende waren p...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De kwaliteit van BM aspirate kan gevolgen hebben voor de eindresultaten. De hemodilution van de BM-aspirate kan de verdeling van de cellen in verschillende stadia van rijping te wijten aan de afwezigheid van de progenitoren of precursoren cellen verstoren. Waarschijnlijk een bulk lysing methode in dienst kan helpen bij de normalisering van BM aangeblazen voor hemodilution in stroom cytometrische analyses. Daarnaast zijn de kritische stappen voor de evaluatie van BM myeloïde dysplasie van stroom cytometry de monster verwe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben. De Flow-Cytometry Afdeling Hematologie Laboratory van de Universiteit ziekenhuis van Saint-Etienne is een lid van EuroFlow Consortium.

Dankbetuigingen

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De antilichamen die gebruikt in deze studie werden verstrekt door BD Biosciences. De auteurs bedank hun collega, Dr. Pascale Flandrin-Gresta, van het Department of Molecular Biology, laboratorium hematologie, Universiteit ziekenhuis van Saint-Etienne (Frankrijk), die deskundigheid voor interpretatie voor NGS data voor de tweede MDS geval. De auteurs zijn dankbaar voor de clinicus Haematogen voor hun belangstelling en betrokkenheid in deze studie en voor de patiënten en gezonde donoren voor hun toestemming om deel te nemen in deze studie. De auteurs ook bedank de "Les Amis de Rémi" Stichting voor financiële steun voor publicatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BD FACSCanto II flow-cytometerBD Biosciences, CA, USASN: V338963013363-laser, 4-2-2 configuratie, Details over filters en spiegels: https://www.bdbiosciences.com/documents/BD_FACSCanto_II_FilterGuide.pdf
Awel C48-R CentrifugeAWEL Industries, FRSN: 910120016; Model No: 320002001lage snelheid centrifuges; capaciteit 60 FACS buizen
Pipetten van 10µL en 200µL
Pasteur pipetten
15 mL Falcon buizen
polypropyleen buis voor FACS
Muis Anti-Menselijke HLA-DRBD Biosciences, CA, USA655874clone L243
Muis BALB/c IgG2a, κ
Fluorochrome Horizon V450
(Ex max 404 nm/
Em max 448 nm)
Muis Anti-Menselijke CD45BD Biosciences, CA, USA560777clone HI30
Muis IgG1, κ
Fluorochrome Horizon V500 (Ex max 415 nm/
Em max 500 nm)
Muis Anti-Menselijke CD16BD Biosciences, CA, USA656146clone CLB/fcGran1 Muis BALB/c IgG2a, κ
Fluorochrome FITC
(Ex max 494 nm/
Em max 520 nm)
Muis Anti-Menselijke CD13BD Biosciences, CA, USA347406clone L138
Muis BALB/c X C57BL/6 IgG1, κ
Fluorochrome PE
(Ex max 496 nm/
Em max 578 nm)
Muis Anti-Menselijke CD34BD Biosciences, CA, USA347222clone 8G12
Muis BALB/c IgG1, κ
Fluorochrome PerCP-Cy5.5
(Ex max 482 nm/
Em max 678 nm)
Muis Anti-Menselijke CD117BD Biosciences, CA, USA339217clone 104D2
Muis BALB/c IgG1
Fluorochrome PE-Cy7
(Ex max 496 nm/
Em max 785 nm)
Muis Anti-Menselijke CD11bBD Biosciences, CA, USA333143clone D12
Muis BALB/c IgG2a, κ
D12, Fluorochrome APC
(Ex max 650 nm/
Em max 660nm
Muis Anti-Menselijke CD10BD Biosciences, CA, USA646783clone HI10A
Muis BALB/c IgG1, κ
Fluorochrome APC-H7
(Ex max 496 nm/
Em max 785nm)
Muis Anti-Menselijke CD35BD Biosciences, CA, USA555452clone E11
Muis IgG1, κ
Fluorochrome FITC
(Ex max 494 nm/
Em max 520 nm)
Muis Anti-Menselijke CD64BD Biosciences, CA, USA644385clone 10.1
Muis BALB/c IgG1, κ
Fluorochrome PE
(Ex max 496 nm/
Em max 578 nm)
Muis Anti-Menselijke CD300eImmunostepIREM2A-T100clone UP-H2
Muis BALB/c IgG1, k
Fluorochrome APC
(Ex max 496 nm/
Em max 578 nm)
Muis Anti-Menselijke CD14BD Biosciences, CA, USA641394clone MoP9
Muis BALB/c IgG2b, κ
Fluorochrome APC-H7
(Ex max 496 nm/
Em max 785nm)
Muis Anti-Menselijke CD36BD Biosciences, CA, USA656151clone CLB-IVC7
Muis IgG1, κ
Fluorochrome FITC
(Ex max 494 nm/
Em max 520 nm)
Muis Anti-Menselijke CD105BD Biosciences, CA, USA560839clone 266
Muis BALB/c IgG1, κ
Fluorochrome PE
(Ex max 496 nm/
Em max 578 nm)
Muis Anti-Menselijke CD33345800clone P67.6
Muis BALB/c IgG1, κ
Fluorochrome APC
(Ex max 496 nm/
Em max 578 nm)
Muis Anti-Menselijke CD71BD Biosciences, CA, USA655408clone M-A712
Muis BALB/c IgG2a, κ
Fluorochrome APC-H7
(Ex max 496 nm/
Em max 785nm)
Lysing Solution 10x Concentrate (IVD)BD Biosciences, CA, USA349202
FACSFlow Sheath FluidBD Biosciences, CA, USA342003
FACSDiva CS&T IVD beadsBD Biosciences, CA, USA656046
RAINBOW CALIBRATION PARTICLES, 8 PEAKSCytognos, Salamanca, SpainSPH-RCP-30-5Alots EAB01, EAC01, EAD05, EAE01, EAF01, EAG01, EAH01, EAI01, EAJ01, EAK01
Compensation Particles Multicolor CompBeads(CE/IVD)BD Biosciences, CA, USAref. #51-90-9001229 + #51-90-9001291
Diva software versies 6.1.2 en 6.1.3BD Biosciences, CA, USA
Fosfaat gebufferde zouttablettenR&D Systems, Minneapolis, USA5564
Bovine serum albumine (BSA)Sigma-Aldrich, FranceA9647

Referenties

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Orfao, A., Ortuño, F., de Santiago, M., Lopez, A., San Miguel, J. Immunophenotyping of Acute Leukemias and Myelodysplastic Syndromes. Cytometry Part A. 58, 62-71 (2004).
  2. Porwit, A., et al. Revisiting guidelines for integration of flow cytometry results in the WHO classification of Myelodysplastic Syndromes - proposal from the International/European LeukemiaNet Working Group for Flow Cytometry in MDS (IMDSFlow). Leukemia. 28 (9), 1793-1798 (2014).
  3. Westers, M. T., et al. Implementation of flow cytometry in the diagnostic work-up of myelodysplastic syndromes in a multicenter approach: Report from the Dutch Working Party on Flow Cytometry in MDS. Leukemia Research. 36, 422-430 (2012).
  4. Meehan, S., et al. AutoGate: automating analysis of flow cytometry data. Immunologic Research. 58, 218-223 (2014).
  5. Greenberg, P. L., et al. NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology: myelodysplastic syndromes. Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 9, 30-56 (2011).
  6. Greenberg, P. L., et al. Myelodysplastic Syndromes, Version 2.2017, Clinical Practice Guidelines in Oncology. Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 15, (2017).
  7. WHO Classification of Tumours of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. Revised 4th Edition. Swerdlow, S. H., et al. (2), IARC Press. Lyon, France. 86-128 (2017).
  8. https://lists.purdue.edu/pipermail/cytometry/2009-March/036889.html. , Available from: https://lists.purdue.edu/pipermail/cytometry/2009-March/036889.html (2018).
  9. Composition of EuroFlow panels and technical information on reagents Version 1.5. , (2017).
  10. EuroFlow Standard Operating Procedure (SOP) for sample preparation and staining Version 1.2.1. , (2015).
  11. Kalina, T., et al. EuroFlow standardization of flow cytometer instrument settings and immunophenotyping protocols. Leukemia. 26, 1986-2010 (2012).
  12. http;//www.miltenyibiotec.com/en/products-and-services/macs-flow-cytometry/reagents/antibodies-and-dyes/recombinant-antibodies.aspx. , Available from: http;//www.miltenyibiotec.com/en/products-and-services/macs-flow-cytometry/reagents/antibodies-and-dyes/recombinant-antibodies.aspx (2018).
  13. van Dongen, J. J. M., et al. EuroFlow antibody panels for standardized n-dimensional flow cytometric immunophenotyping of normal, reactive and malignant leukocytes. Leukemia. 26, 1908-1975 (2012).
  14. Matarraz, S. Introduction to the Diagnosis and Classification of Monocytic-Lineage Leukemias by Flow Cytometry. Cytometry Part B (Clinical Cytometry). 92 (3), 218-227 (2015).
  15. Westers, M. T. Immunophenotypic analysis of erythroid dysplasia in myelodysplastic syndromes. A report from the IMDSFlow working group). Haematologica. 102, 308-319 (2017).
  16. Shen, Q., et al. Flow cytometry immunophenotypic findings in chronic myelomonocytic leukemia and its utility in monitoring treatment response. European Journal of Haematology. 95, 168-176 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Flow CytometryBone MarrowMyeloid Cell MaturationMultiparameter Flow CytometryMyeloid Disease DiagnosisSample PreparationData AcquisitionMaturation DatabaseNeutrophil LineageMonocytic Lineage

Gerelateerde artikelen