Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Minimaal invasieve embryo transfer en embryo verglazing bij de optimale embryo fase in konijnen model

13K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/58055

⸱

16 mei 2019

 ,  ,  , 
1Departament of Animal Science, Institute for Animal Science and Technology (ICTA), Universitat Politècnica de València (UPV), 2Animal Technology and Research Center (CITA), Instituto Valenciano de Investigaciones Agrarias (IVIA)

In dit artikel

Samenvatting

Assisted reproductieve technieken (ARTs) worden voortdurend geëvalueerd om de resultaten te verbeteren en de daaraan verbonden Risico's te verminderen. Dit manuscript beschrijft een minimaal invasieve embryotransfer procedure met een efficiënt cryopreservatie protocol dat het gebruik van konijnen als een ideaal dierlijk model van menselijke voortplanting toelaat.

Samenvatting

Geassisteerde reproductieve technieken (kunst), zoals in vitro embryocultuur of embryo cryopreservatie, beïnvloeden natuurlijke ontwikkelingspatronen met perinatale en postnatale gevolgen. Om de onschadelijkheid van kunst toepassingen te waarborgen, zijn studies in dierlijke modellen noodzakelijk. Bovendien, als een laatste stap, embryo ontwikkeling studies vereisen evaluatie van hun vermogen om op volledige termijn gezonde nakomelingen te ontwikkelen. Hier, embryotransfer naar de baarmoeder is onmisbaar voor het uitvoeren van een ARTs-gerelateerde experiment.

Het konijn is gebruikt als een modelorganisme om de voortplanting van zoogdieren te bestuderen voor meer dan een eeuw. In aanvulling op haar verwantschap nabijheid van de menselijke soort en de geringe omvang en lage onderhoudskosten, het heeft belangrijke reproductieve kenmerken zoals geïnduceerde ovulatie, een chronologie van de vroege embryonale ontwikkeling vergelijkbaar met de mens en een korte dracht die ons toelaten om de gevolgen van de kunst toepassing gemakkelijk te bestuderen. Bovendien worden kunst (zoals intracytoplasmatische spermainjectie, embryocultuur, of cryopreservatie) toegepast met geschikte efficiency in deze soort.

Met behulp van de laparoscopische embryotransfer techniek en de cryopreservatie protocol gepresenteerd in dit artikel, beschrijven we 1) hoe embryo's overdracht door middel van een eenvoudige, minimaal invasieve techniek en 2) een effectief protocol voor de lange termijn opslag van konijn embryo's om tijd-flexibele logistieke capaciteiten te bieden en de mogelijkheid om het monster te vervoeren. De resultaten verkregen na de overdracht van konijn embryo's in verschillende ontwikkelingsstadia geven aan dat morula is de ideale fase voor konijn embryo herstel en overdracht. Zo is een oviductal embryotransfer vereist, rechtvaardigen de chirurgische procedure. Bovendien, konijn morulae zijn met succes verglaasd en Laparoscopisch overgedragen, waaruit de effectiviteit van de beschreven technieken.

Inleiding

Met de doelstellingen van het omzeilen van menselijke onvruchtbaarheid of de verbetering van de verspreiding van vee van hoge genetische waarde en het behoud van dierlijke genetische hulpbronnen, een reeks technieken gezamenlijk genoemd ondersteunde reproductie technologieën, zoals superovulatie, in vitro fertilisatie, embryocultuur, of cryopreservatie, werden ontwikkeld1,2. Momenteel worden hormonale behandelingen gegeven aan de eierstokken te stimuleren en produceren een groot aantal antral ovariële follikels1. Oöcyten verzameld uit deze follikels kunnen worden gerijpt, bevrucht, en ontwikkeld in vitro totdat ze ofwel gecryopreserveerde of overgedragen aan surrogaat moeders3. Echter, tijdens deze behandelingen, gameten en zygoten worden blootgesteld aan een reeks van niet-fysiologische processen die kunnen vereisen embryo aanpassing om te overleven in deze omstandigheden4,5. Deze aanpassing is mogelijk door de vroege embryo-plasticiteit, waardoor embryo veranderingen in genexpressie en ontwikkelings programmering6. Echter, deze wijzigingen kunnen invloed hebben op de daaropvolgende stadia van de ontwikkeling van embryo's tot volwassenheid, en het is nu algemeen aanvaard dat methoden, timing, cryopreservatie procedure of cultuur voorwaarden tonen verschillende resultaten op embryo Fate7 , 8. Daarom is het gebruik van goed gekenmerkte diermodellen onvermijdelijk om de specifieke geïnduceerde effecten van kunst te verhelderen.

De eerste gedocumenteerde levende geboorte als gevolg van de overdracht van zoogdier embryo's vond plaats in 18909. Vandaag, embryotransfer (ET) naar een surrogaat vrouwtje is een cruciale stap in het bestuderen van de kunst-geïnduceerde effecten tijdens de pre-implantatie op de daaropvolgende embryo ontwikkeling stadia10. ET de technieken hangen van de grootte en de anatomische structuur van elk dier af. In het geval van grote dierlijke modellen, is het mogelijk geweest om ET door transcervicale niet-chirurgische ET technieken uit te voeren, maar in kleiner-grootte soorten katheterisatie van de cervix is complexer en de chirurgische technieken worden vaak gebruikt11. Echter, chirurgische ET kan leiden tot bloedingen die implantatie en embryo ontwikkeling kunnen schaden, als het bloed kan binnenvallen de baarmoeder lumen, waardoor embryo Death10. Transcervicale niet-chirurgische et technieken worden nog steeds toegepast bij mensen, bavianen, runderen, varkens en muizen12,13,14,15,16,17, maar chirurgische ETS worden nog steeds gebruikt in soorten zoals geiten, schapen of andere dieren die extra moeilijkheden veroorzaken10,18,19,20,21, zoals konijnen (twee onafhankelijke cervices) of muizen (kleine grootte). Niettemin, chirurgische overdracht methoden hebben de neiging geleidelijk te zijn vervangen door minder invasieve methoden. Endoscopie werd gebruikt voor de overdracht van embryo's, bijvoorbeeld bij konijnen, varkens en kleine herkauwers18,19,20. Deze minimaal invasieve endoscopie methoden kunnen worden gebruikt voor de overdracht van embryo's in de ampulla via de infundibulum, die essentieel is bij konijnen en heeft aangetoond gunstige effecten in sommige soorten20. Dit is gebaseerd op het belang van de juiste dialoog tussen embryo en moeder tijdens vroege embryonale stadia in de eileider. Zoals hierboven vermeld, het embryo remodeling dat plaatsvindt in konijnen tijdens de embryo migratie door de eileider is van essentieel belang voor het bereiken van embryo's kunnen inplanteren22,23.

Grotere dierlijke modellen, zoals runderen, zijn interessant, omdat de biochemische en pre-implantatie functies zijn vergelijkbaar met die in de menselijke soort24. Nochtans, zijn de grote dieren te duur om in inleidende proeven te gebruiken, en de knaagdieren worden beschouwd als een ideaal model (76% modelorganismen zijn knaagdieren) voor laboratoriumonderzoek25. Niettemin, het konijn model biedt een aantal voordelen ten opzichte van knaagdieren in reproductieve studies, zoals sommige reproductieve biologische processen tentoongesteld door de mens zijn meer vergelijkbaar in konijnen dan die in muizen. De mens en de konijnen presenteren een gelijkaardige chronologische embryonale genoom activering, gastrulation en hemochorial placenta structuur. Bovendien is het gebruiken van konijnen het mogelijk om de nauwkeurige timing van bemesting en zwangerschapsstadia te kennen toe te schrijven aan hun veroorzaakte ovulatie25. Konijn levenscycli zijn kort, de voltooiing van de zwangerschap in 31 dagen en het bereiken van de puberteit op ongeveer 4-5 maanden; het dier is gemakkelijk te hanteren vanwege zijn volgzaam en niet-agressief gedrag, en het onderhoud is zeer zuinig in vergelijking met de kosten van grotere dieren. Bovendien is het van cruciaal belang te vermelden dat konijnen hebben een duplex baarmoeder met twee onafhankelijke baarmoederhals11,25. Dit plaatst het konijn in een preferentiële positie, aangezien de embryo's van de verschillende experimentele groepen in het zelfde dier, maar in een verschillende baarmoeder hoorn kunnen worden overgebracht. Dit stelt ons in staat om zowel experimentele effecten te vergelijken, het verminderen van de moeder factor van de resultaten.

Vandaag, niet-chirurgische ET methoden zijn niet in gebruik in konijn. Sommige studies uitgevoerd in de late jaren ' 90 met behulp van een transcervicale et techniek resulteerde in lage leverings percentages variërend van 5,5% tot 20,0%11,26 versus 50-65% door chirurgische methoden, waaronder de laparoscopie procedure beschreven door Besenfelder en brem18. De lage slaagpercentages van deze niet-chirurgische ET methoden in konijnen samenvallen met het ontbreken van de noodzakelijke embryo remodeling in de eileider, die wordt vermeden in transcervicale ET. Hier beschrijven we een effectieve minimaal invasieve laparoscopische ET procedure met behulp van konijnen als een modelorganisme. Deze techniek biedt een model voor verder voortplantings onderzoek bij grote dieren en mensen.

Omdat de konijnen een bijzonder smal tijdvenster voor embryo implantatie hebben, vereist ET in deze soort een hoge graad van synchronie tussen de ontwikkelingsfase van het embryo in ET en de fysiologische status van de ontvanger27. In sommige gevallen, na een reproductieve behandeling die embryo ontwikkeling (zoals in vitro cultuur) vertraagt of het endometrium ontvankelijkheid (zoals superovulatie behandelingen) verandert, is er geen synchronie tussen het embryo en de moeder baarmoeder. Deze situaties kunnen een negatieve invloed hebben op het resultaat. Om te reageren in deze context, beschrijven we een effectief konijn morula verglazing protocol dat ons in staat stelt te pauzeren, organiseren en hervatten van de experimenten. Dit proces is logistiek wenselijk voor reproductieve studies en geeft ons de capaciteit voor lange termijn opslag van embryo's, waardoor hun vervoer. De laparoscopische procedure en cryopreservatie strategieën zorgen voor een betere planning van studies met minder dieren. Onze methodologie biedt dus hygiënische en economische voordelen en voldoet aan het concept van de 3V (vervanging, reductie en verfijning) van dier onderzoek met als doel de menselijke behandeling van proefdieren te verbeteren. Aldus, met deze methodes, vormen de konijnen een ideaal modelorganisme voor in vivo reproductieve analyses.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle in deze studie gebruikte experimentele procedures werden uitgevoerd overeenkomstig richtlijn 2010/63/EU-EEG voor dierproeven en werden door het ethische Comité voor experimenten met dieren van de Universitat Politècnica de València beoordeeld en goedgekeurd. Spanje (onderzoek code: 2015/VSC/PEA/00170). XGD, FMJ, MPVC en JSV heeft een autorisatie certificaat afgegeven door de regering van Valencia om te experimenteren op dieren. XGD is gemachtigd om in situ toezicht te houden op het welzijn en de verzorging van de dieren tijdens het experiment.

1. embryo transfer

  1. Bereiding van vrouwelijke ontvangers
    1. Gebruik alleen seksueel rijpe vrouwen (> 4,5 maanden oud).
    2. Een week voor ET, passen vrouwtjes aan een 16 h licht/8 h donker regime te initiëren folliculaire groei en verbeterde vrouwelijke ontvankelijkheid.
    3. Selecteer de ontvanger vrouwtjes, het observeren van de turgescentie en de kleur van de vulva. Als de vulva is turgescent en roodachtig, het vrouwtje is ontvankelijk.
    4. Induceren pseudopregnancy (ovulatie) door een enkele intramusculaire injectie van 1 µ g van busereline acetaat (synthetisch analoog van gonadotrofine-releasing hormoon), ongeacht het lichaamsgewicht.
      Nota: normaal, 0,8 µ g is een geschikte dosis voor ovulatie inductie in middelgrote konijnen (4-5 kg), zodat 1 µ g over het algemeen de ovulatie waarborgt.
    5. De ovulatie zo veel dagen vooraf te induceren als de leeftijd van de embryo's worden overgedragen (bijvoorbeeld 70-72 h voor verse morula ET).
  2. Anesthesie en analgesie
    1. Weeg het konijn en laad de volgende verdovingsmiddelen en pijnstillers.
      1. In een spuit van 1 mL met een 30G naald: belasting xylazine (5mg/kg) en buprenorfine hydrochloride (0,03 mg/kg). In een andere 1 mL spuit met een 23G pericranial naald, belasting ketamine hydrochloride (35 mg/kg).
    2. Houd het konijn en injecteren van de xylazine-buprenorfine mengsel intramusculair.
    3. Steek de pericranial naald met ketamine in de marginale oor ader, langzaam de invoering van alle injectiespuit inhoud intraveneus.
    4. Bevestig de naald en laat het geplaatst in de resterende stappen om meer anesthesie te beheren indien nodig.
    5. Laat het konijn in de kooi (schoon en zonder andere dieren) op een warme podium.
    6. Eenmaal bewusteloos, van toepassing Eye zalf om droogte van het oog te voorkomen en te controleren op de afwezigheid van de palpebrale freflex.
      Opmerking: dit protocol biedt een chirurgische anesthesie vliegtuig voor een minimum van 30 minuten. Als een langere tijd nodig is, injecteren extra doseringen met de helft van het bedrag van ketamine hydrochloride beschreven in 1.2.1 na 30 min.
    7. Controleer de diepte van de anesthesie door het controleren van de pedaal reflex en ademhaling beweging. De veranderingen in het ademhalingspatroon aan een onregelmatig en sneller tarief wijzen op verlies van het juiste vlak van anesthesie.
    8. Controleer de kleur van de slijmvliezen (ogen, lippen, enz.), ademhalingstarief (30-60 ademhalingen per minuut), harttarief (120-325 slagen per minuut) en rectale temperatuur (38-39.6 °c).
    9. Acht uur voor de overdracht, weigeren voedsel van dieren om de grotere darm grootte en de activiteit te voorkomen totdat het ET proces is voltooid. Laat vrije toegang tot water.
  3. Embryo-voorbereiding
    1. Verwarm de media van de embryo manipulatie aan 25 °C: basis middel (BM), bestaand uit Dulbecco fosfaat-gebufferde zoutoplossing (DPBS) aangevuld met 0,2% (w/v) van het serum albumine van het rund.
    2. Werken onder een stereomicroscoop, spoel verse of ontdooide (stap 2) embryo's met BM.
    3. Bevestig met steriele handschoenen een op de juiste wijze geconfigureerde 17G epidurale katheter met een 1 mL spuit.
    4. Aspireren 1 cm van BM in de katheter, gevolgd door een kleine lucht zeepbel.
    5. Aspireren 5-7embryos in een volume van 10 µ L van BM, gevolgd door een andere kleine lucht zeepbel.
    6. Finish het laden van de katheter door opzuigen 1 cm van BM.
  4. Embryo transfer
    1. Overweeg het gebruik van steriele handschoenen, toga en masker om een aseptische omgeving te garanderen.
    2. Steriliseren chirurgische instrumenten, het reinigen van de oppervlakken waar een operatie zal worden uitgevoerd, en veeg ze met 70% ethanol.
    3. Voer anesthesie als eerder gedetailleerde (stap 1,2), controle op het verlies van reflexen.
    4. Scheer de vacht van de buik met een elektrisch scheermes.
    5. Bereid de buik aseptisch.
      1. Reinig de chirurgische ruimte en verwijder eventuele resterende haar. Was het chirurgische gebied met een chloorhexidinegluconaat zeep. Sanitize het gebied met chloorhexidine oplossing en ethanol 96 º (3 keer).
    6. Plaats het dier op een warme chirurgische tafel, in de positie van Trendelenburg (hoofd naar beneden om 45 °) om ervoor te zorgen dat de maag en darmen zijn craniale gelegen. Overweeg de evacuatie van de blaas als het turgescent is. Als een ingewanden beschadigd zijn in het proces, kan het dier sterven. Het is daarom belangrijk dat ze goed zijn gelegen (Figuur 1).
    7. Bedek het gebied met behulp van een steriele handdoek, met een gat (fenestratie) bloot het geschoren gebied, om de chirurgische site te scheiden van alle mogelijke vervuilende gebieden.
    8. Plaats een Endoscopische trocar 5 cm in de buikholte, 2 cm caudale aan de xiphoid proces, en insufflate door het de buikholte met een druk-regulerende mechanische insufflator.
      Opmerking: de intra-abdominale druk moet 8-12 mmHg met CO2 (Figuur 1a).
    9. Plaats de endoscoop camera via de Endoscopische trocar (Figuur 1b).
      Opmerking: Identificeer het voortplantingskanaal, het bepalen van de status en de positie van de infundibulum en ampulla vóór ET om de volgende stappen te vergemakkelijken.
    10. Plaats de 17-G epidurale naald in de liesstreek tussen 2-3 cm van de infundibulum (Figuur 1b).
    11. Identificeer de ingang van de infundibulum (Figuur 2a, 2b).
    12. Plaats de geladen katheter (stap 1,3) door de epidurale naald in de buik (figuur 1c).
    13. Zoek de eileider en steek 1-2 cm van de epidurale katheter door de infundibulum in de ampulla (Figuur 2a-2c). Niet ver vooruit in de eileider om schade en bloeding te voorkomen.
    14. Laat de embryo's in de eileider door voorzichtig te drukken op de zuiger van de spuit gekoppeld aan de katheter (figuur 2D-2F). Beide luchtbellen moeten de katheter verlaten.
    15. Verwijder de katheter net nadat de embryo's zijn vrijgegeven.
    16. Spoel de katheter, opzuigen en loslaten van het manipuleren van het medium om de afwezigheid van de embryo's te controleren en hun succesvolle overdracht te bevestigen.
    17. Herhaal de stappen 1.4.11 naar 1.4.16 in de andere kant van de baarmoeder, indien gewenst.
    18. Verwijder de epidurale naald en endoscoop camera.
    19. Release CO2 via de Endoscopische trocar. Als overtollig gas blijft in de buik van het dier, zal het pijn en ongemak.
    20. Verwijder de Endoscopische trocar uit de buikholte. Verwijder de chirurgische handdoek.
    21. Stop de anesthesie.
    22. Reinig de incisie gemaakt door de trocar met chloorhexidine oplossing. Sluit de incisie gemaakt door de trocar met een micron aluminium en een plastic dressing.
  5. Postoperatieve zorg
    1. Behandel de dieren met antibiotica: 10 mg/kg enrofloxacin, onderhuids, elke 24-h voor 5 dagen.
    2. Toediening van pijnstillers: buprenorfine hydrochloride (0,03 mg/kg), intramusculair, elk 12 uur voor 3 dagen; Meloxicam (0,2 mg/kg), onderhuids, elke 24-h voor 3 dagen.
    3. Monitor de dieren gedurende ten minste 30 min na de operatie (afhankelijk van het dier en de dosis van de anesthesie gebruikt) ervoor te zorgen dat ze terug te vorderen van hun fysiologische omstandigheden.
    4. Identificeer de ontvanger (bijv., oor tatoeage) en huisdieren individueel in een schone kooi met de juiste omgevingsconditie.

figure-protocol-1
Figuur 1: laparoscopische embryotransfer bijgestaan door laparoscopie (External view). A) inbrengen van de Endoscopische trocar (één poort). B) inbrengen van de Endoscopische camera en de epidurale naald (zwarte pijl). C) het inbrengen van de embryo-overbrengings katheter (witte pijl) door de epidurale naald. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

figure-protocol-2
Figuur 2: laparoscopische embryotransfer bijgestaan door laparoscopie (Internal View). A: Inbrengen van de katheter door de epidurale naald in de buik zone. Asterisk geeft de infundibulum. B, C, D: De katheter geladen met de embryo's wordt ingevoegd in ampulla gebied over de infundibulum. E, F: Release van de embryo's, bevestigd door de visualisatie van een gezwollen eileider. Dit cijfer is aangepast van Marco-Jiménez et al. 38. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

2. embryo-verglazing en-opwarming

  1. Voer alle manipulaties bij kamertemperatuur (rond 22 °C) uit om de toxiciteit van de verglazing-oplossing bij warmere temperaturen te verminderen.
    Opmerking: embryo's kunnen worden verplaatst met behulp van 0.1-2 µ L automatische pipet in dit protocol, maar ook andere soortgelijke apparaten te verplaatsen van de embryo's slepen het minimum volume kan geschikt zijn.
  2. Vitrify de embryo's in een procedure in twee stappen aanvullen:
    1. Plaats de embryo's gedurende 2 minuten in equilibrating oplossing bestaande uit 10% (v/v) ethyleenglycol en 10% (v/v) dimethyl sulfoxide opgelost in BM.
    2. Verplaats de embryo's (vanaf stap 2.2.1) gedurende 1 minuut in verglazing oplossing bestaande uit 20% (v/v) ethyleenglycol en 20% (v/v) dimethyl sulfoxide opgelost in BM.
  3. Laad de embryo's in een 125 µ L plastic ministraw (die een gesloten uiteinde met een katoenen stekker en een open Extreme bevat). Het proces is schematized in Figuur 3.
    1. Koppel het gesloten uiteinde van 0,125 l ministraw met de juiste microdispenser (bijv. Captroll III®).
    2. Aspireren BM tot 1/3 van het stro lengte, na door een kleine lucht zeepbel.
    3. Aspireren de embryo's in een volume van 40 µ L van verglazing oplossing, gevolgd door een andere kleine lucht zeepbel.
    4. Aspireren BM tot de eerste vloeibare fractie (stap 2.3.2) bereikt het katoen.
    5. Sluit het open uiteinde met een stro stekker.
  4. Voer stap 2.2.2, terwijl stap 2,3 wordt gedaan om ervoor te zorgen dat niet meer dan een minuut verstrijkt, die giftig zou zijn voor embryo's.
  5. Dompel de ministraw direct in vloeibare stikstof om verglazing te bereiken.
  6. Bewaar de ministraw in een dewar's voor stikstof voor de gewenste tijd.
  7. De embryo's in één stap ontdooien.
    1. Plaats de ministraw horizontaal 10 cm van vloeibare stikstof damp voor 20-30 s.
    2. Wanneer de kristallisatie proces begint in de ministraw, dompel de ministraw in een waterbad bij 25 ° c voor 10-15 s.
    3. Verwijder de ministraw stekker en snijd de katoenen stekker.
    4. Met een gekoppelde microdispenser, verdrijven alle ministraw inhoud in een plaat met 0,33 M sacharoseoplossing bij 25 ° c in BM gedurende 5 minuten.
      Opmerking: deze stap moet snel gedaan worden om de embryo-blootstelling aan de verglazing oplossing te verminderen.
    5. Verplaats de embryo's naar een nieuwe plaat met BM-oplossing voor nog eens 5 minuten.
    6. Overweeg alleen niet-beschadigde embryo's (met intacte mucine jas en zona pellucida) om verder te gaan met de ET.
      Opmerking: Houd er rekening mee dat in ontdooide embryo's, asynchrone overdrachten (bijv. 60-62 h in morula overdrachten) de resultaten kunnen verbeteren door een hersynchronisatie tussen het embryo en het moeder endometrium mogelijk te maken.

figure-protocol-3
Figuur 3: Schematization van correct geladen stro. A) BM verwijst naar de embryo-manipulatie media in dienst tijdens verglazing. Embryo's moeten in verglazing oplossing worden geladen. B) macroscopische verschijning van het geladen stro met een vergrote detail van de embryo positie. Deze grote-volume-apparaat stelt ons in staat om vitrify groot aantal embryo's, in tegenstelling tot minimale volume-apparaten. Voorts is de behandeling van dit apparaat gemakkelijker vergeleken met minimum volume apparaten, terwijl de resultaten in konijnen41gelijkaardig zijn. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Minimaal invasieve laparoscopische overdracht van verse of verglaasd embryo's plaatst het konijn onder de beste modeldieren voor reproductieve studies. Tabel 1 toont de resultaten van Fresh et in verschillende ontwikkelingsstadia (Figuur 4) van overgebrachte embryo's. De overlevingskans bij de geboorte (percentage van de embryo's die resulteren in een pup) bleek de werkzaamheid van de laparoscopische techniek beschreven in dit document. De ho...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Sinds het eerste gedocumenteerde levende geboorte geval van overgebrachte embryo's9, zijn deze techniek en de konijn soorten essentieel in reproductieve studies geworden. Daarnaast vereisen embryo-onderzoek met manipulatie, productie, cryopreservatie, enz. , als laatste stap de evaluatie van de embryo capaciteit voor het opwekken van gezonde nakomelingen op volle termijn. Daarom is embryotransfer techniek onmisbaar13,28. In de loo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door fondsen van het ministerie van economie en concurrentievermogen van Spanje (AGL2017-85162-c2-1-R) en Generalitat Valencia Research Programme (PrometeoII 2014/036). Engelse tekstversie herzien door N. Macowan English language service

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Bovine Serum Albumin (BSA)VWR332
Buprenorfine hydrochlorideAlvet Escartí626Te bestellen door een erkende dierenarts.
Buserelin AcetateSigma AldrichB3303
Clorhexidine digluconaat zeepAlvet Escartí0265DCCJ500B
Clorhexidine digluconaat oplossingAlvet Escartí0265DCCA500B
CO2Air Liquide99921CO2 N48.
CO2 IncubatorFisher scientific15385194
Dimethyl SulfoxideSigma AldrichW387509
Dulbecco’s fosfaat-gebufferde zoutoplossing (DPBS)Sigma AldrichD5773Zonder calciumchloride.
Elektrisch scheerapparaatOster Golden A5078005-140-002
EndoscoopcameraOptomic Spain S.AOP-714
Endoscooptrocar met siliconenklepKarl Storz Endoscopia Ibérica S.A.30114GKLichtgewicht trocarmodel.
EnrofloxacineAlvet Escartí9993046Te bestellen door een erkende dierenarts.
Epicraneale naald 23GAlvet Escartí514056353Kleinere naalden kunnen ook worden gebruikt.
Epidurale katheterVygon corporate187.10
Epidurale naaldVygon corporate187.10
EthyleenglycolSigma Aldrich102466-M
OogzalfAlvet Escartí5273
Ketamine hydrochlorideAlvet Escartí184Te bestellen door een erkende dierenarts.
Laparoscopie-apparatuurKarl Storz Endoscopia Ibérica S.A.26003 AAHopkins® laparoscoop, 0º-mm rechtuitkijk-laparoscoop, 30-cm lengte, 5-mm werkkanaal.
LichtbronOptomic Spain S.AFibrolux 250
Vloeibare stikstofAir LiquideP1505XXX
Mechanische CO2-insufflatorKarl Storz Endoscopia Ibérica S.A.Endoflator®
MeloxicamAlvet Escartí9993501Te bestellen door een erkende dierenarts.
Petrischalen, 35-mmSigma AldrichCLS430165-500EA
Kunststofverband (Nobecutan)IBOR medica7140028
Kunststof strooibuis 0,25 mLIMV - technologies6431
Povidonjodide-oplossingAlvet Escartí02656DPYS500S
SchaarROBOZRS-5880Elke reguliere chirurgische kwaliteit stalen kleine rechte schaar zal werken.
Siliconenbuis voor insufflatorKarl Storz Endoscopia Ibérica S.A.20400040
StereomicroscoopLeicaMZ16FEr zijn goedkopere opties zoals Leica MZ8 of Nikon SMZ-10 of SMZ-2B, om er een paar te noemen.
Steriele handschoenenAlvet Escartí087GL010075
Steriele kledijAlvet Escartí12261501
Steriele maskerAlvet Escartí058B15924B
StrooibuisplugIMV - technologies6431
SucroseSigma AldrichS7903
Spuit, 1-mLFisher scientific11750425
Spuit, 5-mLFisher scientific11773313
Urinaire katheterIMV - technologies17722
WaterbadRAYPABAE-4
XylazinAlvet Escartí525225Te bestellen door een erkende dierenarts.
KonijnenUniversitat Politècnica de ValènciaLijn AAndere moederlijnen, zoals Lijn V of Lijn HP kunnen worden gebruikt.

Referenties

  1. Chen, M., Heilbronn, L. K. The health outcomes of human offspring conceived by assisted reproductive technologies (ART). Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 388-402 (2017).
  2. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo vitrification in rabbits: Consequences for progeny growth. Theriogenology. 84 (5), 674-680 (2015).
  3. Sirard, M. A. The influence of in vitro. fertilization and embryo culture on the embryo epigenetic constituents and the possible consequences in the bovine model. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 411-417 (2017).
  4. Feuer, S. K., Rinaudo, P. F. Physiological, metabolic and transcriptional postnatal phenotypes of in vitro. fertilization (IVF) in the mouse. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 403-410 (2017).
  5. Jiang, Z., et al. Genetic and epigenetic risks of assisted reproduction. Best Practice & Research: Clinical Obstetrics & Gynaecology. 44, 90-104 (2017).
  6. Fleming, T. P., Velazquez, M. A., Eckert, J. J. Embryos, DOHaD and David Barker. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 6 (5), 377-383 (2015).
  7. Sparks, A. E. Human embryo cryopreservation-methods, timing, and other considerations for optimizing an embryo cryopreservation program. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 128-144 (2015).
  8. Swain, J. E. Optimal human embryo culture. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 103-117 (2015).
  9. Heape, W. Preliminary note on the transplantation and growth of mammalian ova within a uterine foster-mother. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 48, 457-459 (1890).
  10. Bermejo-Alvarez, P., Park, K. E., Telugu, B. P. Utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model. Journal of Visualized Experiments. (84), e51214(2014).
  11. Kidder, J. D., Roberts, P. J., Simkin, M. E., Foote, R. H., Richmond, M. E. Nonsurgical collection and nonsurgical transfer of preimplantation embryos in the domestic rabbit (Oryctolagus cuniculus) and domestic ferret (Mustela putorius furo). Journal of Reproduction and Fertility. 116 (2), 235-242 (1999).
  12. Tıras, B., Cenksoy, P. O. Practice of embryo transfer: recommendations during and after. Seminars in Reproductive Medicine. 32 (4), 291-296 (2014).
  13. Cui, L., et al. Transcervical embryo transfer in mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (3), 228-231 (2014).
  14. Moreno-Moya, J. M., et al. Complete method to obtain, culture, and transfer mouse blastocysts nonsurgically to study implantation and development. Fertility and Sterility. 101 (3), e13(2014).
  15. Hasler, J. F. Forty years of embryo transfer in cattle: a review focusing on the journal Theriogenology, the growth of the industry in North America, and personal reminisces. Theriogenology. 81 (1), 152-169 (2014).
  16. Bauer, C. The baboon (Papio sp.) as a model for female reproduction studies. Contraception. 92 (2), 120-123 (2015).
  17. Martinez, E. A., et al. Nonsurgical deep uterine transfer of vitrified, in vivo-derived, porcine embryos is as effective as the default surgical approach. Science Reports. 5, 10587(2015).
  18. Besenfelder, U., Brem, G. Laparoscopic embryo transfer in rabbits. Journal of Reproduction and Fertility. 99, 53-56 (1993).
  19. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  20. Besenfelder, U., Havlicek, V., Kuzmany, A., Brem, G. Endoscopic approaches to manage in vitro and in vivo embryo development: use of the bovine oviduct. Theriogenology. 73 (6), 768-776 (2010).
  21. Fonseca, J. F., et al. Nonsurgical embryo recovery and transfer in sheep and goats. Theriogenology. 86 (1), 144-151 (2016).
  22. Denker, H. W. Structural dynamics and function of early embryonic coats. Cells Tissues Organs. 166, 180-207 (2000).
  23. Marco-Jiménez, F., López-Bejar, M. Detection of glycosylated proteins in rabbit oviductal isthmus and uterine endometrium during early embryo development. Reproduction in Domestic Animals. 48 (6), 967-973 (2013).
  24. Ménézo, Y. J., Hérubel, F. Mouse and bovine models for human IVF. Reproductive BioMedicine Online. 4 (2), 170-175 (2002).
  25. Fischer, B., Chavatte-Palmer, P., Viebahn, C., Navarrete Santos, A., Duranthon, V. Rabbit as a reproductive model for human health. Reproduction. 144 (1), 1-10 (2012).
  26. Besenfelder, U., Strouhal, C., Brem, G. A method for endoscopic embryo collection and transfer in the rabbit. Zentralbl Veterinarmed A. 45 (9), 577-579 (1998).
  27. Daniel, N., Renard, J. P. Embryo transfer in rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (1), (2010).
  28. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters rabbit foetal placenta at transcriptomic and proteomic level. Reproduction. 147 (6), 789-801 (2014).
  29. Green, M., Bass, S., Spear, B. A device for the simple and rapid transcervical transfer of mouse embryos eliminates the need for surgery and potential post-operative complications. Biotechniques. 47 (5), 919-924 (2009).
  30. Duan, X., Li, Y., Di, K., Huang, Y., Li, X. A nonsurgical embryo transfer technique in mice. Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 32 (4), 440-446 (2016).
  31. Denker, H. W., Gerdes, H. J. The dynamic structure of rabbit blastocyst coverings. I. Transformation during regular preimplantation development. Anatomy and Embryology. 157, 15-34 (1979).
  32. Seidel, G. E., Bowen, R. A., Kane, M. T. In vitro fertilization, culture and transfer of rabbit ova. Fertility and Sterility. 27, 861-870 (1976).
  33. Binkerd, P. E., Anderson, G. B. Transfer of cultured rabbit embryos. Gamete Research. 2, 65-73 (1979).
  34. Murakami, H., Imai, H. Successful implantation of in vitro cultured rabbit embryos after uterine transfer: a role for mucin. Molecular Reproduction and Development. 43, 167-170 (1996).
  35. Techakumphu, M., Wintenberger-Torrèsa, S., Sevelleca, C., Ménézo, Y. Survival of rabbit embryos after culture or culture/freezing. Animal Reproduction Science. 13 (3), 221-228 (1987).
  36. Gitzelmann, C. A., et al. Cell-mediated immune response is better preserved by laparoscopy than laparotomy. Surgery. 127 (1), 65-71 (2000).
  37. Huang, S. G., Li, Y. P., Zhang, Q., Redmond, H. P., Wang, J. H., Wang, J. Laparotomy and laparoscopy diversely affect macrophage-associated antimicrobial activity in a murine model. BMC Immunology. 14, 27(2013).
  38. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Almela-Miralles, V., Vicente, J. S. Development of Cheaper Embryo Vitrification Device Using the Minimum Volume Method. Public Library of Science One. 11 (2), e0148661(2016).
  39. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Generation of live offspring from vitrified embryos with synthetic polymers supercool X-1000 and Supercool Z-1000. CryoLetters. 35, 286-292 (2014).
  40. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Use of cyclodextrins to increase cytoplasmic cholesterol in rabbit embryos and their impact on live KITs derived from vitrified embryos. Cryoletters. 35, 320-326 (2014).
  41. Marco-Jiménez, F., Lavara, R., Jiménez-Trigos, E., Vicente, J. S. In vivo development of vitrified rabbit embryos: Effects of vitrification device, recipient genotype, and asynchrony. Theriogenology. 79 (7), 1124-1129 (2013).
  42. Vicente, J. S., et al. Rabbit morula vitrification reduces early foetal growth and increases losses throughout gestation. Cryobiology. 67, 321-326 (2013).
  43. Viudes-de-Castro, M. P., Marco-Jiménez, F., Cedano-Castro, J. I., Vicente, J. S. Effect of corifollitropin alfa supplemented with or without Lh on ovarian stimulation and embryo viability in rabbit. Theriogenology. 98, 68-74 (2017).
  44. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters at transcriptomic and proteomic level rabbit foetal placenta. Reproduction. 147, 789-801 (2014).
  45. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jimenez, F., Viudes-de-Castro, M. P., Lavara, R., Vicente, J. S. Direct comparison of the effects of slow freezing and vitrification on late blastocyst gene expression, development, implantation and offspring of rabbit morulae. Reproduction in Domestic Animals. 49, 505-511 (2014).
  46. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Long-term and transgenerational effects of cryopreservation on rabbit embryos. Theriogenology. 81, 988-992 (2014).
  47. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo transfer manipulation cause gene expression variation in blastocysts that disrupt implantation and offspring rates at birth in rabbit. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology. 207, 50-55 (2016).
  48. Roque, M., Valle, M., Kostolias, A., Sampaio, M., Geber, S. Freeze-all cycle in reproductive medicine: current perspectives. JBRA Assisted Reproduction. 21 (1), 49-53 (2017).
  49. Tsunoda, Y., Soma, T., Sugie, T. Effect of post-ovulatory age of recipient on survival of frozen-thawed rabbit morulae. Journal of Reproduction and Fertility. 65 (2), 483-487 (1982).
  50. Vanderzwalmen, P., et al. Births after vitrification at morula and blastocyst stages: effect of artificial reduction of the blastocoelic cavity before vitrification. Human Reproduction. 17 (3), 744-751 (2002).
  51. Lavara, R., Baselga, M., Vicente, J. S. Does storage time in LN2 influence survival and pregnancy outcome of vitrified rabbit embryos? Theriogenology. 76 (4), 652-657 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Laparoscopische embryotransfertransfer in morula stadiumoviductale embryotransfercryopreservatie van embryo sminimaal invasieve techniekassistieve reproductieve technologie nembryo terugwinningontdooien van embryo s
Minimaal invasieve embryo transfer en embryo verglazing bij de optimale embryo fase in konijnen model
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.