Methodenartikel

Multimodale bioluminescente en positronisch-emissie tomografie/computationele Tomography Imaging van Multiple Myeloma beenmerg Xenografts in NOG muizen

DOI:

10.3791/58056

⸱

7 januari 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Greater Los Angeles Veteran Administration Healthcare System, 2San Diego Veterans Administration Healthcare System, 3University of California, Los Angeles, 4Perkin Elmer

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier gebruiken we bioluminescente, X-ray, en het positron-emissie tomografie/berekend tomography imaging te bestuderen hoe remmende mTOR activiteit beïnvloedt het beenmerg-geaccepteerd myeloma tumoren in een xenograft model. Dit zorgt voor fysiologisch relevante, niet-invasieve en multimodale analyses van het effect van de anti-myeloma van therapieën gericht op beenmerg-geaccepteerd myeloma tumoren in vivo.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Multipel myeloom (MM) tumoren in het beenmerg (BM) engraft en hun overleving en progressie zijn afhankelijk van complexe moleculaire en cellulaire interacties die bestaan binnen deze communicatie. Nog kan de BM-communicatie niet gemakkelijk gerepliceerde in vitro, die potentieel de fysiologische relevantie van vele experimentele modellen die in vitro en ex vivo beperkt . Deze problemen kunnen worden opgelost door gebruik te maken van een xenograft model in welke luciferase (LUC)-transfected 8226 MM cellen zal specifiek engraft in het skelet van de muis. Als deze muizen worden gegeven de geschikt substraat, kan D-luciferine, de effecten van therapie op de tumorgroei en overleving worden geanalyseerd door het meten van veranderingen in de bioluminescente beelden (BLI) geproduceerd door de tumoren in vivo. Deze BLI-gegevens gecombineerd met positronisch-emissie tomografie/computationele tomografie (PET/CT) analyse met behulp van de metabole marker 2-deoxy - 2-(18F) fluoro-D-glucose (18F-FDG) wordt gebruikt voor het controleren van wijzigingen in de tumor metabolisme na verloop van tijd. Deze beeldvormende platforms kunnen voor meerdere noninvasive metingen binnen de tumor/BM-communicatie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MM is een ongeneeslijke ziekte opgebouwd uit kwaadaardige plasma B-cellen die infiltreren in de BM en bot vernietiging, bloedarmoede, nierfunctie en infectie veroorzaken. MM van 10% - 15% van alle hematologische maligniteiten1 maakt en is de meest voorkomende kanker te betrekken de skeleton2. De ontwikkeling van MM vloeit voort uit de oncogene transformatie van langlevende plasmacellen die gevestigd zijn in de germinal centra van lymfoïde weefsels voordat uiteindelijk homing naar de BM3. De BM wordt gekenmerkt door zeer heterogene nissen; met inbegrip van divers en kritische cellulaire componenten, regio's van lage pO2 (hypoxie), uitgebreide vascularisatie, complexe extracellulaire matrices en cytokine en groeifactor netwerken, die allemaal aan MM tumorgenesis4 bijdragen. Dus, zou de ontwikkeling van een gedissemineerde MM xenograft model gekenmerkt door tumoren die strikt worden geaccepteerd in de BM, een zeer krachtig en klinisch relevante hulpprogramma voor studie van MM pathologie in vivo5,6. Echter kunnen talrijke technische hindernissen beperken de doeltreffendheid van de meeste modellen van de xenograft, waardoor ze kostbaar en moeilijk toe te passen. Dit omvat problemen in verband met consistente en reproduceerbare tumor engraftment binnen de niche van de BM, een verlengde tijd aan de ontwikkeling van de tumor, en beperkingen in de mogelijkheid om rechtstreeks observeren en veranderingen van tumor groei/survival zonder te hoeven meten offeren muizen in de loop van het experiment7,8.

Dit protocol maakt gebruik van een gemodificeerd xenograft-model dat aanvankelijk werd ontwikkeld door Miyakawa et al. 9, waarin een intraveneuze (IV) uitdaging met myeloma cellen resulteert in "gedissemineerde" tumoren die consequent en reproducibly in de BM van NOD/SCID/IL-2γ(null) (NOG) muizen10 engraft. De visualisatie in situ van deze tumoren wordt bereikt door de stabiele transfectie van de 8226 menselijke MM cellijn met een allel LUC en serieel het meten van de veranderingen in de BLI geproduceerd door deze werk tumor cellen6. Nog belangrijker is, kan dit model te gebruiken diverse andere LUC-uiten menselijke MM cellijnen (bijvoorbeeld, U266 en OPM2) met een gelijkaardige neiging naar specifiek engraft in het skelet van de muizen NOG worden uitgebreid. De identificatie van de tumoren door bioluminescente beeldvorming van de muizen wordt gevolgd door het meten van de opname van radiofarmaceutische sondes (zoals 18F-FDG) door PET/CT. samen, zorgt dit voor extra karakterisering van kritische biochemische trajecten (d.w.z., veranderingen in het metabolisme, veranderingen in hypoxie en de inductie van apoptosis) binnen de tumor/BM-communicatie. De belangrijkste troeven van dit model kunnen worden benadrukt door de beschikbaarheid van een breed scala van radiolabeled, bioluminescente en fluorescerende sondes en markeringen die kunnen worden gebruikt voor het bestuderen van MM progressie en pathologie in vivo.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierlijke hieronder beschreven procedures werden goedgekeurd door de institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC) van het grotere Los Angeles VA gezondheidszorg systeem en werden uitgevoerd onder steriele en pathogenen vrije voorwaarden.

1. bereiding van Luciferase-uiten 8226 cellen (8226-LUC)

  1. Het handhaven van de menselijke MM cellijn, 8226, in RPMI-1640 medium aangevuld met 10% foetale runderserum (FBS) en 1% penicilline-streptomycine bij 37 ° C in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% kooldioxide (CO2).
  2. Genereren van stabiele LUC-uiten verslaggever 8226 cellen door transfecting 1 x 106 8226 cellen met een luciferase verslaggever vector gevolgd door een selectie met hygromycin (100-350 mg/mL) zoals eerder beschreven6.
  3. Het handhaven van de cellen onder steriele kweken standaardvoorwaarden voor 2-3 weken, wijzigen van het medium om de andere dag, totdat de totstandbrenging van een stabiel transfected 8226 cellijn is gegenereerd.
  4. Bevestigen van de in vitro luciferase activiteit in 1 x 106 transfected cellen/100 µL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) door toevoeging van het luciferase substraat, D-luciferine (150 µg/mL werkoplossing in een kweekvloeistof voorverwarmde), en het meten van de Bioluminescentie van de cellen in een reageerbuis of 96-wells-plaat met behulp van een luminometer6.

2. Orthotopic Xenograft Model

  1. Handhaven NOG muizen (4-6 weken oud, man of vrouw) onder steriele/pathogenen vrije voorwaarden in een passende verzorging van de dieren-faciliteit.
  2. De 8226 LUC-transfected cellen voorbereiden IV injectie in de muizen NOG (~ 5 x 106 cellen/muis) op de dag van het experiment. Wassen van de cellen 3 x in ijskoude PBS, ze tellen en resuspendeer hen in ijskoude PBS (minus antibiotica en FBS) op een eindconcentratie van 5 x 106 cellen/200 µL van PBS) in een steriele reageerbuis. Houden van de cellen op ijs en daag de muizen zo snel mogelijk (binnen 30-120 min).
  3. Anesthetize van de muis (met Isofluraan, 1% - 3% in lucht bij 0,5 - 1 L/min) en plaats het dier in een liggende positie op een verwarming pad met het hoofd tegenover weg. Controleer het niveau van afstomping door het knijpen van de teen. Ophthalmic zalf toepassen op de ogen.
  4. De cellen van de 8226-LUC in de muizen door middel van de staart ader (200 µL/injectie) met behulp van een spuit van 1 mL insuline en een 26-G naald te injecteren.
    Opmerking: Een warmte lamp kan worden gebruikt om te warmen de staart, waardoor de ader leerstoornissen en verhoging van de doeltreffendheid van injecties.
  5. Het dier terug naar hun kooi en volgen van de dieren totdat zij volledig zijn hersteld.
  6. Bevestig de engraftment van 8226-LUC cellen in het skelet van de muis door het meten van de BLI in narcose muizen (hieronder beschreven en wordt weergegeven in figuur 1A).
    Opmerking: BM exsudaat kunnen ook worden gekleurd voor menselijke CD45 expressie met behulp van stroom cytometry (figuur 1B) of door de immunohistochemistry van geoogste bot (Figuur 1 c).

3. meting van de BLI In Vivo

Opmerking: Doorgaans, meetbare BLI uit werk tumoren in muizen eerste tussen 10-20 dagen postchallenge kan worden waargenomen, maar dit mogelijk moet experimenteel worden bepaald.

  1. Anesthetize van de muis (met Isofluraan, 1% - 3% in lucht bij 0,5 - 1 L/min) en controleer het niveau van afstomping door het knijpen van de teen. Ophthalmic zalf toepassen in haar ogen.
  2. Geef het dier een IP-injectie (200 µL /) voor "in-vivo-grade" D-luciferine substraat (30 mg/mL verdund in een steriele zoutoplossing).
  3. Meten van de BLI binnen 5-10 min, na de injectie van het substraat luciferine (hoewel de BLI activiteit waarneembaar in de muizen gedurende maximaal 45-60 minuten zijn kan), door het plaatsen van de narcose dier in een liggende positie in een kleine dieren imaging systeem (Figuur 2 ). Selecteer verlichte en x-stralen analyse en verwerven van beelden (Figuur 3).
    1. Het meten van de gemiddelde straling (fotonen/s/cm2/steradian) in geselecteerde gebieden van belang (ROIs) met behulp van beeldbewerkingssoftware (Figuur 4).
    2. Het dier terug naar haar kooi en volgen het totdat het volledig is hersteld (ongeveer 15-20 min).

4. behandeling van de muizen met gerichte therapie

  1. Meten van de basislijn BLI en randomize van de dieren in de behandelgroepen (muizen/groep 4-8).
  2. Behandelen van de muizen met een IP-injectie (200 µL /) van temsirolimus (0.2 - 40 mg/kg muis) met behulp van een regime van vijf dagelijkse IP-injecties gevolgd door 2 dagen van rust en een extra vijf dagelijkse injecties11.
  3. Meten van de luciferase activiteit (fotonen/s/cm2/steradian) 2 x per week zoals beschreven in punt 3 en plot de verandering van de BLI na verloop van tijd. Veranderingen in de tumor BLI kan worden gepresenteerd als seriële beelden van de muizen (figuur 5B).
    Opmerking: Het wordt aanbevolen dat dagelijkse monitoring van de dieren worden uitgevoerd totdat zij de volgende symptomen aanwezig (gewoonlijk binnen een 45-60 dagen van de eerste uitdaging): gewicht verlies (het verlies van meer dan 10% ten opzichte van het gewicht vóór) en/of hind de verlamming van de ledematen, waarna zij moeten worden euthanized met behulp van een CO2 kamer gevolgd door cervicale dislocatie.

5. PET/CT-analyse met behulp van 18F-FDG maatregel verandert in Tumor metabolisme

  1. De dieren in hun kooi snel doordat hun voedsel gedurende 24 uur voorafgaand aan het experiment om te voorkomen dat overtollige aspecifieke opname van 18F-FDG.
  2. Bereiden 18FDG-PET F-radiolabeled sondes (50-100 µCi/injectie in een steriele zoutoplossing) op de dag van het experiment. De tijd en de activiteit van de 18F-FDG-sonde met een dosis kalibrator registreren.
    Opmerking: Omdat 18F heeft een relatief korte halfwaardetijd (~ 2 h), een zorgvuldige voorbereiding en planning voor het gebruik van deze sondes moeten komen.
  3. Anesthetize van het dier (met Isofluraan, 1% - 3% in lucht bij 0,5 - 1 L/min) en plaats deze in een liggende positie op een verwarming pad met het hoofd tegenover weg. Controleer het niveau van afstomping door het knijpen van de teen. Ophthalmic zalf toepassen in haar ogen.
  4. Spuit de sonde via de staart ader (100 µL/injectie) met behulp van een afgeschermde 1 mL insuline spuit en een 26-G naald.
    Opmerking: Een warmte lamp kan worden gebruikt om te warmen de staart, waardoor de ader leerstoornissen en verhoging van de doeltreffendheid van injecties.
  5. Meten van de resterende radioactiviteit in de naald/spuit in een dosis kalibrator en noteer de activiteit en de tijd.
    Opmerking: De standaardisatie van muis incubatie, dosering en timing is essentieel om de reproduceerbaarheid van de gegevens en vergelijkbaarheid.
  6. Het handhaven van de muizen onder verdoving en bij 37 ° C met behulp van een verwarming pad gedurende de gehele looptijd van de sonde opname (~ 45-90 min).
    Opmerking: Het is belangrijk dat de muizen blijven geven en bij 37 ° C te vermijden van aspecifieke opname van de sonde.
  7. Spreiden de injecties van de sonde 18F-FDG optreden tussenpozen van ongeveer 20 - tot 30-min om soortgelijke labeling keren in de muizen.
    Opmerking: Juiste workflow en timing van de sonde injecties zal leiden tot optimale en reproduceerbare imaging voorwaarden.
  8. Meet de 18F-FDG-activiteit in een PET/CT kleine dieren imaging systeem in geselecteerde gebieden van belang die overeenkomen met het werk tumoren (Figuur 6).
    Opmerking: In eerste instantie, een 10-min statische PET belichting en een 2-min CT blootstelling worden aanbevolen, maar de exacte belichtingstijden mogelijk moet experimenteel worden bepaald.
  9. De dieren terugkeren naar hun huis kooien en controleren ze totdat volledig hersteld. Het huis van de muizen in een speciale retour kamer voor 24 h terwijl de sonde vervalt aan de achtergrondniveaus.
    Opmerking: Vanwege de korte halfwaardetijd van 18F, meerdere metingen met behulp van een nieuwe sonde kunnen worden gemaakt zo vaak als 2 x per week.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In eerste pilotstudies, IV injecties van 8226-LUC cellen in KNIPOOG/SCID muizen heb niet de ontwikkeling van BM-geaccepteerd MM tumoren, hoewel squamous MM tumoren waren gemakkelijk gevormd (slagingspercentage 100%). Daarentegen IV uitdagingen met 8226 cellen NOG muizen gegenereerd (binnen 15-25 dagen) tumoren in het skelet (en slechts zelden gevormde tumoren in niet-skeletale tissue, zoals de lever of milt). Aangezien tumoren in het skelet, kon niet visueel te worden bevestigd door het l...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ondanks een verscheidenheid van preklinische xenograft modellen van MM6,9,11,12,13blijft de mogelijkheid te bestuderen van de tumor/BM interacties communicatie in het BM moeilijk 14. de hier beschreven technieken zorgen voor de snelle en reproduceerbaar engraftment van 8226-LUC tumoren cellen in het skelet voor NOG muizen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteur Kevin Francis is een medewerker van de Perkin-Elmer.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door een grant1I01BX001532 VA VERDIENSTE van het VS departement van veteranen zaken biomedische laboratoriumonderzoek en ontwikkeling Service (BLRDS) te P.F., E.C. erkent steun van de () VA Clinical Science R & D-Service Merit Award I01CX001388) en VA revalidatie R & D Service (Merit Award I01RX002604). Verdere steun kwam uit een UCLA faculteit zaad subsidie aan J.K. Deze inhoud noodzakelijkerwijs niet de visie van de ons Department of Veterans Affairs of de regering van de VS.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
8226 human myeloma cell lineATCCCCL-155
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Muizen (NOG)Jackson Labs5557
VivoGlo Luciferine substraatPromegaP1041
Hypoxyprobe-1KitHPLHP1-100
PE-CD45 (clone H130)BD Biosciences555483Gebruikt voor flowcytometrie om humane CD45+ tumorcellen in BM-exsudaat te identificeren
Konijn anti-humaan CD45 (clone D3F8Q)Cell Signaling Technology70527Primaire antilichaam gebruikt voor immunohistologie van verwijderd bot
Geit Anti-konijn IgG (HRP-geconjugeerd)ABCAMab205718Secundair antilichaam gebruikt voor immunohistologie van verwijderd bot
Dual-Luciferase Reporter Assay SystemPromegaE1910
pGL4.5 Luciferase Reporter VectorPromegaE1310
IVIS Lumina XRMS In Vivo BeeldvormingssysteemPerkin Elmer
Sofie G8 PET/CT BeeldvormingssysteemPerkin Elmer

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Raab, M. S., Podar, K., Breitkreutz, I., Richardson, P. G., Anderson, K. C. Multiple Myeloma. The Lancet. 374 (9686), 324-339 (2009).
  2. Galson, D. L., Silbermann, R., Roodman, G. D. Mechanisms of Multiple Myeloma Bone Disease. BoneKEy Reports. 1, 135(2012).
  3. Anderson, K. C., Carrasco, R. D. Pathogenesis of Myeloma. Annual Review of Pathology. 6, 249-274 (2011).
  4. Reagan, M. R., Rosen, C. J. Navigating the Bone Marrow Niche: Translational Insights and Cancer-Driven Dysfunction. Nature Reviews Rheumatology. 12 (3), 154-168 (2016).
  5. Frost, P., et al. Mammalian Target of Rapamycin Inhibitors Induce Tumor Cell Apoptosis in Vivo Primarily by Inhibiting Vegf Expression and Angiogenesis. Journal of Oncology. 2013, 897025(2013).
  6. Mysore, V. S., Szablowski, J., Dervan, P. B., Frost, P. J. A DNA-Binding Molecule Targeting the Adaptive Hypoxic Response in Multiple Myeloma Has Potent Antitumor Activity. Molecular Cancer Research. 14 (3), 253-266 (2016).
  7. Podar, K., Chauhan, D., Anderson, K. C. Bone Marrow Microenvironment and the Identification of New Targets for Myeloma Therapy. Leukemia. 23 (1), 10-24 (2009).
  8. Campbell, R. A., et al. Laglambda-1: A Clinically Relevant Drug Resistant Human Multiple Myeloma Tumor Murine Model That Enables Rapid Evaluation of Treatments for Multiple Myeloma. International Journal of Oncology. 28 (6), 1409-1417 (2006).
  9. Miyakawa, Y., et al. Establishment of a New Model of Human Multiple Myeloma Using Nod/Scid/Gammac(Null) (Nog) Mice. Biochemical and Biophysical Research Communications. 313 (2), 258-262 (2004).
  10. Ito, M., et al. Nod/Scid/Gamma(C)(Null) Mouse: An Excellent Recipient Mouse Model for Engraftment of Human Cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  11. Frost, P., et al. In Vivo Antitumor Effects of the Mtor Inhibitor Cci-779 against Human Multiple Myeloma Cells in a Xenograft Model. Blood. 104 (13), 4181-4187 (2004).
  12. Asosingh, K., et al. Role of the Hypoxic Bone Marrow Microenvironment in 5t2mm Murine Myeloma Tumor Progression. Haematologica. 90 (6), 810-817 (2005).
  13. Storti, P., et al. Hypoxia-Inducible Factor (Hif)-1alpha Suppression in Myeloma Cells Blocks Tumoral Growth in Vivo Inhibiting Angiogenesis and Bone Destruction. Leukemia. 27 (8), 1697-1706 (2013).
  14. Fryer, R. A., et al. Characterization of a Novel Mouse Model of Multiple Myeloma and Its Use in Preclinical Therapeutic Assessment. PLoS One. 8 (2), e57641(2013).
  15. Gould, S. J., Subramani, S. Firefly Luciferase as a Tool in Molecular and Cell Biology. Analytical Biochemistry. 175 (1), 5-13 (1988).
  16. Czernin, J., Phelps, M. E. Positron Emission Tomography Scanning: Current and Future Applications. Annual Review Medicine. 53, 89-112 (2002).
  17. Pandey, M. K., Bhattacharyya, F., Belanger, A. P., Wang, S. Y., DeGrado, T. R. Pet Imaging of Fatty Acid Oxidation and Glucose Uptake in Heart and Skeletal Muscle of Rats: Effects of Cpt-1 Inhibition. Circulation. 122 (21), (2010).
  18. Wang, M. W., et al. An in Vivo Molecular Imaging Probe (18)F-Annexin B1 for Apoptosis Detection by Pet/Ct: Preparation and Preliminary Evaluation. Apoptosis. 18 (2), 238-247 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Bioluminescent imagingPET CT imagingxenograftmodelbehandeling met temsirolimusD luciferinesubstraat18F FDG sondeimaging van kleine dieren

Gerelateerde artikelen