Methodenartikel

Gerichte en selectieve behandeling van pluripotente stamcel afkomstige Teratomas met behulp van externe Beam straling in een kleine-dier-Model

DOI:

10.3791/58115

⸱

17 februari 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University School of Medicine, 2Department of Medicine, Division of Cardiology, Stanford University School of Medicine, 3Medical Service, Cardiology Section, Veteran Affairs Palo Alto Health Care System, 4Department of Pathology, Stanford University School of Medicine, 5Department of Radiology, Molecular Imaging Program, Stanford University School of Medicine, 6Peking University Shenzhen Health Science Institute, 7Department of Radiation Oncology, Stanford University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Onderzoek inzake behandelingsstrategieën voor pluripotente stamcel-afgeleide teratomas is belangrijk voor de klinische vertaling van stamcel therapie. Hier beschrijven we een protocol, ten eerste genereren van stamcellen cel afkomstige teratomas in muizen en vervolgens selectief doel en behandeling van deze tumoren in vivo met behulp van een kleine-dier-irradiator.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het groeiende aantal slachtoffers van "stamcel toerisme," de niet-gereglementeerde transplantatie van stamcellen wereldwijd, heeft hun bezorgdheid over de veiligheid van stamceltransplantatie. Hoewel de transplantatie van gedifferentieerde in plaats van de ongedifferentieerde cellen is gebruikelijk, teratomas nog kunnen voortvloeien uit de aanwezigheid van residuele ongedifferentieerde stamcellen op het moment van transplantatie of van spontane mutaties in gedifferentieerde cellen. Omdat stamcel-therapieën worden vaak geleverd in anatomisch gevoelige sites, kunnen zelfs kleine tumoren rampzalig zijn klinisch, resulterend in blindheid, verlamming, cognitieve afwijkingen en cardiovasculaire dysfunctie. Chirurgische toegang tot deze sites kan ook worden beperkt, waardoor patiënten met weinig therapeutische opties. Beheersing van wangedrag van de cel van de stam is, daarom, cruciaal voor de klinische vertaling van stamcel therapie.

Externe lichtbundel straling biedt een doeltreffend middel voor het leveren van gerichte therapie te verlagen van de lasten Teratoom terwijl het minimaliseren van schade aan het omringen van organen. Bovendien, deze methode voorkomt genetische manipulatie of virale transductie van stamcellen-die zijn gekoppeld aan de extra klinische veiligheid en werkzaamheid zorgen. Hier beschrijven we een protocol pluripotente stamcel afkomstige teratomas bij muizen te maken en toe te passen therapie van de straling van de externe straal om selectief lasertherapie deze tumoren in vivo.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ontwikkeling van stamcel-therapieën voor weefselregeneratie is opgetreden een aantal belemmeringen in de afgelopen decennia, hinderen inspanningen voor efficiënte klinische inzet. Deze hindernissen zijn arme cel retentie bij plaatsen van levering, stamcel immunogeniciteit en de neoplastische potentie om vorm teratomas1. Tumorigeniciteit is van bepaalde klinische zorg zoals het stamcel transplantatie ontvangers2kan beschadigen. Rekeningen van tumor vorming als gevolg van de cel van de stam van de niet-gereglementeerde injecties zijn al gemeld in meerdere klinische instellingen3,-4,5. Het potentieel voor Teratoom vorming is de meest vaak aangehaald klinische zorg in pluripotente stamcel (PSC) ontwikkeling en heeft geresulteerd in vertragingen en annuleringen van meerdere spraakmakende embryonale stamcellen (ESC) en geïnduceerde pluripotente stamcel (iPSC) proeven6,7,8,9. Er is dus een dringende noodzaak voor een translationeel onderzoek gewijd naar de juiste behandeling, moeten deze iatrogene tumoren ontstaan.

Tot op heden hebben de meeste strategieën ter controle van de stamcel wangedrag gericht op het verminderen van het aantal van de PSC's met tumorigene potentiële2,10. Helaas, slechts een klein aantal resterende cellen (.bijvoorbeeld 1 x 10,4 tot en met 1 x 105 cellen11) is vereist voor Teratoom formatie, die is ver beneden de detectiegrens geciteerd door de momenteel beschikbare testen12, 13. andere beperkingen van het gebruik van deze preseparation methoden bestaan uit lage efficiëntie en hoge kosten, afhankelijkheid van één cel schorsingen die mogelijk niet geschikt is voor nieuwere weefselengineering benaderingen, en de mogelijke bijzondere waardevermindering van cel overleving en engraftment.

Enkele studies hebben aangepakt behandelingsopties Teratoom vorming volgen. Misschien is de meest goed bestudeerde strategie de opneming van "zelfmoord" genen in stamcellen14,15. Deze methode houdt het genetisch manipuleren van de cellen van de stam te nemen een afleidbare activeren van apoptosis gene die kan worden geactiveerd door stimulatie van de farmacologische postinjection, waardoor een redding aanpak als ingespoten cellen teratomas produceren. Deze benadering hebben echter te lijden onder belangrijke nadelen, met inbegrip van uit-target effecten van genetische modificaties van PSC's en de mogelijkheden voor een geleidelijke ontwikkeling van drug weerstand16. Een soortgelijke aanpak maakt gebruik van kleine moleculen om selectieve celdood van PSC's via de remming van de anti-apoptotic trajecten17. Andere groepen zijn gericht op de dood van de cel van de PSC's met behulp van antilichamen tegen pluripotent oppervlakte markers, zoals podocalyxin-achtige eiwitten-1 (PODXL)18. De timing van de kleine-molecuul of antilichaam levering staat een aanzienlijke impact hebben op de therapeutische mogelijkheden van PSC's als geleverd te vroeg en therapeutische werking ontbreken mag als te laat geleverd. Daarnaast zijn de systemische effecten van kleine moleculen en antilichamen gebruikt in deze mode niet onderzocht.

Een alternatieve benadering voor de behandeling van deze tumoren, is afhankelijk van de lichtbundel externe radiotherapie (EBRT) gebruiken. EBRT is één van de primaire modaliteiten die momenteel werkzaam in de behandeling van solide tumoren19. Innovaties in EBRT, met inbegrip van de ontwikkeling van de proton en stereotactische radiochirurgie, hebt ingeschakeld de verbeterde afstemming van pathologische structuren terwijl het vermijden van schade aan normale weefsel, waardoor de hoekgetrouwe EBRT ideaal is voor het aanpakken van Teratoom vorming in anatomisch gevoelige structuren20. Bovendien, deze methode voorkomt de genetische manipulatie of virale signaaltransductie van cellen van de stam, die beide beladen met extra klinische veiligheid en werkzaamheid heeft betrekking op15. Tot slot hebben vooruitgang in micro-irradiators de toepassingvan EBRT in knaagdieren21ingeschakeld.

In dit artikel laten we zien hoe een kleine-dier om model te maken van Teratoom vorming door het injecteren van menselijke iPSCs in muizen. Vervolgens laten we zien hoe toe te passen van EBRT selectief uitroeiing van deze tumoren in vivo met minimale schade aan het omliggende weefsel. Deze aanpak biedt een gerichte therapie voor PSC-afgeleide teratomas terwijl het vermijden van de effecten van de af-target van de systemische afgifte van biologische moleculen en peptiden en de genetische manipulatie van de PSC. Voor experimentele doeleinden bieden wij een optionele stap om de cellen van de stam met reporter genen voor het bijhouden van tumor respons op stralingstherapie via bioluminescentie imaging (BLI) transduce.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit dier experiment werd goedgekeurd en uitgevoerd onder de institutionele Review Board en het administratieve Panel on Laboratory Animal Care aan Stanford University.

1. de celcultuur van iPSCs

  1. Menselijke iPSCs afgeleid door lentivirale herprogrammering op 6-Wells-platen bekleed met kelder membraan matrix (bv. matrigel, aangeduid als matrix tonkilometers) groeien.
  2. Dagelijks veranderen de media van de iPSCs met verrijkte kweekmedium (Zie Tabel van materialen) incuberen bij 37 ° C en 5% CO2.
  3. Zodra de cellen bereiken 80 – 90% samenvloeiing (ongeveer elke 4 dagen), voeg 1 mL van recombinante cel-dissociatie enzym (Zie Tabel van materialen) per goed en Incubeer bij 37 ° C gedurende 5 minuten.
  4. Na 5 min, distantiëren van de cellen uit de put door pipetteren hen overbrengen in een tube van 15 mL en centrifugeer bij 300 x g.
  5. Na het centrifugeren, gecombineerd het supernatant en resuspendeer de pellet cel in verrijkte kweekmedium (Zie Tabel van materialen) verrijkt met Y27632-remmer bij een verdunning 1:1,000.
  6. Het uitvoeren van een telling van de cel van de gedissocieerde cellen en replate cellen in de matrix beklede 6-Wells-platen op een bevolkingsdichtheid van 2 x 10,5 tot en met 4 x 10,5.

2. signaaltransductie van iPSCs met een Double-fusion Reporter Gene

  1. Passage iPSCs in 6-Wells-platen per routine en verrijkte kweekmedium toevoegen (Zie Tabel van materialen) met 6 µg/mL hexadimethrine bromide (en).
    Opmerking: De ideale kolonie grootte is 200-400 cellen/kolonie de hoogste transductie efficiëntie opleveren.
  2. Concentreren zelf inactiveren lentivirus uitvoering firefly luciferase en groen fluorescent proteïne (FLuc-eGFP) gedreven door menselijke ubiquitin promotor-C door sediment centrifugeren met een SW-29-rotor bij 50.000 x g gedurende 2 uur bij 4 ° C.
  3. Het virale concentraat toevoegen aan de iPSCs in een 6-well plaat duikt met een veelheid aan infectie (MOI) van 10 en na een nacht bebroeden bij 37 ° C bij 5% CO2.
    Opmerking: De veelheid van infectie werd bepaald door de uitdrukking van de monomere fluorescentie eiwit geanalyseerd door een fluorescentie-activated cell sorting (FACS) scan.
  4. De volgende dag, wegnemen naar de virus door centrifugeren van de iPSC 6-Wells-platen bij 300 x g gedurende 6 min bij kamertemperatuur.
  5. Wijzigen van de media dagelijks met verrijkte kweekmedium (Zie Tabel van materialen) en passage volgens protocol. Gebruik een fluorescentie Microscoop om na te gaan van de efficiëntie van de geschatte transductie van eGFP.
  6. Een rendement van 30 – 40% volstaat voor het sorteren van FACS. Ga verder met de FACS van hiPSCs eGFP uitdrukken als ten minste 30 – 40% van de cellen express eGFP.
  7. Plaat om te bevestigen FLuc activiteit ex vivo, de cellen uiten GFP FACS gesorteerd bij een dichtheid van 5.000 cellen per putje.
  8. Incubeer de cellen getransduceerde en niet-getransduceerde cellen (die zal dienen als de negatieve controle) met de Bioluminescentie verslaggever sonde D-luciferine (100 μmol/L) voor 6 h. meten de Bioluminescentie met een microplate-spectrofluorometer.

3. transplantatie van PSC's in de dorsale Flank voor Teratoom vorming in immunodeficiëntie muizen

  1. Voeg vervolgens 1 mL van recombinante cel-dissociatie enzym mix per 6-well plaat met menselijke iPSCs getransduceerde met een dubbel-fusion verslaggever gen (FLuc-GFP) in cultuur (zie punt 2) en incubeer gedurende 5 min.
  2. Na de incubatieperiode, verspreiden de cellen door Pipetteer aspiratie en expressie. Voeg een gelijk volume kweekmedium en vervolgens Centrifugeer bij 250 x g voor 4 min.
  3. Na centrifugeren voltooid is, de bovenstaande oplossing gecombineerd, resuspendeer de pellet cel in 30 µL van matrix, en plaats deze op het ijs te behouden de levensvatbaarheid ervan vóór injectie. Bevestig een oogst van 1 x 106 cellen met behulp van een hemocytometer.
  4. Als met behulp van dubbel-fusion verslaggever-gen-transfected cellen, schorsen de dubbel-positieve FACS cellen (uit sectie 2) in 30 µL van matrix.
  5. Induceren van verdoving in 8-10 weekse athymic naakt muizen met behulp van 2% isoflurance met 1L/min zuurstof en gebruik vervolgens onderhoud 2% Isofluraan met 1L/min voor zuurstof.
  6. Cel/matrix mengsel met een injectiespuit 28.5 G, injecteren (Zie Tabel van materialen) schorsing in de subcutane ruimte op de flank, streven naar een injectie van in totaal 5 x 10,3 tot 5 x 106 cellen (ongeveer 100 ul per injectie).
  7. Overweeg een meer caudal injectieplaats als plan om muizen langdurig en anticiperende maatregelen kunnen grote tumorgroei.
  8. Narcose dieren zijn toegestaan om te herstellen op een verwarmde pad tot ambulant (meestal < 1h) met monitoring van ademhaling, huid kleur van tenen tot ambulant.

4. de Bioluminescentie Imaging (BLI) van getransplanteerde cellen te beoordelen van de overleving van de cel en Teratoom groei

  1. Uitvoeren op de gewenste timepoints na inoculatie, een intraperitoneale injectie (IP) van 375 mg/kg van de verslaggever sonde D-luciferine in de muizen.
  2. 10 minuten na de injectie van een IP-, beeld de Bioluminescentie signaal in de narcose dieren (uitgevoerd als beschreven in stap 3.5) voor 30 min 1 min overname windows 5-min tussenpozen gebruikt.
    Opmerking: Per afbeelding overnames worden aanbevolen. Anesthesie wordt gehandhaafd tijdens beeldvorming door het leveren van Isofluraan via een neus ingeademd.
  3. Voor data-analyse, trekken van een regio van belang (ROI) over het BLI-signaal en vervolgens te normaliseren voor de Acquisitietijd te kwantificeren van uitstoot in eenheden van de maximale fotonen per seconde per vierkante centimeter per steradiaal (fotonen/s/cm2/sr).

5. Teratoom bestraling met behulp van een preklinische Image-guided Irradiator (Figuur 1)

  1. Anesthetize een muis in een vechtpartij doos met behulp van 2% Isofluraan in 100% zuurstof op een debiet van 1 L/min. Nadat de muis is volledig verdoofd, deze overbrengen aan het bed van een pre-klinisch beeld-geleide-irradiator (Zie Tabel van materialen). Handhaven van verdoving door 2% Isofluraan continu via een neus kegel.
  2. Verwerven van micro-CT-beelden als een verzameling van 400 projectie beelden meer dan 360° met behulp van een 40 kVp, 2 mA X-ray-balk, en die in de volumetrische beelden met een isotrope pixelgrootte van 0,2 mm reconstrueren.
  3. Plan een behandeling van de straling met behulp van de micro-CT-beelden met behulp van het softwarepakket RT_Image (http://rtimage.sourceforge.net/) en het uitvoeren van de behandeling.
    Opmerking: Het behandelingsplan gebruikt bestaat uit twee 225 kVp X-ray balken, gericht om het passeren van de oppervlakkige doel Teratoom terwijl plinten van het oppervlak van de rest van de muis en de onderliggende ingewanden sparen. De belichtingstijden voor de balken worden aangepast op basis van elk kwartaal kalibratie systeemgegevens zodat de dosis in het midden van de doel-tumor 6 Gy was.
  4. Herhaal de behandelingsproces op drie opeenvolgende dagen te leveren van een totaal van 18 Gy aan de target-tumor.
  5. Standaard nabehandeling verzorging van de dieren te handhaven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ingespoten muizen meestal demonstreer Teratoom groei vorming na 4 – 8 weken zoals bevestigd door BLI imaging (Figuur 2). Tumoren zal krimpen dramatisch wanneer bestraald met een cumulatieve dosis van 18 Gy gegeven van een maand na levering van de cel, wat resulteert in een aanzienlijke afname van de luciferase signaal (Figuur 2). Belangrijker, lijken normale weefsels 5 mm ontleend aan de bestraalde site niet te hebben significant...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bevestigen dat het risico van het ontwikkelen van teratomas een ernstig nadeel verbonden met PSC behandelingen23 ispreklinische gegevens en anekdotische gevallen van slachtoffers van "stamcel toerisme". Ontwikkeling van een zorgvuldige benadering te voorkomen en behandelen van de neoplastische risico met stamcellen therapieën is daarom een belangrijke stap bij het bevorderen van de klinische vertaling van regeneratieve stamcel-therapieën. In dit artikel, we een methode van therapeutische targeting...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedank de nationale instituten van gezondheid R01 HL134830 (PKN), K08 HL135343 (KS) en 5F32HL134221 (JWR); het Howard Hughes Medical Institute (ASL); en de Stanford cardiovasculaire Instituut (ASL) voor hun steun.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Induced Pluripotent Stem Cell Control LineStanford UniversityNguyen LabCelcultuur van iPSC
Corning matrigel basement membrane matrix 354234Fisher ScientificCB-40234Celcultuur van iPSC
Essential 8-cultuurmediumATCC-The global bioresource center30-2203Celcultuur van iPSC
Tryple EGibco12605-036Celcultuur van iPSC
Y27632-remmer 2 HCL (ROCK-remmer)Fisher ScientificS104950MGCelcultuur van iPSC
LentivirusCyagenP170721-1001cjnTransductie van iPSC met dubbele fusiereportergen
Polyrbrene Infectie/TransfectiereagensMillipore SigmaTR-1003-GTransductie van iPSC met dubbele fusiereportergen
Fluc-eGFP-reportergen gedreven door ubiquitine-promoterStanford UniversitySam Gambhir labTransductie van iPSC met dubbele fusiereportergen
D-luciferinePerkin Elmer122799Transductie van iPSC met dubbele fusiereportergen en BLI
Flow cytometer (BD FACSARIA III)BD Biosciences FACSAriaTransductie van iPSC met dubbele fusiereportergen
microplate spectrofluorometer (Glomax Navigator System)Promega Bio Systems, Sunnyvale, CAGM2000Transductie van iPSC met dubbele fusiereportergen
Xenogen IVIS 200 Perkin Elmer124262BLI
IsofluraneSigma-AldrichCDS019936bestraling
X-Rad SmART beeldgestuurde bestralingsapparaat Precision X-ray Inc., North Branford, CTX-Rad SmARTbestraling
RT_Image softwarepakketStanford University (http://rtimage.sourceforge.net/)RT_Image v0.2βBestraling

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sallam, K., Wu, J. C. Embryonic stem cell biology: insights from molecular imaging. Methods in Molecular Biology. 660, 185-199 (2010).
  2. Lee, A. S., Tang, C., Rao, M. S., Weissman, I. L., Wu, J. C. Tumorigenicity as a clinical hurdle for pluripotent stem cell therapies. Nature Medicine. 19 (8), 998-1004 (2013).
  3. Amariglio, N., et al. Donor-derived brain tumor following neural stem cell transplantation in an ataxia telangiectasia patient. PLOS Medicine. 6 (2), e1000029(2009).
  4. Kuriyan, A. E., et al. Vision Loss after Intravitreal Injection of Autologous "Stem Cells" for AMD. The New England Journal of Medicine. 376 (11), 1047-1053 (2017).
  5. Berkowitz, A. L., et al. Glioproliferative Lesion of the Spinal Cord as a Complication of "Stem-Cell Tourism". The New England Journal of Medicine. 375, 196-198 (2016).
  6. Zhang, W. Y., de Almeida, P. E., Wu, J. C. Teratoma formation: A tool for monitoring pluripotency in stem cell research. StemBook. , The Stem Cell Research Community. (2012).
  7. Scott, C. T., Magnus, D. Wrongful termination: lessons from the Geron clinical trial. STEM CELLS Translational Medicine. 3 (12), 1398-1401 (2014).
  8. Strauss, S. Geron trial resumes, but standards for stem cell trials remain elusive. Nature Biotechnology. 28 (10), 989-990 (2010).
  9. Coghlan, A. Unexpected mutations put stem cell trial on hold. New Scientist. 227 (3033), 9(2015).
  10. Tang, C., et al. An antibody against SSEA-5 glycan on human pluripotent stem cells enables removal of teratoma-forming cells. Nature Biotechnology. 29 (9), 829-834 (2011).
  11. Lee, A. S., et al. Effects of cell number on teratoma formation by human embryonic stem cells. Cell Cycle. 8 (16), 2608-2612 (2009).
  12. Tano, K., et al. A novel in vitro method for detecting undifferentiated human pluripotent stem cells as impurities in cell therapy products using a highly efficient culture system. PLoS One. 9 (10), e110496(2014).
  13. Kuroda, T., et al. Highly sensitive in vitro methods for detection of residual undifferentiated cells in retinal pigment epithelial cells derived from human iPS cells. PLoS One. 7 (5), e37342(2012).
  14. Cao, F., et al. In vivo visualization of embryonic stem cell survival, proliferation, and migration after cardiac delivery. Circulation. 113 (7), 1005-1014 (2006).
  15. Cao, F., et al. Molecular imaging of embryonic stem cell misbehavior and suicide gene ablation. Cloning Stem Cells. 9 (1), 107-117 (2007).
  16. Kotini, A. G., de Stanchina, E., Themeli, M., Sadelain, M., Papapetrou, E. P. Escape Mutations, Ganciclovir Resistance, and Teratoma Formation in Human iPSCs Expressing an HSVtk Suicide Gene. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 5, e284(2016).
  17. Smith, A. J., et al. Apoptotic susceptibility to DNA damage of pluripotent stem cells facilitates pharmacologic purging of teratoma risk. STEM CELLS Translational Medicine. 1 (10), 709-718 (2012).
  18. Choo, A. B., et al. Selection against undifferentiated human embryonic stem cells by a cytotoxic antibody recognizing podocalyxin-like protein-1. Stem Cells. 26 (6), 1454-1463 (2008).
  19. Yorke, E., Gelblum, D., Ford, E. Patient safety in external beam radiation therapy. American Journal of Roentgenology. 196 (4), 768-772 (2011).
  20. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology • Biology • Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  21. Slatkin, D. N., Spanne, P., Dilmanian, F. A., Gebbers, J. O., Laissue, J. A. Subacute neuropathological effects of microplanar beams of x-rays from a synchrotron wiggler. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (19), 8783-8787 (1995).
  22. Lee, A. S., et al. Brief Report: External Beam Radiation Therapy for the Treatment of Human Pluripotent Stem Cell-Derived Teratomas. Stem Cells. 35 (8), 1994-2000 (2017).
  23. Berkowitz, A. L., et al. Glioproliferative Lesion of the Spinal Cord as a Complication of "Stem-Cell Tourism". The New England Journal of Medicine. 375 (2), 196-198 (2016).
  24. Swijnenburg, R. J., et al. In vivo imaging of embryonic stem cells reveals patterns of survival and immune rejection following transplantation. Stem Cells and Development. 17 (6), 1023-1029 (2008).
  25. Cao, F., et al. Noninvasive de novo imaging of human embryonic stem cell-derived teratoma formation. Cancer Research. 69 (7), 2709-2713 (2009).
  26. Priddle, H., et al. Bioluminescence imaging of human embryonic stem cells transplanted in vivo in murine and chick models. Cloning and Stem Cells. 11 (2), 259-267 (2009).
  27. Dale, R. G. Dose-rate effects in targeted radiotherapy. Physics in Medicine & Biology. 41 (10), 1871-1884 (1996).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Stamcelteratomenpluripotente stamcellenbioluminescentie imagingmicro CT imagingbeeldgestuurde bestralingsbronsubcutane injectieimmuundefici nte muizenradiotherapieprotocoltumorablatie

Gerelateerde artikelen