Method Article

Fractuur apparatuur ontwerp en protocolverbetering voor gesloten-gestabiliseerde fracturen bij knaagdieren

DOI:

10.3791/58186

⸱

August 14th, 2018

 ,  ,  , 
1College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 2Department of Orthopaedic Surgery, University of Michigan Medical School, 3Lymann Briggs College, Michigan State University, 4College of Engineering, Michigan State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van het protocol is voor het optimaliseren van de fractuur generatie parameters zodanig dat deze consistent fracturen. Dit protocol is verantwoordelijk voor de variaties in bot grootte en morfologie die zich tussen de dieren voordoen kan. Bovendien, wordt een kosteneffectieve, verstelbare fractuur-apparaat beschreven.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De betrouwbare generatie van consistente gestabiliseerde fracturen in diermodellen is essentieel voor het begrip van de biologie van bot regeneratie en het ontwikkelen van therapeutics en apparaten. Beschikbare letsel modellen worden echter geplaagd door inconsistentie wat resulteert in verloren dieren en bronnen en onvolmaakte gegevens. Om dit probleem van heterogeniteit van de fractuur, is het doel van de hierin beschreven methode opleveren een consistente fractuur locatie en patroon te optimaliseren fractuur generatie parameters specifiek voor elk dier. Dit protocol is verantwoordelijk voor variaties in bot grootte en morfologie die kan bestaan tussen de muis stammen en kan worden aangepast aan het genereren van consistente fracturen in andere soorten, zoals de rat. Bovendien, wordt een kosteneffectieve, verstelbare fractuur-apparaat beschreven. Vergeleken met de huidige gestabiliseerde fractuur technieken, tonen het protocol van de optimalisatie en de nieuwe fractuur toestellen verhoogde consistentie in gestabiliseerde fractuur patronen en locaties. Geoptimaliseerd met behulp van parameters die specifiek zijn voor het monster-type, de verhogingen van de beschreven protocol de precisie van geïnduceerde trauma's, minimaliseren van de heterogeniteit van de fractuur meestal waargenomen in gesloten-fractuur generatie procedures.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Onderzoek naar genezing van de breuk is het noodzakelijk een grote klinische en economische probleem aan te pakken. Elk jaar meer dan 12 miljoen fracturen worden behandeld in de Verenigde Staten1, kost 80 miljard dollar per jaar2. De waarschijnlijkheid van een mannelijke of vrouwelijke lijden een breuk in hun leven is 25% en 44%, respectievelijk3. Problemen in verband met de breuk genezing naar verwachting stijgen met verhoogde comorbidities als de bevolking vergrijst. Om te studeren en dit probleem aanpakken, zijn robuuste modellen van breuk generatie en stabilisatie nodig. Knaagdier modellen zijn bij uitstek geschikt voor dit doel. Ze bieden klinische relevantie en kunnen worden aangepast aan de specifieke omstandigheden adres (d.w.z., meerdere verwondingen, open, gesloten, ischemische en geïnfecteerde fracturen). Naast het repliceren van klinische scenario's, zijn dierlijke fractuur modellen belangrijk voor het begrijpen van bot biologie en het ontwikkelen van therapeutics en apparaten. Pogingen om te bestuderen van de verschillen tussen interventies kunnen echter worden bemoeilijkt door de variabiliteit geïntroduceerd door inconsistente fractuur generatie. Dus, het genereren van reproduceerbaar zijn en consequent gesloten fracturen in diermodellen is essentieel voor het gebied van spier-en onderzoek.

Ondanks goed controleren voor mogelijke heterogeniteit van het onderwerp door te zorgen voor de juiste genetische achtergrond, geslacht, leeftijd en milieu-omstandigheden, de productie van klinisch relevante consistente beenverwondingen is een belangrijke variabele beïnvloeden reproduceerbaarheid die moet worden gecontroleerd. Statistische vergelijkingen met behulp van inconsistente fracturen worden geplaagd met experimentele noise en een hoge variabiliteit4; Daarnaast variabiliteit van de breuk kan leiden tot geen onnodige dier dood vanwege de noodzaak om de grootte van de steekproef of de noodzaak om te euthanaseren van dieren met verbrijzelde of malpositioned fracturen te verhogen. Het doel van de hier beschreven methode is het optimaliseren van de fractuur generatie parameters die specifiek voor monster type zijn en opleveren een consistente fractuur locatie en patroon.

Huidige modellen van breuk generatie vallen in twee brede categorieën, elk met hun eigen sterke en zwakke punten. Open-fractuur (osteotomie) modellen ondergaan operatie om bloot van het bot, waarna een fractuur wordt geïnduceerd door het snijden van het bot of verzwakken en vervolgens handmatig breken5,6,7,8te. De voordelen van deze methode zijn de directe visualisatie van de fractuur-site en een meer consistente fractuur locatie en patroon. De fysiologische en klinische relevantie van de aanpak en het mechanisme van de schade is echter beperkt. Open coördinatiemethodes fractuur generatie vereist bovendien een chirurgische aanpak en de sluiting met langdurige periodes gedurende welke de knaagdieren worden blootgesteld aan een verhoogd risico op besmetting.

Gesloten technieken richten veel van de open techniek beperkingen. Gesloten technieken produceren fracturen met behulp van een extern toegepaste botte kracht trauma's die letsel aan het bot en de omliggende weefsels, meer vergelijkbaar zijn met die gezien in menselijke klinische verwondingen induceert. De meest voorkomende methode was in 19849beschreven door Bonnarens en Einhorn. Zij beschreven een gewogen guillotine wordt gebruikt om aan te geven van stomp trauma te breken van het bot zonder enige externe huid wonden. Deze methode is alom aangenomen om te bestuderen van het effect van genetica10,11, farmacologische therapie12,13,14,15, mechanica16, 17, en fysiologie18,19,20 op bot genezing in muizen en ratten. Terwijl het voordeel van gesloten methoden fysiologisch relevante fracturen is, worden experimentele reproduceerbaarheid en strengheid beperkt door de heterogeniteit van de breuk. De inconsistente fractuur generatie resulteert in een beperkte differentiatie tussen-de-Fractie, verloren exemplaren, en een toename van de dieren die nodig zijn om de statistische significantie.

Beheersing van de variabiliteit in de generatie van de breuk en stabilisatie is essentieel om zinvolle resultaten te produceren. Om goed bestudeert de biologie van breuk reparatie, een eenvoudige, maar robuuste fractuur model nodig. Het model moet worden omgezet naar andere knaagdiersoort, bot typen (dijbeen of tibiae, bijvoorbeeld), en over de variabele muis genetische achtergronden en geïnduceerde mutaties. Bovendien, de ideale procedure moet technisch eenvoudig en produceren consistente resultaten. Naar adres fractuur heterogeniteit, de hier beschreven methode is de bouw van een goed gecontroleerde fractuur-apparaat dat kan vervolgens worden gebruikt voor het optimaliseren van de parameters en genereren van consequent gesloten fracturen ongeacht leeftijd, geslacht, of genotype.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol werd ontwikkeld om ervoor te zorgen dat dieren niet onnodig worden gebruikt en worden gespaard alle onnodige pijn en leed; het voldoet aan alle toepasselijke federale, staats-, lokale en institutionele wetten en richtlijnen inzake dierlijke onderzoek. Het protocol werd ontwikkeld onder leiding van een laboratorium van de Universiteit-wide dierlijke Medicine Program geregisseerd door dierenartsen gespecialiseerd in dierlijke laboratoriumgeneeskunde. Het protocol werd herzien en goedgekeurd door de institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC).

1. fractuur torenconstructie

Opmerking: Alle onderdelen worden vermeld in de sectie materialen (Tabel van materialen). Gedetailleerde technische tekeningen worden geleverd voor het machinaal en 3D-gedrukte deel in aanvullende cijfers 1-12. De technische tekeningen van halffabrikaat bijzonderheden bevestiger voor alle gekoppelde delen (aanvullende figuren 1, 2, 7, en 9).

  1. Ondersteuning van halffabrikaat
    Opmerking: Zie voor een technische tekening van het halffabrikaat ondersteuning, aanvullende figuur 1.
    1. Bevestig de Beam ondersteuning--kaak sectie op het middelpunt van de Lichtbundel ondersteuning--horizontale sectie.
    2. De Beam ondersteuning--verticaal 1 hechten aan de bovenkant van de Lichtbundel ondersteuning--kaak sectie, 2 in van de Lichtbundel ondersteuning--horizontale sectie.
    3. De Beam ondersteuning--verticale 2 hechten aan de bovenkant van de Lichtbundel ondersteuning--horizontale sectie op het middelpunt (7 in vanaf het einde).
    4. De Beam, Support--plaat monteren aan het einde van zowel Beam--verticaal 1 en Beam ondersteuning--verticale 2koppelen. Het einde van de plaat steun moet spoelen met de achterkant van De ondersteuning van de lichtbundel--verticale 2.
  2. RAM halffabrikaat
    Opmerking: Zie voor een technische tekening van het RAM-geheugen halffabrikaat, aanvullende figuur 2.
    1. Machine de blok stoppen en de blok gids (aanvullende figuur 3); de staaf Ram (aanvullende figuur 4); de uitlijning van de schroef (aanvullende figuur 5); en de montage van de plaat (aanvullende figuur 6).
    2. De Montage van de plaat aan de Beam ondersteunen--plaat monteren van het halffabrikaat steun koppelen.
    3. In de volgende volgorde, schuif de eerste Lineaire Sleeve Bearing; de Block gids; de tweede Lineaire Sleeve Bearing; en het blok stoppen op de staaf Ram. De gidsen en de blokken te koppelen aan de Montage van de plaat.
    4. Drie ⅜-in noten hechten aan het schroefdraad gedeelte van het Ram van de staaf. Men moet spoelen met het einde van de staaf aan te gaan met de elektromagneet. De andere 2 worden gebruikt voor het aanpassen van de diepte van de breuk.
    5. Hiermee lijnt u de grove in de Staaf Ram om gezicht naar voren en de Uitlijning schroef in de spindelcentrering van de Blok gidsinvoegen.
  3. Magneet halffabrikaat
    Opmerking: Zie voor een technische tekening van de magneet halffabrikaat, aanvullende figuur 7.
    1. Soldeer de elektromagneet tot de draad leidt (polariteit is niet een factor voor de elektromagneet werking). Genoeg lengte te bereiken van de vloer, waar de breuk-apparaat zal worden gepositioneerd toestaan. Gebruik treksluiters of een andere vorm van gehechtheid aan stress verlichten de draad.
    2. Strippen van de Power Supplyde eind en sluit hem aan op het Voetpedaal. Ten slotte sluit de draad aan het Voetpedaal in een configuratie "off" (normaal open). Test het circuit om ervoor te zorgen dat de elektromagneet brandt wanneer de Voetschakelaar wordt niet gedrukt. Dit zal de ram maximaal vóór de breuk.
    3. Afdrukken van de Mount Magnet (aanvullende cijfers 8A en 8B) gebruik van een additief productie-apparaat, of het deel van aluminium machine.
    4. De elektromagneet hechten aan de Mount Magnet.
    5. 2 hoek haakjes aan de Beam ondersteuning--magneetkoppelen.
    6. In de volgende volgorde, rijg de Rod magneet door de bovenste Hoek beugel en toevoegen van een ¼-in nut; de Mount Magnet; twee ¼-in noten; en de onderste Hoek beugel. Beveilig de vergadering met twee ¼-in noten op elk uiteinde.
  4. Complete samenstelling
    Opmerking: Zie voor een technische tekening van de complete samenstelling, aanvullende figuur 9.
    1. Bevestig de Magneet halffabrikaat aan de oppervlaktelaag van de lichtbundel, Support--plaat monteren.
    2. De uitlijning van de Lichtbundel ondersteuning--magneet aanpassen zodat de magneet houdt zich bezig met de staaf, Ram.
      Opmerking: Als de staaf niet ontslaat wanneer het voetpedaal wordt gedrukt, verminderen het contactoppervlak tussen de elektromagneet en de staaf door het bewegen van de Lichtbundel ondersteuning--magneet.
    3. Machine de haakjes been kaak (aanvullende figuur 10).
    4. De twee Haakjes been kaak aan de Beam ondersteuning--kaak sectiekoppelen. Wanneer ze worden neergezet, moet de tip van de ram worden op een gelijke afstand van elke kaak.
    5. Plaats van de Fractuur van het Platform (aanvullende cijfers 11A en 11B) boven de kaken.
    6. Afdrukken van de Mal positionering fractuur (aanvullende cijfers 12A en 12B) en de Jig Pin Gauge (aanvullende cijfers 13A en 13B) gebruik van een additief productie-apparaat of machine de onderdelen van aluminium.
      Opmerking: De afmetingen van de mallen worden berekend in de optimalisatie stappen beschreven in stap 2.
    7. Sluit de Jig positionering fractuur aan het Platform fractuur.
    8. Bevestigen dat de diepte van het effect kan worden aangepast met behulp van de twee stop noten op de Staaf Ram.
    9. Bevestigen dat de snelheid van het effect kan worden aangepast door de Mount Magnet omhoog en omlaag te verplaatsen.
    10. Bevestigen dat de breedte van de breuk kan worden aangepast door het verplaatsen van de Haken been kaak dichterbij of verder weg van de Staaf Ram.

2. fractuur optimalisatie

  1. Fractuur locatie
    1. Röntgenfoto's van de ledematen (dijbeen of tibia) om te worden gebroken in een representatieve steekproef van 5 euthanized dieren te verkrijgen.
      Opmerking: Het monster moet gepaard gaan met de modellen, die zal worden gebruikt in het experimentele protocol gebaseerd op leeftijd, genotype en seks. Zelfs als het Slotprotocol aangedrongen op slechts één gebroken ledematen, zal beide monster ledematen worden gebruikt.
    2. Plaats de ledemaat raakvlak aan de x-ray-balk aan te schaffen waar-laterale en anterior/posterior uitzicht tot op het bot. Plaats een object van het bekende dimensie aan het imaging vliegtuig naar geeft een schaal voor analyse.
    3. Opmerking: Als imaging dijbeen, zorg ervoor dat de ledemaat is in volle uitbreiding, waar het dijbeen in hetzelfde axiale vlak als het scheenbeen is.
    4. Markeer de gewenste locatie van de breuk op de radiografie van de ledematen als gebroken (Figuur 1A - stippellijn). Meten van het teneinde-tibiale gewricht tot aan het niveau van de gemarkeerde breuk(Figuur 1). Bereken de lengte van de gemiddelde fractuur (FL) voor alle proef exemplaren. Meten van de intercondylar inkeping voor dijbeen breuken.
  2. Fractuur-positionering jig
    1. Meet de afstand van het buitenoppervlak van een steun aambeeld naar het midden van de impact van de guillotine (CGI) (Figuur 2). De CGI van de FL, beschreven in stap 2.1.4, voor de berekening van de fractuur-positionering jig diepte (JD) aftrekken. Machine of 3D-print een U-vormige kanaal met een hoogte en een breedte gelijk is aan het aambeeld, en een diepte gelijk is aan de JD (Figuur 3A). Een technische tekening van de steekproef en het CAD-bestand zijn opgenomen in aanvullende cijfers 12A en 12B.
      Opmerking: Als de ledematen in de mal wordt geplaatst, moet het dorsum van de voet liggen tegen het oppervlak die het verst van de impact van de guillotine. Het U-vormige kanaal wijzigen als aanvullende goedkeuring vereist voor de ledematen is.
    2. Plaats het model in de breuk toestellen in de vatbaar positie voor dijbeen breuken in de liggende positie voor fracturen van de tibia (Figuur 4). Druk op het dorsum van de voet tegen het einde van de mal fractuur-positionering. Druk handmatig de guillotine tot de breuken van de ledematen. Het verkrijgen van een radiografie van de gebroken ledematen te bevestigen de mal grootte en breuk locatie (Figuur 2B).
    3. JD verhogen als de locatie van de breuk ook distale op het bot is of JD afnemen als de locatie van de breuk ook proximale op het bot is.
  3. Stabilisatie van de pin-parameters
    1. Pin lengte: Met behulp van de röntgenfoto's verkregen in stap 2.1, meet de ledematen lengte (LL) van de Tibia plateau naar het niveau van de achterste malleolus; voor fracturen van de tibia of het intercondylar inkeping aan de grotere trochanter voor dijbeen breuken. Vermenigvuldig de lengte van het bot met 0,9 voor het berekenen van de lengte van de pin (PL) (figuren 1A en 3B).
    2. Pin breedte: Met behulp van de röntgenfoto's verkregen in stap 2.1, meten de Wallenberg minimumdiameter (MD) in het gebroken ledemaat(Figuur 1). Selecteer een naald met een maat is ongeveer gelijk aan de Wallenberg diameter en een lengte van meer dan 1,5 x PL.
      Opmerking: De grootte van een geschatte pin voor een 14 weken oude C57BL/6J muis is 22 G, 1½ in en 27 G, 1¼ in voor het bovenbeen en onderbeen, respectievelijk.
  4. PIN snijden gauge
    1. 2.4.1. machine of 3D-print een meter met een lengte die gelijk is aan PL minus de lengte van de naald (CGL) (Figuur 3B; Aanvullende cijfers 13A en 13B). Ene uiteinde moet een overhang om te rusten tegen de hub van de naald en anderzijds dienen op te geven waar de pin moet worden gesneden. Een technische tekening van de steekproef en het CAD-bestand zijn opgenomen in aanvullende cijfers 13A en 13B.
  5. Intramedullaire pin fractuur stabilisatie
    1. Met behulp van de niet-gebroken proef specimens uit stap 2.1, verwijderen haren met een elektrische clipper of ontharende room van halverwege tibia naar halverwege dijbeen, bloot van het kniegewricht.
    2. Tibia vastzetten: invoegen van de naald percutaneously laterale aan het Patellaire ligament. De Patellaire ligament mediaal intrekken en uitlijnen van de punt van de naald op de as van het scheenbeen. Met behulp van een reaming beweging, zachtjes schenden het tibiale plateau en begeleiden van de naald naar beneden de Wallenberg holte.
    3. Dijbeen vastzetten: invoegen van de naald percutaneously laterale aan het Patellaire ligament. De Patellaire ligament mediaal intrekken en uitlijnen van de punt van de naald op de as van het bovenbeen in de intercondylar inkeping. Met behulp van een reaming beweging, zachtjes schending van het gewrichtsoppervlak van het intercondylar uitsparing en begeleiden van de naald naar beneden de Wallenberg holte.
    4. Met behulp van de maaswijdtemeter die vervaardigd in stap 2.4, pak totdat de blootgestelde naald gelijk aan de lengte van de spoorbreedte is. Intrekken van de naald om genoeg ruimte (~ 3 mm) om te snijden van de naald op het niveau dat is aangegeven door de meter.
      Opmerking: Zorg ervoor dat houd de proximale (plastic) uiteinde van de naald tijdens het snijden, zodat het niet een gevaarlijke projectiel.
    5. 0.3 mm van de distale einde van de pin met behulp van een cutter pin crimp en dan snijd de pin op het niveau van de meter. Het zinken van de pin naar het gewrichtsoppervlak met behulp van een staaf met een diameter van 1,5 x groter zijn dan de diameter van de naald.
      Noot: Crimpen voorkomt dat rotatie van de naald en migratie door het verhogen van de naald-bot contactpersoon.
    6. Verkrijgen van röntgenfoto's om te bevestigen de naald breidt de lengte van het Wallenberg kanaal van de ledematen en doet niet uitsteken uit het proximaal of DISTAAL eind (Figuur 1C).
  6. Effect diepte
    1. Met behulp van de röntgenfoto's verkregen in stap 2.1, meet de diameter van de cortex op het niveau van de gewenste breuk(Figuur 1). Bereken de corticale middendiameter (CD) voor alle proef exemplaren.
    2. Plaats een vastgezette proef specimen uit stap 2.5 in het apparaat van de breuk met de breuk-positionering mal vervaardigd in stap 2.2. De ram van invloed op de ongedeerd ledemaat rusten.
      Opmerking: Laat niet het RAM-geheugen te laten vallen; het bot moet tijdens deze stap van optimalisatie intact blijven.
    3. Breng genoeg neerwaartse kracht op het RAM-geheugen te comprimeren van weke delen, maar niet de breuk van het bot. Pas het effect diepte (ID) aan 0,75 x CD (Figuur 2).
      Opmerking: De ideale effect diepte is 0,5 x CD wanneer breken een been zonder enige weke delen. Met behulp van 0,75 rekeningen voor de extra compressie van de soft-weefsel.
  7. Aambeeld breedte
    1. Stel de breedte van de aambeeld (AW) tot 0,4 cm voor de muis tibia of het bovenbeen (Figuur 2).
      Opmerking: Een grotere breedte wordt aanbevolen voor grotere exemplaren zoals ratten.
  8. RAM gewicht
    1. Een minimum gewicht van 250 g wordt aanbevolen voor lymfkliertest specimens.
      Opmerking: Extra gewicht kan worden schroefdraad op het RAM-geheugen voor grotere specimens (Figuur 2).
  9. Botssnelheid
    1. De valhoogte (DH) ingesteld op 2 cm (Figuur 2). Plaats het RAM-geheugen in de beginopstelling door het verbinden van de geactiveerde elektromagneet.
    2. Plaats een proef ledemaat in het apparaat van de breuk. Druk op het dorsum van de voet tegen de fractuur-positionering mal vervaardigd in stap 2.2. Kort drukken de voetschakelaar om het RAM-geheugen vrij te geven en vervolgens opnieuw instellen op de beginpositie.
    3. Radiograph de beïnvloed proef ledemaat. Het analyseren van de ledemaat voor enig bewijs van een breuk (Figuur 1D).
      Opmerking: Dit kan subtiel zijn bij het gebruik van lage snelheden met een gecontroleerde effect diepte.
    4. Als geen fractuur is gegenereerd, herhaal stap 2.9.1 - 2.9.3 en verhogen de valhoogte door 2 cm.
    5. Als een breuk is gegenereerd, noteer de valhoogte en vermenigvuldigen met 1.1. Dit is de nieuwe DH.
    6. Met behulp van de DH uit stap 2.9.5, breuk de volgende proef ledemaat.
    7. Als geen fractuur is gegenereerd, herhaal stap 2.9.1 - 2.9.6 en verhogen de valhoogte door 2 cm.
    8. Als een breuk gegenereerd, herhaal stappen 2.9.6 is - worden 2.9.7 totdat alle monsters testen gebruikt. Noteer de definitieve DH en alle parameters (FL, CGI, JD, PL, MD, PS, Corpus geniculatum Laterale, CD, ID, AWen RW) van de optimalisatie. Neem de proef exemplaren leeftijd, geslacht, genotype en gewicht.

3. gesloten-gestabiliseerde fractuur generatie

  1. Set-up
    1. Het steriliseren van alle apparatuur en instrumenten via autoclaaf, heet kraal onderdompeling of hun equivalent.
    2. Plaats een verwarmingselement op de chirurgische tabel en stel deze in op de optimale temperatuur. Dekking van het element met een chirurgische draperen. Bereiden 3 x 3 in2 van chirurgische draperen met een 0,75-in cirkel Knip in het midden.
    3. Bevestigen van de aanpassing van de toren van de breuk voor elk afzonderlijk experiment (Figuur 2). ID, AW, RWen DH instellen op de waarden die zijn afgeleid van de specifieke optimalisatie-protocol aan het geslacht, leeftijd en genotype voor het specimen worden bestudeerd.
    4. Wegen en het gewicht van het dier.
  2. Chirurgie
    1. Adequate wijze verdoven de muis met inhalant verdoving (Isofluraan: 4-5% voor inductie; 1-2% voor onderhoud) of een ander laboratorium verdoving protocol vastgesteld. De luchtwegen tarief moet 55-100 adem/min. Het dier mag niet reageren op een snuifje hind-limb teen.
    2. Beheren van de eerste dosis van de postoperatieve analgesie buprenorfine (0,1 mg/kg subcutaan).
    3. Oogbeschadigingen en/of smering om te voorkomen dat het drogen van het hoornvlies van toepassing.
    4. Verwijder de haren van het dier met een elektrische clipper uit halverwege tibia tot halverwege dijbeen, bloot van het kniegewricht. Reinig de site van overtollige haren met behulp van nietreactief tape. Het vastmaken site voorbereiden met een NAT doekje dat bevochtigd met 70% EtOH. Herhaal zo nodig alle haren verwijderen uit het gebied van de incisie.
    5. Bereiden en reinig het vastmaken gebied met alternatieve swabs van Povidon-Jood en 70% EtOH. Gebruik twee alternatieve wattenstokje sequenties om steriliteit.
    6. Een gordijn wordt dan rond de chirurgische site geplaatst nadat de huid heeft op passende wijze ontsmet.
    7. PIN de ledemaat te worden gebroken met behulp van het protocol beschreven in stap 2.5. Röntgenfoto's om te bevestigen de pin breidt de lengte van het Wallenberg kanaal maar doet niet uitsteken uit het proximaal of DISTAAL eind te verwerven.
    8. Schakel op de elektromagneet en sluit de effect-ram om het te plaatsen in de uitgangspositie.
    9. Plaats het model in het apparaat van de fractuur door deze te plaatsen in een horizontale positie voor dijbeen breuken of in een liggende positie voor fracturen van de tibia. De vastgezette ledematen moet worden geplaatst in de aambeelden en in de mal fractuur-positionering met het dorsum van de voet gedrukt tegen de buitenkant van de mal.
    10. Terwijl op de voet met de ene hand te drukken en om ervoor te zorgen alleen de ledematen in het effect ram doelgebied, kort druk de voetschakelaar om het RAM-geheugen vrij te geven. Vervang het RAM-geheugen in de uitgangspositie.
    11. Verwerven van röntgenfoto's en bevestig de fractuur locatie en het type.
  3. Postoperatieve beheer
    1. Controleren van het dier elke 15 min tijdens haar herstel van anesthesie totdat het dier is bewust, sternale ligcomfort kan handhaven en ambulant. Bevestigen het dier kan ambulate over een periode van 72 uur.
    2. Huis het dier individueel totdat het volledig is hersteld.
    3. Analgesia behouden over een periode van 48 uur met buprenorfine (0,1 mg/kg subcutaan) toegediend elke 12 h.
    4. Controleren en vastleggen van de gezondheidsstatus van het dier dagelijks voor 7-10 d of tot euthanasie.
  4. Na breuk analyse
    1. Meten van FL, PL, CD, MD, en de breuk patroon. De metingen opnemen in een bestand van de stamgegevens.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De guillotine vroeger in ons laboratorium is in 2004 ontwikkeld en was gebaseerd op modellen gepubliceerd door Einhorn21. Het ontwerp aanpassingen ter voldoende verantwoording voor eventuele verschillen in morfologie van het bot niet mogelijk en niet mogelijk een reproduceerbare positionering van de ledematen. Bovendien vereist het vorige apparaat twee mensen om hem te bedienen. Dus we ontworpen, ontworpen en gebouwd van een nieuwe breuk-apparaat. Het belangrijkste...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze breuk-optimalisatie en generatie-protocol biedt onderzoekers met een efficiënte methode om te ontlenen bij breuk parameters en het uitvoeren van een minimaal invasieve procedure die nauwkeurige, herhaalbare, dwarse fracturen produceert. Dit protocol bepaalt bovendien een gemeenschappelijk pakket fracture generatie parameters, die methode consistentie tussen onderzoekers bevordert. Deze parameters kan de oprichting van een gemeenschappelijke gegevensbank van de fractuur fractuur normen op basis van diverse parameters...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het onderzoek in deze publicatie gerapporteerd werd gesteund door het nationale Instituut van artritis en Musculoskeletal en ziekten van de huid van de National Institutes of Health onder award nummer F30AR071201 en R01AR066028.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Ondersteuning SubassemblyAanvullend Figuur 1
Balk, Ondersteuning--Kaak Sectie 80/201003 x 9.00met #7042 bij A, C, in Linker Uiteinde
Balk, Ondersteuning--Horizontale Sectie80/201002 x 14.00
Balk, Ondersteuning--Verticaal 180/201050 x 10.50 met #7042 bij A in Linker Uiteinde en bij A in Rechter Uiteinde
Balk, Ondersteuning--Verticaal 280/201010 x 10.50 met #7042 bij D, B in Linker Uiteinde en bij A in Rechter Uiteinde
Balk, Ondersteuning--Plaat Montage80/201030 x 8.00 met #7036 bij Linker Uiteinde
Balk, Ondersteuning--Magneet80/201010 x 13.50 met #7042 bij A, C, in Rechter Uiteinde
Ankers (3)80/203392
Dubbele Anker (3)80/203091
Boulon Assemblage (6)80/2033861/4-20 x 3/8"
Knop Hoofd Knopkopschroef (6)80/2036041/4-20 x 3/4"
Ram SubassemblyAanvullend Figuur 2
Blok, StopAangepastAanvullend Figuur 3
Blok, GidsAangepastAanvullend Figuur 3
Stang, RamAangepastAanvullend Figuur 4
UitlijnschroefAangepastAanvullend Figuur 5
Plaat, MontageAangepastAanvullend Figuur 6
Lineaire Hulplager (2)McMaster-Carr8649T2
Zeskantmoer (3)McMaster-Carr92673A1253/8-16 UNC
Knopkopschroef (8)McMaster-Carr92196A1084/40 x 3/8"
Knopkopschroef (6)McMaster-Carr92196A0324/40 x 1 1/8"
Knopkopschroef (1)McMaster-Carr92196A267 10/32 3/8"
Magneet SubassemblyAanvullend Figuur 7
Montage, MagneetAangepastAanvullend Figuur 8
VoedingMcMaster-Carr70235K23
VoetschakelaarMcMaster-Carr7376k2
ElektromagneetMcMaster-Carr5698k111
Draad - 10 voetMcMaster-Carr9936k12
Stang, MagneetMcMaster-Carr95412A5661/4" Draadstaaf x 7"
Hoekbeugel (6)80/204108
Knopkopschroef (1)McMaster-Carr92196A70510/32 1 1/4"
Zeskantmoer (4)McMaster-Carr92673A1131/4-20 UNC
Complete AssemblageAanvullend Figuur 9
Beugel, Beenkaak (2)AangepastAanvullend Figuur 10
Platform, BreukAangepastAanvullend Figuur 11
Jig, Positionering-BreukAangepastAanvullend Figuur 12
Anders
Pin CutterMedische benodigdheden en apparatuur150S
NadelenSigmaZ192430, Z192376 23g x 1.5" - muis femur, 27g x 1.25" - muis tibia

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. BMUS: The Burden of Musculoskeletal Diseases in the United States. , Available from: http://www.boneandjointburden.org/ (2014).
  2. Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
  3. Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. Residual lifetime risk of fractures in women and men. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).
  4. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).
  5. Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. An externally fixed femoral fracture model for mice. Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).
  6. Connolly, C. K., et al. A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).
  7. Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
  8. Gröngröft, I., et al. Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union. Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).
  9. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  10. Huang, C., et al. The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair. PloS One. 9 (7), 100079(2014).
  11. Waki, T., et al. Profiling microRNA expression during fracture healing. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83(2016).
  12. Yee, C. S., et al. Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse. Bone. 82, 122-134 (2016).
  13. Wong, E., et al. A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).
  14. Prodinger, P. M., et al. Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model. PloS One. 11 (7), 0159669(2016).
  15. Menzdorf, L., et al. Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255(2016).
  16. Hagiwara, Y., et al. Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).
  17. Gardner, M. J., et al. Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).
  18. Catma, M. F., et al. Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing. Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).
  19. Lichte, P., et al. Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock. Mediators of Inflammation. 2015, 132451(2015).
  20. Lopas, L. A., et al. Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).
  21. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).
  22. Marturano, J. E., et al. An improved murine femur fracture device for bone healing studies. Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).
  23. Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. Production of a standard experimental fracture. Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).
  24. Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007. NEBC '07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).
  25. Carter, D. R., Hayes, W. C. Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness. Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).
  26. McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. Review of the biomechanics and patterns of limb fractures. Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Fracture Apparatus DesignClosed stabilized FracturesRodent Fracture ModelFracture Positioning JigImpact Depth OptimizationDrop Height CalibrationTibia Fracture ProtocolFemur Fracture ProtocolRadiographic Fracture AnalysisSimple Transverse Fracture

Related Articles