Methodenartikel

Visualisatie in real time en analyse van chondrocyten letsel als gevolg van mechanische belasting in volledig Intact lymfkliertest kraakbeen explantaten

6.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/58487

⸱

7 januari 2019

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Rochester

In dit artikel

Samenvatting

Presenteren we een methode voor de beoordeling van de ruimtelijke omvang van verwonding/dood van de cel op het gewrichtsoppervlak van intact lymfkliertest gewrichten na toepassing van gecontroleerde mechanische belastingen of effecten. Deze methode kunt u nagaan hoe artrose, genetische factoren en/of verschillende laden regimes van invloed zijn op de kwetsbaarheid van in situ chondrocyten worden gebruikt.

Samenvatting

Homeostase van articulair kraakbeen, is afhankelijk van de levensvatbaarheid van resident cellen (chondrocyten). Helaas, mechanische trauma kan veroorzaken wijdverspreide chondrocyten dood, mogelijk leiden tot onomkeerbare uitsplitsing van het gewricht en het begin van artrose. Onderhoud van chondrocyten levensvatbaarheid is bovendien belangrijk in osteochondrale graft procedures voor optimale chirurgische resultaten. Presenteren we een methode voor de beoordeling van de ruimtelijke omvang van verwonding/dood van de cel op het gewrichtsoppervlak van intact lymfkliertest synoviale gewrichten na toepassing van gecontroleerde mechanische belastingen of effecten. Deze methode kan worden gebruikt in vergelijkende studies te onderzoeken van de effecten van verschillende mechanische belasting regimes, verschillende milieuomstandigheden of genetische manipulaties, evenals verschillende stadia van degeneratie van het kraakbeen op korte - en/of op lange termijn kwetsbaarheid van in situ articulaire chondrocyten. Het doel van het protocol geïntroduceerd in het manuscript is te beoordelen van de ruimtelijke omvang van verwonding/dood van de cel op het gewrichtsoppervlak van lymfkliertest synoviale gewrichten. Nog belangrijker is, is deze methode kan testen op volledig intact kraakbeen zonder afbreuk te doen aan de inheemse randvoorwaarden. Bovendien zorgt het voor visualisatie in real time van vitaal gebeitst articulaire chondrocyten en één beeld-gebaseerde analyse van cel letsel veroorzaakt door toepassing van gecontroleerde statische en effect laden regimes. Onze representatieve resultaten tonen aan dat in gezond kraakbeen explantaten, de ruimtelijke omvang van cel schade gevoelig belasting omvang en het effect intensiteit hangt. Onze methode kan gemakkelijk aangepast worden aan onderzoeken van de effecten van verschillende mechanische belasting regimes, verschillende milieuomstandigheden of verschillende genetische manipulaties op de mechanische kwetsbaarheid van in situ articulaire chondrocyten.

Inleiding

Articulair kraakbeen (AC) is een dragende weefsel dat behandelt en beschermt botten in synoviale gewrichten, verstrekken van vlotte gezamenlijke articulatie. Weefsel homeostase is afhankelijk van de levensvatbaarheid van de chondrocyten, de enige celtype die woonachtig zijn in AC. Echter kan Gasbedwelming met behulp van kraakbeen extreme krachten als gevolg van trauma (bijv, falls, voertuig ongeval of sport letsel) of als gevolg van post-traumatische gezamenlijke instabiliteit veroorzaken chondrocyten dood, wat leidt tot onomkeerbare uitsplitsing van het gewricht (artrose) 1. bovendien in osteochondrale enten procedures die gericht zijn op plaatselijke gebreken in beschadigd kraakbeen, graft invoeging-geassocieerde mechanische trauma vermindert chondrocyten levensvatbaarheid en heeft nadelige gevolgen voor chirurgische resultaten2.

Kraakbeen explant modellen worden gebruikt bij het bestuderen van de gevoeligheid van de articulaire chondrocyten voor mechanisch-veroorzaakte celdood. Deze modellen gebruiken meestal explantaten van grote dieren te bestuderen van de gevolgen van het laden van de voorwaarden, de omgevingsomstandigheden en andere factoren op cel beveiligingslek3,4,5,6, 7,8,9,10,11,12,13,14,15. Echter, als gevolg van de grote omvang van de inheemse gewrichten, deze modellen in het algemeen vereisen verwijdering van een stekker uit het gewrichtsoppervlak van een intact gewricht, waardoor afbreuk te doen aan inheemse randvoorwaarden. Bovendien, ze over het algemeen vergt toepassing van grote mechanische belastingen voor het opwekken van cel letsel. U kunt ook bieden lymfkliertest kraakbeen explant modellen verschillende voordelen ten opzichte van grotere dierlijke modellen bij het bestuderen van de mechanische kwetsbaarheid van in situ chondrocyten. Met name als gevolg van hun kleinere afmetingen vergemakkelijken deze modellen testen van volledig intact articulair kraakbeen zonder te veranderen van inheemse weefsel integriteit. Bovendien, laden van lymfkliertest kraakbeen vindt plaats via kleine contact gebieden zodanig dat chondrocyten dood/letsel kan worden opgewekt met kleine lastdragers (< 1 N). Tot slot, het genoom van de muis wordt gemakkelijk gemanipuleerd, waardoor testen van hoe specifieke genen invloed op de gevoeligheid van in situ chondrocyten voor mechanische schade.

Het algemene doel van de methode geïntroduceerd in dit manuscript is te kwantificeren en visualiseren-in real-tijd-de ruimtelijke omvang van in situ cel dood/letsel als gevolg van de toegepaste mechanische belastingen op volledig intact muis kraakbeen-op beendermeel explants in vitro. Deze methode vereist zorgvuldige dissectie van muis synoviale gewrichten zonder afbreuk te doen aan de levensvatbaarheid van de chondrocyten, gevolgd door mechanische beproeving van vitaal gebeitst explantaten met behulp van een Microscoop gemonteerde apparaat vergelijkbaar met een test platform dat we onlangs ontwikkeld te kwantificeren lymfkliertest kraakbeen mechanische eigenschappen16. Tijdens het testen van de mechanische, is een groot deel van de (intacte) gewrichtsoppervlak van het bot ontleed zichtbaar op een opname van één fluorescentie, waardoor snelle analyse van de levensvatbaarheid van de cellen, nadat een belasting is toegepast. Een soortgelijke analyse van de levensvatbaarheid van de cellen van de oppervlakte in lymfkliertest kraakbeen explantaten is uitgevoerd eerder, maar zonder gelijktijdige toepassing van belasting17. Potentiële toepassingen van onze methode omvatten vergelijkende studies om te onderzoeken van de kwetsbaarheid van de articulaire chondrocyten aan verschillende gecontroleerde milieu- en mechanische omstandigheden, alsmede screening van behandelingen gericht op het verminderen van de gevoeligheid van chondrocyten aan mechanische belasting.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierlijke werk werd goedgekeurd door het Comité van de Universiteit van Rochester voor dierlijke middelen.

1. oplossingen

  1. Henks evenwichtig zoutoplossing bereiden (1 X HBSS) met calcium, magnesium en geen fenol-rood. Breng de pH op 7.4 door het toevoegen van kleine hoeveelheden van HCl en NaOH.
  2. Het aanpassen van de osmolariteit tot 303 mOsm door NaCl of gedeïoniseerd water toe te voegen. Gebruik de buffer tijdens de ontledingen, specimen voorbereiding en mechanische testen.

2. ontledingen van de distale Femur en de proximale Humerus met volledig Intact articulair kraakbeen

  1. De muis volgens institutionele richtlijnen met behulp van een CO2 inademing kamer gevolgd door cervicale dislocatie euthanaseren. Volg aseptische techniek in.
    Opmerking: Muizen tussen 8 en 81 weken oud van elke stam en seks kunnen worden gebruikt.
  2. Gebruik de volgende chirurgische hulpmiddelen voor ontledingen: micro-schaar (gebruikt voor het maken van insnijdingen), standaard ontleden schaar (gebruikt voor het snijden van het bot), scalpel met #11 scalpel blad (gebruikt voor snijden weke delen), juwelier pincet (gebruikt voor verwijdering van soft weefsel) en standaard pincet (gebruikt voor peeling van het zachte weefsel en de huid).
  3. Volg de onderstaande instructies voor ontledingen van de distale femur .
    1. Plaats de muis in een liggende positie.
    2. Maak een kleine (~ 5 mm) incisie in de huid op het voorste gedeelte van de knie.
    3. Uitbreiden van de incisie helemaal rond de knie en het terugtrekken van de huid om de knie gewricht en been spieren bloot te stellen.
    4. Vanaf het proximale einde van het dijbeen, gebruik een scalpel blad (#11) te snijden langs de distale richting. Plaats het mes tussen de quadriceps spier-pees eenheid en de voorste zijde van het femur schacht. Uitbreiden van de cut naar en voorbij de knieschijf en eindigen door te snijden door het midden van de Patellaire pees, daardoor verwijderend de quadriceps spier-pees eenheid.
    5. Vanaf het proximale einde van het dijbeen, gebruik een scalpel blad (#11) te snijden langs de distale richting. Plaats het mes tussen de hamstring spier-pees eenheid en de posterieure zijde van de femorale schacht. Zodra de cut het kniegewricht nadert, beginnen snijden door het zachte weefsel, vermijden van contact tussen de scalpel en het gewrichtsoppervlak op de distale condyles van het dijbeen. Afwerking van de snede langs het kniegewricht.
    6. Het terugtrekken van de quadriceps en de hamstrings spieren aan het blootstellen van het dijbeen. Eventuele overtollige spier aan de laterale en mediale zijkanten van het dijbeen weggesneden.
    7. Snij de kuitspier aan de posterieure zijde van de proximale tibia en spiegelen het been om te visualiseren van de posterieure zijde van het bovenbeen.
    8. De distale condyles van het bovenbeen en achterste oppervlak van de proximale tibia bloot door het verwijderen van overtollige weefsel rond het kniegewricht.
    9. Snijd de anterieure en posterieure cruciate ligamenten met behulp van een scalpel, snijden uit de buurt van het femur condyles. Trek het scheenbeen uit de buurt van het dijbeen en snijd alle de ligamenten om te scheiden van de onderste poot van het dijbeen.
    10. Met behulp van standaard ontleden schaar, doorsnijden het dijbeen proximale eind van het bot (8 mm boven het tibio-femorale gewricht) van de laterale kant. Na het snijden van het bot, veeg weg zichtbare merg aan de buitenkant van het been om mogelijke verontreiniging van beenmergcellen te voorkomen.
      Opmerking: Snijden van laterale kant vermindert het risico van spleet propagatie langs het bot.
    11. Verwijder omringende zachte weefsels (dat wil zeggen, ligamenten en overtollige spier) uit het dijbeen met behulp van juwelier pincet en bloot het kraakbeen op beide condyles DISTAAL eind van het dijbeen. Vermijd contact tussen het kraakbeen en pincet.
  4. Volg de onderstaande instructies voor ontledingen van de bovenarm .
    1. Plaats de muis in een liggende positie.
    2. Maak een incisie (~ 5 mm) in de huid van de posterieure zijde van de elleboog met behulp van de micro-schaar, uitbreiden van de incisie rond de elleboog en terugtrekken van de huid om de spieren van de arm en de schouder bloot te stellen.
    3. Vanaf het proximale einde van het opperarmbeen, gebruik een scalpel blad (#11) te snijden langs de distale richting. Plaats het mes tussen de triceps spier-pees eenheid en de posterieure zijde van de bovenarm. Uitbreiden van de cut DISTAAL eind van het opperarmbeen en eindigen door doorsnijden de triceps pees.
    4. Dan trek terug de triceps proximale eind van het opperarmbeen totdat de humeruskop is blootgesteld.
    5. Snij het bindweefsel rond de humeruskop met behulp van een scalpel blad (#11) zonder het aanraken van het gewrichtsoppervlak en verwijder de ledematen (arm en schouder) uit het lichaam. Periodiek hydrateren het gewrichtsoppervlak van de humeruskop met HBSS.
    6. Het opperarmbeen verbreken door de arm door het breken van de eerste uit het proximale einde van de ellepijp aan de posterieure zijde van de arm pincet gebruiken en vervolgens het snijden van het bindweefsel rond de distale einde van de bovenarm. Verwijder alle overtollige weefsel op de bovenarm.
    7. De deltaspier radii aan de posterieure zijde van de humerus met behulp van standaard ontleden schaar afgesneden.
  5. Plaats de ontleed typebeproevingen in een tube van 1,5 mL microcentrifuge met HBSS buffer.

3. live (calceïne AM) / Dead (Propidium jodide) kleuring Protocol

  1. Vlek met calceïne AM als volgt.
    1. Maken van een stamoplossing calceïne AM door toevoeging van 12,5 µL van dimethylsulfoxide (DMSO) in een flesje van 50 µg calceïne AM, resulterend in een voorraad concentratie van 4 mg/mL (4.02 mM).
    2. Verdun de voorraad calceïne oplossing 1:400 in HBSS tot een concentratie van 10 µg/mL (10.05 µM) van calcium AM (bijvoorbeeld het toevoegen van 1,25 µL van stockoplossing aan 500 µL van HBSS).
    3. Centrifugeer het verdunde kleurstofoplossing voor 5 s bij 2.000 x g om ervoor te zorgen dat alle van de kleurstof, die af en toe aan de muren van de buis vasthouden kan, vermengt zich met de buffer. Verwijder het supernatant niet. Vortex de oplossing om goede mengen.
    4. Zet de ontleed specimen in een tube van 1,5 mL microcentrifuge met 500 µL van de verdunde kleurstofoplossing. Incubeer het monster bij 37 ° C gedurende 30 minuten in een thermomixer terwijl het schudden bij 800 rpm. Zorg ervoor dat de buizen zijn bekleed met aluminiumfolie om te beschermen tegen blootstelling aan licht.
    5. Breng het specimen in calceïne AM-vrije HBSS buffer. Op dit moment is het model klaar voor mechanische testen.
  2. Propidium jodide (PI) kleurstofoplossing als volgt voorbereiden.
    1. Bereiden de kleurstofoplossing door verdunning van de gekochte stockoplossing (1 mg/mL, 1.5 mM) 1:25 in HBSS tot 40 µg/mL (60 µM) PI PI. Bijvoorbeeld, 40 µL van stockoplossing aan 1000 µL van HBSS toevoegen.
    2. De PI kleurstofoplossing bedekt met aluminiumfolie om het te beschermen tegen blootstelling aan het licht te houden. Gebruiken de kleurstofoplossing onmiddellijk na de mechanische test voor het detecteren van gewonde cellen (zie punt 4).
      Opmerking: Een kunt uitvoeren de PI kleuring vóór het laden evenals aan de kwaliteit van de ontledingen strenger te beoordelen.

4. mechanische testen Protocol

  1. Plaats het specimen (dijbeen of opperarmbeen) op het glasplaatje van een aangepast Microscoop gemonteerde mechanische testen apparaat zodanig dat het gewrichtsoppervlak op de achterste femur condyles of humeruskop op het glas (Figuur 1 zit).
    Opmerking: Zet een 10 mm lange houten applicator (diameter = 2 mm) naar de distale zijde van het opperarmbeen met behulp van Cyanoacrylaat lijm alvorens het te plaatsen op het apparaat om te stabiliseren van het model op de vlakke ondergrond. Zie voor een gedetailleerde beschrijving van de mechanische testen platform aanvullende bestand 1: deel 1.
  2. Het model met HBSS hydrateren en plaats het apparaat met het model op een fluorescentie Microscoop.
  3. Afbeelding van de articulaire chondrocyten gekleurd met calceïne AM (excitatie/emissie golflengten = 495/515 nm) voordat (basislijn) toepassing van de belasting onder een fluorescentie Microscoop met een 4 X droge lens (NB = 0.13). Pas de overname-instellingen voor het optimaliseren van de beeldkwaliteit.
  4. Toepassing mechanische laden op de top van het model zodanig dat articulair kraakbeen tegen het glas cover is gecomprimeerd.
    1. Voor statische laden, een voorgeschreven statische belasting (bijvoorbeeld0,5 N) op de top van het model (dijbeen of opperarmbeen) van toepassing. Houd de belasting gedurende 5 minuten en verwijder het.
    2. Toepassing voor effect, een voorgeschreven botsenergie (bijvoorbeeld, 1 mJ) op het model door het neerzetten van een cilindrische botslichaam van bekend gewicht (bijvoorbeeld0,1 N) van een voorgeschreven hoogte (bijvoorbeeld, 1 cm). Laat de lading 5 s na de botsing.
      Opmerking: Het gewicht van het botslichaam (mg) en de voorgeschreven hoogte (h) kan worden omgezet in botsenergie (E) met de volgende vergelijking: E = mgh.
  5. Incubeer het monster in PI kleurstofoplossing gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  6. Afbeelding van de articulaire chondrocyten gekleurd met calceïne AM en PI (excitatie/emissie golflengten = 535/617 nm) onder een fluorescentie Microscoop (Figuur 2).

5. de gegevensanalyse

  1. Het gebied van gewond/dode cellen als gevolg van de toegepaste mechanische belasting regime te kwantificeren.
    1. Open de microfoto van het gewrichtsoppervlak verworven vóór en na toepassing van mechanische belasting in ImageJ18.
    2. Combineer de afbeeldingen in een stapel.
    3. De schaal van de afbeeldingen op basis van de resolutie van de afbeelding instellen.
    4. Gebruik het gereedschap veelhoek om het gebied waar de cellen werd calceïne-negatief (verlies van groene fluorescentie) en PI-positieve (winst van rode fluorescentie) te definiëren. Deze cellen worden beschouwd als gewonde of dode.
    5. Het bepalen van het gebied van gewond/dode cellen en bereiken met het meetgereedschap .

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Zes verschillende toegepast laden protocollen (statische lading: 0,1 N, 0,5 N en 1 N voor 5 min; en gevolgen laden: 1 mJ, 2 mJ en 4 mJ) reproducibly geïnduceerde kwantificeerbare gelokaliseerde gebieden van cel letsel in het kraakbeen van het femur en humerus verkregen 8-10-week-oude BALB/c muizen ( Figuur 2). Nog belangrijker is, was de ruimtelijke omvang van chondrocyten letsel op het gewrichtsoppervlak snel en eenvoudig gemeten in ImageJ. Representatieve r...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De hierboven beschreven methoden werden met succes ingezet om te visualiseren van levensvatbare en gewond/dode in situ articulaire chondrocyten van muis gewrichten nadat voorgeschreven mechanische belastingen of effecten. In het bijzonder, konden we voor het analyseren van de mechanische kwetsbaarheid van chondrocyten binnen volledig intact articulair kraakbeen uit twee verschillende synoviale gewrichten: het kniegewricht (distale dijbeen) en schouder (humeri). Onze representatieve resultaten tonen aan dat de ru...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs bedank Dr. Richard Waugh en Luis Delgadillo voor het royale gebruik van hun pH-meter en osmometer. Bovendien, bedank de auteurs Andrea Lee bij te dragen tot de initiële ontwikkeling van de mechanische testsysteem. Deze studie werd gefinancierd door de NIH P30 AR069655.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Calcein, AM Invitrogen by Thermo Fisher ScientificC3100MP20x50mg, Eugene, OR, USA
Propidium IodideInvitrogen by Thermo Fisher ScientificP35661 mg/mL oplossing in water, 10mL, Eugene, OR, USA
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma-Aldrich2768551L DMSO, watervrij, ≥99,9%, St. Louis, MO, USA
HBSS (calcium, magnesium, geen fenolrood) Gibco by Thermo Fisher Scientific14025-0921X, 500mL, Grand Island, NY, USA
Chirurgische veermes (#11)VWR102097-822Hatfield, PA, USA
Vaporodruk osmolair, VAPROELITechGroupModel 5520Puteaux, Frankrijk
pH-meter BeckmanModel Phi 32 Brea, CA, USA
Eppendorf thermomixer Eppendorf AG Model 5350Hamburg, Duitsland
Gemotoriseerde omgekeerde onderzoeksmicroscoopOlypmusModel IX-81Center Valley, PA, USA
Houten applicatorPuritan Medical Products Company, LLC8076"x100, Guilford, ME, USA
1,5 glazen dekglasjesWarner Instruments, LLC64-1696#1,5, 0,17mm dik, 40mm diameter, Hamden, CT, USA

Referenties

  1. Lotz, M. K., Kraus, V. B. New developments in osteoarthritis. Posttraumatic osteoarthritis: pathogenesis and pharmacological treatment options. Arthritis Research & Therapy. 12 (3), 211(2010).
  2. Pallante, A. L., et al. The in vivo performance of osteochondral allografts in the goat is diminished with extended storage and decreased cartilage cellularity. American Journal of Sports Medicine. 40 (8), 1814-1823 (2012).
  3. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  4. Ewers, B. J., Dvoracek-Driksna, D., Orth, M. W., Haut, R. C. The extent of matrix damage and chondrocyte death in mechanically traumatized articular cartilage explants depends on rate of loading. Journal of Orthopaedic Research. 19 (5), 779-784 (2001).
  5. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  6. Issa, R., Boeving, M., Kinter, M., Griffin, T. M. Effect of biomechanical stress on endogenous antioxidant networks in bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 760-769 (2018).
  7. Bartell, L. R., Fortier, L. A., Bonassar, L. J., Cohen, I. Measuring microscale strain fields in articular cartilage during rapid impact reveals thresholds for chondrocyte death and a protective role for the superficial layer. Journal of Biomechanics. 48 (12), 3440-3446 (2015).
  8. Levin, A. S., Chen, C. T., Torzilli, P. A. Effect of tissue maturity on cell viability in load-injured articular cartilage explants. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (6), 488-496 (2005).
  9. Lee, W., et al. Synergy between Piezo1 and Piezo2 channels confers high-strain mechanosensitivity to articular cartilage. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (47), E5114-E5122 (2014).
  10. Jeffrey, J. E., Gregory, D. W., Aspden, R. M. Matrix damage and chondrocyte viability following a single impact load on articular cartilage. Archives of Biochemistry and Biophysics. 322 (1), 87-96 (1995).
  11. Chen, C. T., Bhargava, M., Lin, P. M., Torzilli, P. A. Time, stress, and location dependent chondrocyte death and collagen damage in cyclically loaded articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 888-898 (2003).
  12. Morel, V., Mercay, A., Quinn, T. M. Prestrain decreases cartilage susceptibility to injury by ramp compression in vitro. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (11), 964-970 (2005).
  13. Sauter, E., Buckwalter, J. A., McKinley, T. O., Martin, J. A. Cytoskeletal dissolution blocks oxidant release and cell death in injured cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 30 (4), 593-598 (2012).
  14. Martin, J. A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of stress induced chondrocyte damage. Biorheology. 43 (3,4), 517-521 (2006).
  15. Martin, J. A., Brown, T., Heiner, A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of accelerated chondrocyte senescence. Biorheology. 41 (3-4), 479-491 (2004).
  16. Kotelsky, A., Woo, C. W., Delgadillo, L. F., Richards, M. S., Buckley, M. R. An Alternative Method to Characterize the Quasi-Static, Nonlinear Material Properties of Murine Articular Cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 140 (1), (2018).
  17. Zhang, M., et al. Induced superficial chondrocyte death reduces catabolic cartilage damage in murine posttraumatic osteoarthritis. Journal of Clinical Investigation. 126 (8), 2893-2902 (2016).
  18. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  19. Habouri, L., et al. Deletion of 12/15-lipoxygenase accelerates the development of aging-associated and instability-induced osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (10), 1719-1728 (2017).
  20. Higuchi, Y., et al. Conditional knockdown of hyaluronidase 2 in articular cartilage stimulates osteoarthritic progression in a mice model. Scientific Reports. 7 (1), 7028(2017).
  21. Zhu, M., et al. Activation of beta-catenin signaling in articular chondrocytes leads to osteoarthritis-like phenotype in adult beta-catenin conditional activation mice. Journal of Bone and Mineral Research. 24 (1), 12-21 (2009).
  22. Hu, K., et al. Pathogenesis of osteoarthritis-like changes in the joints of mice deficient in type IX collagen. Arthritis & Rheumatology. 54 (9), 2891-2900 (2006).
  23. Mooney, R. A., Sampson, E. R., Lerea, J., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. High-fat diet accelerates progression of osteoarthritis after meniscal/Ligamentous injury. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), R198(2011).
  24. Griffin, T. M., Huebner, J. L., Kraus, V. B., Yan, Z., Guilak, F. Induction of osteoarthritis and metabolic inflammation by a very high-fat diet in mice: effects of short-term exercise. Arthritis & Rheumatology. 64 (2), 443-453 (2012).
  25. Kamekura, S., et al. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (7), 632-641 (2005).
  26. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  27. Huang, H., Skelly, J. D., Ayers, D. C., Song, J. Age-dependent Changes in the Articular Cartilage and Subchondral Bone of C57BL/6 Mice after Surgical Destabilization of Medial Meniscus. Scientific Reports. 7, 42294(2017).
  28. Hamada, D., Sampson, E. R., Maynard, R. D., Zuscik, M. J. Surgical induction of posttraumatic osteoarthritis in the mouse. Methods in Molecular Biology. 1130, 61-72 (2014).
  29. Wilhelmi, G., Faust, R. Suitability of the C57 black mouse as an experimental animal for the study of skeletal changes due to ageing, with special reference to osteo-arthrosis and its response to tribenoside. Pharmacology. 14 (4), 289-296 (1976).
  30. Stoop, R., et al. Type II collagen degradation in spontaneous osteoarthritis in C57Bl/6 and BALB/c mice. Arthritis & Rheumatism. 42 (11), 2381-2389 (1999).
  31. McNeil, P. L., Kirchhausen, T. An emergency response team for membrane repair. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (6), 499-505 (2005).
  32. Adebayo, O. O., et al. Kinematics of meniscal- and ACL-transected mouse knees during controlled tibial compressive loading captured using roentgen stereophotogrammetry. Journal of Orthopaedic Research. 35 (2), 353-360 (2017).
  33. Vahedipour, A., et al. Uncovering the structure of the mouse gait controller: Mice respond to substrate perturbations with adaptations in gait on a continuum between trot and bound. Journal of Biomechanics. , (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Calcein AM kleuringpropidiumjodidefluorescentiemicroscopieImageJ analysestatische belading

Gerelateerde artikelen