Methodenartikel

Transcraniële gelijkstroom stimulatie (TDC's) in muizen

DOI:

10.3791/58517

⸱

23 september 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcraniële gelijkstroom stimulatie (TDC's) is een therapeutische techniek voorgesteld voor de behandeling van psychiatrische ziekten. Een dierlijk model is van essentieel belang voor het begrijpen van de specifieke biologische veranderingen die door TDC's opgeroepen. Dit protocol beschrijft een muismodel van TDC's die gebruikmaakt van een chronisch geïmplanteerde elektrode.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcraniële gelijkstroom stimulatie (TDC's) is een niet-invasieve neuromodulatie Techniek voorgesteld als een alternatieve of aanvullende behandeling voor verschillende neuropsychiatrische ziekten. De biologische effecten van TDC's worden niet volledig begrepen, die ten dele als gevolg van de moeilijkheden bij het verkrijgen van menselijk hersenweefsel wordt uitgelegd. Dit protocol beschrijft een muismodel van TDC's die gebruikmaakt van een chronisch geïmplanteerde elektrode waardoor de studie van de biologische effecten van langdurige van TDC's. In dit experimenteel model, TDC's verandert de corticale genexpressie en biedt een prominente bijdrage aan het begrip van de beweegredenen voor het therapeutische gebruik ervan.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcraniële gelijkstroom stimulatie (TDC's) is een niet-invasieve, goedkope, therapeutische techniek, die zich op de neuronale modulatie door het gebruik van lage-intensiteit continue stromen1 richt. Er zijn momenteel twee opstellingen (anodal en cathodal) voor TDC's. Terwijl de anodal stimulatie een huidige elektrisch veld te zwak om te activeren van de actie potentieel oefent, hebben elektrofysiologie studies aangetoond dat deze methode veranderingen in synaptische plasticiteit2 produceert. Bijvoorbeeld aangetoond dat TDC's induceert potentiëring (LTP) effecten op lange termijn zoals verhoogde maximale amplitude van de3,excitatory postsynaptisch potentieel4 en modulatie van de corticale prikkelbaarheid5.

Omgekeerd, cathodal stimulatie induceert remming, resulterend in membraan hyperpolarisatie6. Een hypothese voor dit mechanisme is gebaseerd op de fysiologische bevindingen waar TDC's te moduleren actiepotentiaal frequentie en duur in de neuronale lichaam3wordt beschreven. Met name doet dit effect niet rechtstreeks oproepen actie potentieel, hoewel het kan verschuiven van de depolarisatie drempel en vergemakkelijken of bemoeilijken van de neuronale afvuren7. Deze effecten contrasterende zijn eerder aangetoond. Bijvoorbeeld, anodal en cathodal stimulatie geproduceerd tegengestelde effecten in geconditioneerde reacties geregistreerd via elektromyografie activiteit in konijnen8. Maar hebben studies ook aangetoond dat langdurige anodal stimulatie sessies prikkelbaarheid verminderen kunnen, terwijl de verhoging van de cathodal stromingen kan leiden tot prikkelbaarheid, presenteren zichzelf contrasterende effecten3.

Zowel anodal als cathodal prikkels aggregaat het gebruik van de elektrode paren. Bijvoorbeeld, in anodal stimulatie, de "actieve" of "anode" is elektrode geplaatst over de regio van de hersenen te worden gedifferentieerd, overwegende dat de "referentie" of de "kathode" elektrode bevindt zich op een gebied waar het effect van de huidige wordt ervan uitgegaan dat onbeduidend9. In de cathodal stimulatie, is elektrode dispositie omgekeerd. De intensiteit van de stimulatie voor effectieve TDC's hangt af van de huidige intensiteit en afmetingen van de elektrode, die gevolgen hebben voor het elektrische veld anders10. In de meest gepubliceerde studies, bedraagt de gemiddelde stroomsterkte 0.10 naar 2.0 mA en 0,1 mA tot 0.8 mA voor mens en muizen, respectievelijk6,11. Hoewel de grootte van de elektrode van 35 cm2 meestal bij de mens gebruikt wordt, er is geen juiste begrip met betrekking tot de afmetingen van de elektrode voor knaagdieren en een grondiger onderzoek is nodig6.

TDC's is voorgesteld in klinische studies met de poging van het aanbieden van een alternatieve of aanvullende behandeling voor verschillende neurologische en neuropsychiatrische aandoeningen11 zoals epilepsie12, bipolaire wanorde13, lijn5 , grote depressie14, ziekte van Alzheimer15, multiple sclerose16 en17van de ziekte van Parkinson. Ondanks de groeiende belangstelling voor TDC's en het gebruik ervan in klinische proeven, gedetailleerde cellulaire en moleculaire evoked wijzigingen in hersenweefsel, korte en langdurige gevolgen, evenals gedrags resultaten, nog dieper te onderzocht18, 19. aangezien een rechtstreekse menselijke aanpak van grondig bestuderen TDC's niet haalbaar is, het gebruik van een dierlijk model van TDC's kan bieden waardevolle inzichten in de cellulaire en moleculaire gebeurtenissen ten grondslag liggen aan de therapeutische mechanismen van TDC's als gevolg van de toegankelijkheid van de dier hersenweefsel.

Beschikbare gegevens is beperkt met betrekking tot de TDC's modellen in muizen. De meeste van de gerapporteerde modellen gebruikt verschillende implanteren van lay-outs, elektrode afmetingen en materialen. Bijvoorbeeld, Winkler et al. (2017) geïmplanteerd de hoofd elektrode (Ag/AgCl, 4 mm diameter) gevuld met zoutoplossing en het aan de schedel vastgemaakt met acryl cement en schroeven20. Verschillende van onze aanpak, hun borst elektrode was geïmplanteerde (platina, 20 x 1,5 mm). Nasehi et al. (2017) gebruikt een procedure vergelijkbaar met onze, hoewel de thoracale elektrode is gemaakt van een zoutoplossing gedrenkte spons (kool gevuld, 9,5 cm2)21. Een andere studie geïmplanteerd beide elektroden in het hoofd van het dier, die tot stand gekomen met behulp van vaste platen en die betrekking hebben op het hoofd van het dier met een hydrogel dirigent22. Hier beschrijven we een muismodel van TDC's die gebruikmaakt van een chronisch geïmplanteerde elektrode via eenvoudige chirurgische procedures en TDC's setup (Figuur 1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Individueel gehuisvest mannelijke volwassene (8-12 weken) C57BL/6 muizen werden gebruikt in dit experiment. Dieren juiste zorg ontvangen vóór, tijdens en na de experimentele procedures met voedsel en water ad libitum. Alle procedures werden goedgekeurd door het Comité dierenethiek van federale universiteit van Minas Gerais (protocol nummer 59/2014).

1. elektrode plaatsing

  1. Sederende en fixering van het dier op het stereotaxic apparaat
    1. Steriliseren alle noodzakelijke chirurgische instrumenten.
      Roman Chirurgische instrumenten werden gesteriliseerd gedurende 3 minuten bij 440 ° C. Katoenen wissers waren gesteriliseerde met autoclaaf op 20 psi (pond per vierkante inch) bij 121 ° C gedurende 20 minuten.
    2. Aanpassen van de controller van de thermische platform tot 37 ° C.
    3. Weeg het dier en berekenen van de juiste dosering voor inductie van de anesthesie. Gebruik een mengsel van ketamine en xylazine bij een dosis van 100 mg/kg ketamine en 8 mg/kg xylazine, gegeven intraperitoneally (breinaalden, 31 G). Het dier moet vallen in slaap binnen 2 tot 3 minuten.
    4. Gebruik een elektrisch scheerapparaat of een scheermesje te scheren van de chirurgische site.
    5. Plaats het dier op het stereotaxic apparaat over de voorverwarmde verwarming plaat.
    6. Houd de hoofd van het dier en de tip oor bars invoegen in elk van de oren van het dier om het te bevestigen aan het stereotaxic platform.
    7. Controleer of er geen zijdelingse hoofd verschuiven en kleine verticale beweging na door het langzaam verschuiven van het dier hoofd positionering.
    8. Zachtjes de verdoving masker over de neus van de muis glijden en repareren in plaats door aanscherping van de schroef.
    9. Stel de Isofluraan naar 1% met 1,0 L/min voor O2.
    10. Oog zalf toepassen door de ogen van het dier om te voorkomen dat het drogen van het hoornvlies tijdens de operatie.
  2. Het implantaat te koppelen aan het hoofd van het dier
    1. Gebruik de swabs katoen te bereiden de chirurgische site met drie afwisselende scrubs van Povidon-Jood (of 2% chloorhexidine) en 70% ethanol.
    2. Met een paar pincet te controleren verdoving diepte door licht van het dier tenen knijpen en controleren van het verlies van dier pedaal terugtrekking (Teen snuifje) reflex.
    3. Maak een incisie ongeveer 3 mm posterieure aan van het dier oor lijn en stoppen bij de oog-lijn. De site van de incisie moet ongeveer 1 cm in lengte groot genoeg is om te ontvangen van het implantaat.
    4. Zachtjes Schraap de schedel met een bot schraper cement naleving te verbeteren van de lijm. Doe dit licht eentje met de bedoeling te maken micro krassen.
    5. Chirurgische haken aan de losse huid te handhaven een open chirurgische veld en vrij van obstakels zoals Pelsbereiderijen en bontwerkerijen plaats.
    6. Gebruik een steriel katoenen doekje te drogen van het dier hoofdhuid.
    7. Gebruik een ontleden Microscoop te visualiseren van de bovenkant van de schedel van het dier.
    8. Een naald hechten aan de houder van de stereotaxic en ga naar de bregma. Plaats de naald direct boven het hoofd van het dier iets aanraken van de bregma.
    9. Nul uit alle coördinaten op de digital tracer en breng de naald.
    10. Fix het implantaat TDC's op de stereotaxic houder. Plaats van het implantaat op de kop van het dier en het langzaam lager op de regio van belang met behulp van de juiste stereotaxic coördinaten.
    11. Via een naald te verspreiden 1 druppel (ongeveer 35 μL) van superlijm op het implantaat van base.
    12. Langzaam bewegen de houder naar beneden totdat het raakt de schedel. Zorg ervoor dat het implantaat base volledig in contact met het oppervlak is.
    13. Bereiden de chirurgische cement volgens de instructies van de fabrikant.
    14. Na nauwkeurige positionering, toepassing 3 dunne, gelijkmatige laag van cement in de schedel en op het onderste gedeelte van het implantaat. Toepassing druppel per druppel met behulp van een penseel van toepassing. Lagen moeten vormen een heuvel-vormige structuur voor verdere structurele ondersteuning van het implantaat.
    15. Laat het implantaat de schroefdraad schoon van cement een glad, ongehinderd verbinding toestaan.
    16. Het toestaan van elke laag voor ongeveer 4 minuten drogen.
    17. Droog, verwijder voorzichtig de houder totdat het volledig los van het implantaat. Gebruik altijd uiterste voorzichtigheid bij het verwerken van het implantaat, omdat het per ongeluk kan worden geëxtraheerd uit de schedel van het dier.
  3. Afwerking van de operatie en na chirurgische zorg
    1. Hydrateren de huid van het dier op de site van de incisie met een zoutoplossing doordrenkte wattenstaafje.
    2. Jas de huid over de basis van het implantaat TDC's.
    3. Gebruik een paar pincet samen te brengen het weefsel en sluit de insnijding met een daling van chirurgische weefsel lijm per 0,2 cm van weefsel.
    4. 1-2% lidocaïne in de incisie site te infiltreren en de onderliggende weefsels.
    5. De muis met 500 µL van lactaat Ringer's oplossing subcutaan hydrateren.
    6. Hiermee plaatst u de muisaanwijzer in een voorverwarmde (37 ° C) schoon, single-gehuisvest kooi.
    7. Zet een kleine schotel met natte voedsel pellets in de kooi voor gemakkelijke toegang tot voedsel in de volgende uren.
    8. Registreer na chirurgische gewicht van het dier.
    9. De dierlijke ketoprofen (5 mg/kg) wordt subcutaan geven na de operatie en op de komende 2 dagen.
    10. Toezicht op het herstel van het dier nauw voor ten minste 1 week. Enig teken van nood, zoals rechtopstaan, gebrek aan verzorging, verminderde motoriek, wond krabben en ontsteking van de chirurgische site beoordelen.

2. TDC's Setup en stimulatie

  1. TDC's Setup (Zie Figuur 2)
    Opmerking. Zorg ervoor dat de TDC's stimulator volledig is opgeladen.
    1. De anode en kathode kabels hechten aan de TDC's stimulator en deze beschikbaar maken in de buurt van de stimulatie-site. De pin-type elektrode aan de stereotaxic houder koppelen.
    2. De thermische platform ingesteld op 37 ° C.
    3. Zet de zuurstof debietmeter op de inademing verdoving systeem aan 1 L/min.
    4. Hiermee plaatst u de muisaanwijzer in de anesthesie inductie kamer.
    5. Zet de vaporizer Isofluraan tot 3%. Laat het dier te ondergaan Isofluraan effecten voor 4 min.
    6. Terwijl het dier in het zaal inductie is, gebruik een steriele injectiespuit te vullen van de lichaam-elektrode met zoutoplossing 0,9%.
    7. Verwijder het dier uit de zaal inductie en plaatst zijn borst op het lichaam-elektrode.
    8. Zachtjes de verdoving masker over de neus van de muis glijden en repareren in plaats. De uitvoer van Isofluraan tot 1,5% lager.
    9. Vul het implantaat en de pin-type-elektrode met zoutoplossing en zorgvuldig hechten ze.
    10. Stimulatie tijd en huidige intensiteit aanpassen.
    11. Controleer of de contact kwaliteit op de TDC's stimulator. Optimaal contact gaat van 7 tot en met 10 op een schaal van 1 tot en met 10.
  2. Stimulatie
    1. Start de stimulatie.
    2. Observeer de huidige speedramp voor 30 s tot de geselecteerde waarde en onderhouden zelf steady voor de vastgestelde tijd en vervolgens, aan het einde van de sessie speedramp beneden weer.
    3. Hiermee activeert u de sham-knop voor controle muizen.
    4. Observeer de huidige speedramp voor 30 s naar de geselecteerde waarde en vervolgens tot 1 voor de rest van de periode van de stimulatie met een laatste helling naar de geselecteerde waarde aan het eind met een opeenvolgende helling naar beneden.
    5. Zodra de stimulatie-sessie voltooid is, moet u zorgvuldig het dier overbrengen naar een kooi voorverwarmde (37 ° C) gedurende 10 minuten.
      Roman Dieren beginnen te ontwaken na 3 min.
    6. De inademing verdoving systeem uitschakelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het chirurgische protocol gepresenteerd langetermijnstabiliteit implantaat voor ten minste één maand, met geen inflammatoire signalen op de gestimuleerd site, noch enig andere ongewenste effect. Alle dieren overleefden de chirurgische procedure en TDC's sessies (n = 8). In dit experiment, werden TDC's implantaten geplaatst over de cortices M1 en M2 op het (+ 1,0 mm anterior-posterior en 0,0 mm lateraal te bregma). Een week later, TDC's (n = 3-4) en sham (n = 3) muizen werden gestimuleerd ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In de afgelopen jaren invoeren neurostimulatie technieken klinische praktijk als een veelbelovende procedure voor de behandeling van neuropsychiatrische aandoeningen23. Verklein de beperking opgelegd door het gebrek aan kennis van de mechanismen van neurostimulatie en presenteerden we hier een TDC's muismodel uitvoering van een elektrode die hersengebieden kunt richten. Aangezien de elektrode chronisch implanteerbare is, kunt deze diermodel het onderzoek naar de biologische effecten van langdurige...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wij danken de heer Rodrigo de Souza voor bijstand bij het handhaven van de kolonies van de muis. L.A.V.M is een postdoctoraal CAPES. Dit werk werd gesteund door de subsidie PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BD Ultra-Fine 50U SyringeBD10033430026Voor intraperitonaal injectie.
Shaver (Philips Multigroom)Philips (Brazil)QG3340/16Voor het trimmen van chirurgische plaats.
Chirurgische apparatuur
Model 940 klein dier stereotactisch instrument met digitaal displayconsoleKOPF940Voor chirurgische beperking en positionering van dieren.
Model 922 niet-breuk 60 graden tip oorbarsKOPF922Voor chirurgische beperking en positionering van dieren.
Cannula-houderKOPF1766-APVoor implantaatpositionering.
Precisie stereo zoom binoculaire microscoop (III) op boomstandWPIPZMIII-BSVoor bregma lokalisatie en implantaatpositionering.
Temperatuurregelsysteem Model KOPFTCAT-2LVVoor thermische controle van dieren.
Koud lichtbron WPIWA-12633Voor focale helderheid
Laboratoriumdier anesthesie systeem op tafel met scavengingVetEquip901820Voor isofluraangelevering en veiligheid.
VaporGuard geactiveerde koolstof adsorptiefilterVetEquip931401Veiligheidsmaatregelen voor het leveringssysteem. 
Model 923-B muis gasanesthesie hoofdhouderKOPF923-BVoor dierlijke beperking en O2 en isofluraangelevering.
Zuurstofregelaar, E-cilinder VetEquip901305Voor O2 regeling en levering.
Zuurstofslang – groen VetEquip931503Voor O2 en isofluraangelevering.
Infrarood sterilisator 800 ºCMarconiMA1201Voor instrument sterilisatie.
Chirurgische instrumenten
Fijne schaar - ToughCutFine Science Tools14058-11Voor incisie.
Chirurgische hakenINJEX1636In House Fabricated - Gebruikt om de chirurgische plaats te ontdoen van huid en vacht.
Standaard pincet of forceps--Voor huid grijpen.
Chirurgische verbruiksartikelen
Vetbond3MSC-361931Voor incisie sluiten.
Cement en katalysator KIT (Duralay)Reliance2OZVoor implantaat fixatie.
Steriele katoenen watten (gesteriliseerde)JnJ75UVoor antisepsis van chirurgische plaats. 
24 wel plaat (weefselkweekplaat)SARSTEDT831,836Voor cementvoorbereiding.
ApplicatieborstelparkellS286Voor cement mixen en toepassen.
Farmaceutiek
Xylazin (ANASEDAN 2%)Ceva Pharmaceutical (Brazil)P10160Voor anesthesie inductie.
Ketamine (DOPALEN 10%)Ceva Pharmaceutical (Brazil)P30101Voor anesthesie inductie.
Isofluraan (100%)Cristália (Brazil)100MLVoor anesthesie onderhoud.
Lidocaine (XYLESTESIN 5%)Cristal Pharma-Voor post-chirurgische zorg.
Ketoprofen (PROFENID 100 mg)Sanofi Aventis20MLVoor post-chirurgische zorg.
Ringer's Lactate oplossingSANOBIOL LAB7898153652145Voor post-chirurgische zorg.
TobraDex (Dexamethason 1 mg/g)Alcon631Voor oog smering en bescherming. 
Stimulatie
Dier Transcranial StimulatorSoterix Medical2100Voor stroomgeneratie.
Pin-type elektrode houder (cilindrische houderbasis)Soterix Medical2100Elektrodeondersteuning (Implantaat).
Pin-type elektrode (Ag/AgCl)Soterix Medical2100Voor stroomlevering (elektrode). 
Pin-type elektrodekapSoterix Medical2100Voor implantaat bescherming.
Lichaamselektrode (Ag/AgCl gecoat)Soterix Medical2100Voor stroomlevering (elektrode). 
Saline oplossing (0,9%)FarmaX7896902206441Geleidingsmedium voor stroomlevering.
Standaard pincet of forceps--Voor tDCS setup.
Real Time Polymerase Chain Reaction
BioRad CFX96 Real Time SysteemBioRadC1000Voor qPCR
SsoAdvancedTM Universele SYBR Green Supermix (5 X 1mL)BioRad1725271Voor qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96BioRadHSP9601Voor qPCR
Microseal "B" seal pct c/ 100BioRadMSB1001Voor qPCR

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

tDCS muismodelfelektrode implantatiecorticale genexpressieanodale en kathodale stimulatiestereotaxisch apparaatisofluraan anesthesieketamine xylazine mengselaanbrengen van chirurgisch cementgedragsmatige en moleculaire analyse

Gerelateerde artikelen