Methodenartikel

Supramaximal hypoxische intensiteitsoefening en vasculaire functie beoordeling in muizen

DOI:

10.3791/58708

⸱

15 maart 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Angiology, Heart and Vessel Department, Lausanne University Hospital (CHUV), 2Institute of Sport Sciences, Faculty of Biology and Medicine, University of Lausanne, 3Neonatal Research Laboratory, Clinic of Neonatology, Department Woman-Mother-Child, Lausanne University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hoge intensiteit opleiding in hypoxie is een protocol dat voor het opwekken van vasculaire aanpassingen mogelijk gunstig is bij sommige patiënten en ter verbetering van de atleten herhaald sprint vermogen heeft bewezen. Hier, testen wij de haalbaarheid van opleiding muizen met behulp van dat protocol en identificeren die vasculaire aanpassingen met ex vivo vasculaire functie beoordeling.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oefening opleiding is een belangrijke strategie voor het behoud van de gezondheid en het voorkomen van veel chronische ziekten. Het is de eerste lijn van de behandeling aanbevolen door internationale richtlijnen voor patiënten met cardiovasculaire aandoeningen, meer in het bijzonder, extremiteit slagader ziekten onderste, waar de patiënten lopen capaciteit aanzienlijk is veranderd, waardoor hun kwaliteit van het leven.

Van oudsher, zowel lage continu oefening en intervaltraining hebben gebruikt. Onlangs, heeft ook supramaximal opleiding aangetoond dat atleten voorstellingen via vasculaire aanpassingen, onder andere mechanismen te verbeteren. De combinatie van dit soort opleiding met hypoxie kon brengen een aanvullende en/of synergetische effect, die zou kunnen van belang voor bepaalde pathologieën zijn. Hier beschrijven we hoe u supramaximal intensiteit trainingen in hypoxie op gezonde muizen op 150% van hun maximale snelheid, met behulp van een gemotoriseerde loopband en een hypoxische doos. Ook laten we zien hoe de muis ontleden om op te halen van de organen van belang, met name de longslagader en de abdominale aorta de iliacale slagader. Tot slot laten we zien hoe uitvoeren ex vivo vasculaire functie beoordeling op de opgehaalde vaartuigen, met behulp van isometrische spanning studies.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In hypoxie leidt het verminderde geïnspireerd Fractie van zuurstof (O2) tot hypoxemia (verminderde arteriële druk in hypoxie) en een gewijzigde capaciteit O2 vervoer-1. Acute hypoxie induceert een verhoogde sympathische vasoconstrictor activiteit gericht op skeletspieren2 en een tegen 'compenserende' vasodilatatie.

Deze 'compenserende' vasodilatatie, ten opzichte van hetzelfde niveau van oefening onder normoxic omstandigheden,, is submaximal intensiteit in hypoxie, gevestigde3. Deze Vasodilatatie is essentieel om te zorgen voor een verhoogde doorbloeding en onderhoud (of beperken van de wijziging) van de zuurstoftoevoer naar de actieve spieren. Adenosine werd aangetoond dat niet een zelfstandige rol in dit antwoord, terwijl stikstofmonoxide (NO) de primaire endothelial bron lijkt aangezien belangrijke afstomping van de vergrote vasodilatatie werd gemeld met stikstofoxide synthase (NOS) remming tijdens hypoxische oefening4. Verscheidene andere vasoactieve stoffen spelen waarschijnlijk een rol in de compenserende vasodilatatie tijdens een hypoxische oefening.

Deze verbeterde hypoxische oefening hyperemia is evenredig aan de val van hypoxie-geïnduceerde in arteriële O2 inhoud en is groter naarmate de uitoefening intensiteit toeneemt, bijvoorbeeld tijdens intense incrementele oefening in hypoxie.

De NO-gemedieerde component van de compenserende vasodilatatie wordt geregeld via verschillende wegen met toenemende intensiteit van de oefening3: als β-adrenergic receptor-gestimuleerd geen component verschijnt voorop tijdens de lage-intensiteit hypoxische oefening , de bron geen bijdrage te leveren aan compenserende maagdilatatie lijkt minder afhankelijk is van β-adrenergic mechanismen zoals de trainingsintensiteit toeneemt. Er zijn andere kandidaten voor het stimuleren van geen vrijgave tijdens hogere-hypoxische intensiteitsoefening, zoals ATP verlost van erytrocyten en/of endotheel afkomstige prostaglandines.

Supramaximal oefening in hypoxie (genaamd herhaalde sprint opleiding in hypoxie [RSH] in de literatuur van de Fysiologie oefening) is een recente opleiding methode5 prestatieverbetering in team - of -racketsport spelers verstrekken. Deze methode verschilt van interval training in hypoxie uitgevoerd op of in de buurt van maximale snelheid6 (Vmax) Aangezien RSH uitgevoerd bij maximale intensiteit leidt tot een grotere spier perfusie en oxygenatie7 en specifieke spier transcriptionele Reacties8. Verschillende mechanismen zijn voorgesteld om uit te leggen van de effectiviteit van RSH: tijdens sprints in hypoxie, de compenserende vasodilatatie en de bijbehorende hogere doorbloeding baat de fast-twitch vezels, meer dan de slow-twitch vezels. RSH-efficiëntie is bijgevolg waarschijnlijk-type vezel selectieve en intensiteit afhankelijk. Wij speculeren dat het verbeterde reactievermogen van het vaatstelsel in RSH primordiaal is.

Oefening opleiding is uitgebreid bestudeerd in muizen, zowel in gezonde individuen pathologische muis modellen9,10. De meest voorkomende manier om te trainen van muizen een knaagdier loopband gebruikt, en de traditioneel gebruikte regime is lage-intensiteit opleiding, op 40%-60% van Vmax (bepaald met behulp van een incrementele loopband test11), voor 30-60 min12,13 ,14,15. Maximale intensiteit intervaltraining en het effect ervan op pathologieën zijn veel bestudeerd in muizen16,17; interval training van de lopende protocollen voor muizen zijn zo ontwikkeld. Die protocollen bestaan meestal uit ongeveer 10 aanvallen van op 80-100% van V-max waarop een knaagdier gemotoriseerde loopband, voor 1 – 4 min, afgewisseld met actieve of passieve rust16,18.

De belangstelling voor muizen met supramaximal intensiteit (bijvoorbeeld boven de Vmax) in hypoxie komt uit de resultaten van de vorige die de microvasculaire vasodilatory vergoeding en de intermitterende oefening prestaties zowel op meer toegenomen supramaximal dan bij maximale of matige intensiteiten. Om onze kennis is er echter geen eerdere verslag van een supramaximal opleiding protocol in muizen, in normoxia of in hypoxie.

Het eerste doel van de huidige studie was om te testen de haalbaarheid van supramaximal intensiteit training in muizen en de bepaling van een aanvaardbare en adequate protocol (intensiteit, duur van de sprint, herstel, enz.). Het tweede doel was om te beoordelen van de effecten van verschillende opleiding regime in normoxia en hypoxie op de vasculaire functie. Daarom testen we de hypothesen dat (1) muizen tolereren goed supramaximal oefening in hypoxie, en (2) dat dit protocol induceert een grotere verbetering in vasculaire functie dan oefening in normoxia, maar ook dan oefening in hypoxie bij lagere intensiteiten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De verzorging van de dieren van de lokale Staatscomité (Service de la Consommation et des Affaires Vétérinaires [SCAV], Lausanne, Zwitserland) goedgekeurd alle experimenten (vergunning VD3224; 01.06.2017) en alle experimenten werden uitgevoerd volgens de relevante richtlijnen en verordeningen.

1. dierverblijven en voorbereiding

  1. Huis 6 tot 8 weken oude C57BL/6J mannelijke muizen in de dier faciliteit voor ten minste 1 week vóór het begin van de experimenten om de muizen te wennen aan hun nieuwe huisvesting. Om praktische redenen zijn muizen van dezelfde experimentele groep meestal samen ondergebracht.
  2. Houd de muizen in een temperatuurgevoelig kamer (22 ± 1 ° C) met een 12 h licht/donker cyclus met ad libitum toegang tot voedsel en water.

2. bepaling van de maximale snelheid en standaard beoordeling van prestatieverbetering door incrementele loopbandtest

Opmerking: De volgende stappen zijn cruciaal voor de voltooiing van de training protocollen.

  1. Gebruik een gemotoriseerde loopband voor muizen waar muizen kunnen op meerdere rijstroken naast elkaar, met een inclinatie 0° en gemonteerd met een elektriciteitsnet ingesteld op 0.2 mA aan de achterkant van de baan, ter bevordering van de muizen uit te voeren.
  2. Voorafgaand aan de eerste test, dienen de muizen tot 4 dagen van acclimatisatie aan de loopband, overeenkomstig de onderstaande voorschriften.
    1. Op dag 1, hebben muizen lopen voor 10 min op 4,8 m/min.
    2. Op dag 2, hebben de muizen lopen voor 10 min op 6 m/min.
    3. Op dag 3, hebben de muizen lopen voor 10 min op 7,2 m/min.
    4. Op dag 4, hebben de muizen lopen voor 10 min op 8,4 m/min.
  3. Op dag 5, dienen de muizen op een incrementele proef aan uitputting, overeenkomstig de onderstaande voorschriften.
    1. Laat de muizen warm voor 5 min op 4,8 m/min (bij een hellingshoek van 0 °).
    2. Verhoging van de snelheid van 1,2 m/min elke 3 min (bijvoorbeeld 5 min op 4,8 m/min, dan 3 min op 6 m/min, 3 min op 7,2 m/min, 3 min op 8,4 m/min, enz.) tot uitputting, die wordt bereikt wanneer de muis ofwel 3 opeenvolgende seconden op het elektriciteitsnet besteedt of ontvangt 100 schokken (weergegeven door het apparaat).
    3. Noteer de behaalde snelheid (beschouwd als de V-max), duur, afstand, aantal schokken, en totale tijd doorgebracht op de grid.
      Opmerking: Typisch, V-max was 28,8 ± 3,7 m/min.
    4. Halverwege opleiding, de muizen aan deze test opnieuw om te passen de snelheden van de opleiding tot de bijgewerkte Vmax van de muizen (bijvoorbeeld als het protocol van de opleiding duurt 8 weken, dan het uitvoeren van een incrementele test van halverwege opleiding op 4 weken. In dat geval vervangen door een van de geplande trainingen door de test), en doen dus nogmaals aan het einde van de studie ter beoordeling van de prestatieverbeteringen.
    5. Implementeren van een rusttijd van 48 uur vóór en na deze test.
      Opmerking: Alle incrementele tests werden uitgevoerd in de ochtend.

3. hypoxische milieu

  1. Voor de trainingen in hypoxie, plaatst u de loopband in de hypoxische vak (Figuur 1) gekoppeld aan een gas mixer. Gebruik een gekalibreerde Pulsoximeter waarmee regelmatig de ambient Fractie van zuurstof (FikO2 [dat wil zeggen, het niveau van hypoxie]) in het vak.
  2. De gas mixer ingesteld op 100% stikstof (N2) en de Pulsoximeter gebruiken om te controleren of het niveau van hypoxie. Eenmaal FikO2 = 0.13, wijzigt u de parameter van de gas-mixer van 100% N2 in 13% O2.
  3. Om te voorkomen dat een langdurige passieve blootstelling aan hypoxie, plaats de muizen in een tijdelijke kleinere kooi met strooisel en verrijking, en snel plaats het in het vak eenmaal FikO2 = 0.13 is bereikt. Controleer of het milieu is nog steeds bij 13% O2 na de invoering van de kooi in; Als dat niet het geval is, passen het.
  4. Controleer regelmatig of het niveau van O2 in de loop van een training om ervoor te zorgen dat het blijft bij FiO2 = 0.13 ± 0.002.

4. Normoxic milieu

  1. Voor de trainingen in de normoxia, laat de loopband in de hypoxische vak, maar verwijderen de handschoenen zodat er lucht (FikO2 = 0,21). Het doel is om opnieuw de zelfde trainingsomgeving als de muizen in hypoxie.

5. Supramaximal Intensity Training

  1. Plaats de muizen op individuele rijstroken in de loopband (bij een hellingshoek van 0°) en legt deze voor aan de onderstaande voorschriften.
    1. Hebben de muizen warm voor 5 min op 4,8 m/min, gevolgd door 5 min op 9 m/min.
    2. Stel de snelheid van de Sprint op 150% van de vooraf bepaalde Vmax.
      Opmerking: Typisch, de snelheid van de sprint was 42.1 ± 5,5 m/min.
    3. Trainen van de muizen voor vier sets van 5 x 10 s sprints met 20 s van rust tussen elke sprint. De interset rest is 5 min (Figuur 2).
      Opmerking: Voeg een cooldown periode als de totale werkbelasting van de training moet overeenkomen met die van een andere groep van de opleiding.
  2. Deze opleiding van 3 x per week, met bij voorkeur 48 uur tussen trainingen uit te voeren.
  3. Katoenen wissers gebruiken als een aanvullende methode om elektrische schokken ter bevordering van de muizen uit te voeren. Plaats een wattenstaafje in een gleuf aan de bovenkant van de baan, tussen de muis en het elektriciteitsnet, en zachtjes de muis verschuiven wanneer het bereikt de achterkant van de loopband. Dit zal de levering van elektrische schokken te vermijden en de muizen te lopen op een zachtere manier stimuleren.

6. Low-intensity Training

  1. Plaats de muizen op individuele rijstroken in de loopband (bij een hellingshoek van 0°) en legt deze voor aan de onderstaande voorschriften.
    1. Hebben de muizen warm voor 5 min op 4,8 m/min, gevolgd door 5 min op 7,2 m/min.
    2. Zet de snelheid van de permanente lopende sessie naar 40% van de vooraf bepaalde Vmax.
      Opmerking: Typisch, de continue lopende snelheid was 9.9 m/min.
    3. Train de muizen voor 40 min.
    4. Deze opleiding van 3 x per week met bij voorkeur 48 uur tussen trainingen uit te voeren.
    5. Katoenen wissers gebruiken als een aanvullende methode om elektrische schokken ter bevordering van de muizen uit te voeren.

7. muizen euthanasie en orgel extractie

  1. Aan het eind van de opleiding protocol en ten minste 24 uur na de laatste incrementele test, anesthetize de muis in een zaal van de inductie met behulp van Isofluraan (4%-5% in O,2 voor het opwekken van anesthesie en 1%-2% in 100% O2 te handhaven van de verdoving). Bevestigen van de juiste afstomping met behulp van de poot retractie reflex (knijpen stevig poot van het dier; verdoving wordt beschouwd als goed wanneer het dier niet op de stimulus reageert).
  2. Met een 25 G naald, uitvoeren een percutane cardiale lekke band, voor het verzamelen van maximale bloed volume als eerder beschreven19.
  3. Vervullen van een cervicale dislocatie en verwijder de huid van de muis door doorsnijden de eerste laag van de huid op de buik met een ronde-tip schaar en trekken aan beide zijden van de incisie (richting het hoofd en de staart).
  4. Snijden door het buikvlies onder de ribbenkast aan de linkerkant van de muis met een dun-punt-tip schaar te bereiken van de milt en haal het indien nodig.
    Opmerking: Ontleden uit spieren indien nodig.
  5. Ontleden van de longslagader.
    1. Met behulp van zowel kleine schaar en pincet, verwijder de thoracale kooi en duidelijk het hart-longen-gebied.
    2. Met "zelfsluitend" pincet, knijp het hart zo dicht mogelijk bij de apex en trek zachtjes aan het uitrekken van de basis van de aortaboog en de longslagader.
    3. Met behulp van de rechterhand, terug de gebogen pincet invoegen onder de longslagader en de aorta, en vervolgens zet de pincet een beetje om te houden alleen de longslagader (Figuur 3).
    4. Gebruik de linkerhand naar het invoegen van een ander paar pincet ter vervanging van de gehouden met de rechterhand.
    5. Met behulp van scherpe rechte microscissors in de rechterhand, ontleden de longslagader als dicht bij het hart mogelijk aan de ene kant, en zo ver weg als mogelijk aan de andere kant.
      Opmerking: Het maakt niet uit welke hand houdt welk instrument, maar wij hebben vinden het makkelijker te snijden met de rechterhand dan met de linker.
    6. Doe het in een 2 mL tube met koude-fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)-buffer en houd op ijs.
  6. Het uitvoeren van een gehele lichaam perfusie.
    1. Op de top van het rechts onderste extremiteit voor de muis, gebruik pincet om te wissen uit de externe-interne recht iliac slagader naar de juiste femorale slagader (onder het inguïnale ligament). Met behulp van scherpe rechte microscissors, maken een volledige knippen in de femorale slagader.
    2. Invoegen van een 5 mL 25 G spuit gevuld met koude PBS in het linkerventrikel van het hart en de koude PBS om te verwijderen van de resterende bloed uit de schepen zachtjes te injecteren.
      Opmerking: Als gevolg van de winning van de longslagader is het mogelijk dat de PBS niet helemaal naar de incisie doet circuleren.
  7. Met pincet, verwijder het zachte weefsel rondom de aorta uit het links en rechts inguïnale ligamenten naar het hart zo volledig mogelijk.
    Opmerking: Het hart kan worden gewonnen voor verdere analyse, indien nodig.
  8. Met behulp van zowel de microscissors als de pincet, ontleden uit het hart tot aan het laagste punt van de externe iliac slagader (in zowel links als rechts ledematen) en plaats het geheel ontleed-out gedeelte in een 10 cm-diameter schotel met koude PBS.
  9. Met pincet en/of microscissors, klaar bent met het schoonmaken van het overgebleven vet rond de aorta en bloedvaten door zachtjes te trekken of uit de buurt van de schepen te snijden.
  10. Met behulp van microscissors, de linker iliac slagader gesneden op de links-rechts iliac slagader bifurcatie en sla het voor verdere analyse.
  11. Met behulp van microscissors, gesneden van de abdominale aorta onder de linker nier slagader, en plaats het uitgepakte vaartuig in koude PBS buffer op ijs (Figuur 4).
  12. Houd het resterende schoongemaakte vaartuig, vanaf de aortaboog naar rechts boven de linker nier slagader, in opslag voor verdere analyse.

figure-protocol-1
Figuur 4 : Foto van de ontleed vaartuigen. Uitgepakte schip vanaf de bovenkant van de abdominale aorta (onder de linker nier slagader) aan het einde van het recht iliac slagader, klaar om te worden geplaatst in koude PBS buffer op ijs. (1) abdominale aorta. (2) rechts gemeenschappelijk iliac slagader. (3) externe iliac slagader. (4) interne iliac slagader. (5) femorale slagader. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

8. ex Vivo vasculaire functie beoordeling

Opmerking: Een wasbeurt komt overeen met het legen en hervullen van de kamers met Krebs.

  1. Volgens een protocol van de eerder beschreven20, snijd de geïsoleerde longslagader, abdominale aorta en rechts iliac slagader segmenten in vasculaire ringen van 1.0-2.0 mm lang en elke ring bevestig op twee 0.1 mm-diameter stijgbeugels doorgegeven via de lumen.
  2. Opschorten van de ringen van het schip in verticale orgel kamers gevuld met 10 mL gemodificeerde Krebs-Ringer bicarbonaat oplossing (118.3 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 2.5 mM CaCl2, 1,2 mM MgSO4, 1.2 mM KH2PO4, 25.0 mM NaHCO3en 11.1 mM glucose) op 37 ° C gehouden en belucht met 95% O2-5% CO2 (pH 7.4). Een stijgbeugel wordt verankerd aan de bodem van de kamer van het orgel en de andere is aangesloten een spanningsmeter voor de meting van isometrische kracht in gram.
  3. De schepen brengen hun optimale rust spanning: rekken van de ringen tot 0,5 g voor de longslagader, 1,5 g voor de iliacale slagader en 2 g voor de abdominale aorta en was ze na een periode van evenwichtsinstelling van 20 min. Herhaal de stretch-evenwichtsinstelling-wash stap 1 x.
  4. Om te testen de levensvatbaarheid van de vaartuigen, het contract van de ringen met 235 µL van KCl (10-1 M) voor 10 min, wassen ze voor een ander 10 min, en weer een contract met 235 µL van KCl (10-1 M) voor ongeveer 20 min tot het bereiken van een plateau.
  5. Wassen van de schepen opnieuw gedurende 10 minuten en 58,4 µL van indomethacin (10-5 M) (een inhibitor van de omwenteling van cyclooxygenase activiteit) gedurende ten minste 20 minuten teneinde mogelijke storingen van endogene prostanoids toe te voegen.
  6. Phenylephrine (Phe) cumulatieve dosissen van 10-9 (10 µL) toevoegen aan 10-4 M (of 10-9 tot 10-5 M voor de longslagader; 9 µL voor alle concentraties boven 10-9 M) tot het aangaan van de schepen.
  7. Na de laatste dosis van Phe, wachten voor ongeveer 1 h tot de vaartuigen komen een relatief stabiele contractie tot (plateau).
  8. Cumulatieve dosissen van het endotheel-afhankelijke vaatverwijdende acetylcholine (ACh), van 10-9 naar 10-4 M (58,4 µL voor 10-9 M, en afwisselend 12.6 µL en 40 µL voor alle concentraties boven 10-9 M), voor het opwekken van nitraat toevoegen oxide (NO)-gemedieerde ontspanning.
  9. Aan het einde van de curve van de ontspanning, wassen van de vaartuigen gedurende 10 minuten en 58,4 µL van indomethacin (10-5 M), evenals 184 µL van NG-nitro-L-arginine (NLA, 10-4 M), die is een inhibitor van de omwenteling van de NOS, gedurende ten minste 20 minuten toevoegen.
  10. Het contract van de schepen weer met een unieke dosis 10 µL van Phe (10-5 en 10-4 M voor de longslagader en 10-4 M voor de abdominale aorta en de iliacale slagader) gedurende 1 uur, voor het opwekken van een relatief stabiele contractie.
  11. Toevoegen van een unieke dosis van 40 µL van ACh (10-4 M) tot het bereiken van een plateau.
  12. De schepen weer voor 10 min, wassen alvorens toe te voegen 58,4 µL van indomethacin (10-5 M) en 184 µL van NLA (10-4 M) voor 20 min.
  13. Het contract van de schepen met 10 µL van Phe (10-5 en 10-4 M) gedurende 1 uur.
  14. Toevoegen van cumulatieve dosissen (10-9 [58,4 µL] naar 10-4 M [40 µL voor alle concentraties boven 10-9 M]) van de NO donor diethylamine (DEA) / Nee, in om te beoordelen van het endotheel-onafhankelijke NO-geïnduceerde ontspanning.
  15. Aan het einde van het experiment, slaan de vaartuigen in vloeibare stikstof voor toekomstige analyses indien nodig.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om onze kennis is de huidige studie de eerste om te beschrijven van een programma van supramaximal intensiteit training in normoxia en hypoxie voor muizen. In dit protocol liep muizen vier sets van vijf 10 s sprints met een 20 s herstel tussen elke sprint. De sets werden afgewisseld met 5 min van herstel periodes. Het was onbekend of de muizen zou kunnen ondersteunen van zo'n protocol en vul het goed. Echter, volgens Figuur 5, de aanwinst van het gewicht van ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De eerste doelstelling van deze studie was om te beoordelen van de haalbaarheid van hypoxische hoge intensiteit opleiding in muizen en de adequate karakteristieken van het protocol dat goed zou worden verdragen door muizen te kunnen bepalen. Met opzet, want er geen informatie met behulp van supramaximal (dat wil zeggen, meer dan Vmax) intensiteit training in muizen is, moesten we proeven op basis van eerdere protocollen ontwikkeld met atleten, die bestond uit vier tot vijf sets van vijf all-out sprints (ongeve...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedank Danilo Gubian en Stephane Altaus vanuit de Lausanne universiteitsziekenhuis (CHUV) mechanische werkplaats voor het helpen met het maken van de hypoxische setup. De auteurs wil ook Diane Macabrey en Melanie Sipion bedanken voor hun hulp bij de opleiding van de dieren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
WattenstaafjeQ-tip
Gas mixer Sonimix 7100LSI Swissgas, Genève, ZwitserlandGasstroom: 10 L/min en 1 L/min voor O2 en CO2, respectievelijk
Hypoxische Box ZelfgemaaktGemaakt in Plexiglas
Gemotoriseerde loopband voor knaagdieren Panlab LE-8710Bioseb, Frankrijk
Oximeter Greisinger GOX 100GREISINGER electronic GmbH, Regenstauf, Duitsland
Sedacom softwareBioseb, Frankrijk
SpanningsensorPowerLab/8SP; ADInstruments

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Calbet, J. A., et al. Determinants of maximal oxygen uptake in severe acute hypoxia. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 284 (2), 291-303 (2003).
  2. Hanada, A., Sander, M., González-Alonso, J. Human skeletal muscle sympathetic nerve activity, heart rate and limb haemodynamics with reduced blood oxygenation and exercise. The Journal of Physiology. 551, Pt 2 635-647 (2003).
  3. Casey, D. P., Joyner, M. J. Compensatory vasodilatation during hypoxic exercise: mechanisms responsible for matching oxygen supply to demand. The Journal of Physiology. 590 (24), 6321-6326 (2012).
  4. Casey, D. P., et al. Nitric oxide contributes to the augmented vasodilatation during hypoxic exercise. The Journal of Physiology. 588, Pt 2 373-385 (2010).
  5. Girard, O., Brocherie, F., Millet, G. P. Effects of Altitude/Hypoxia on Single- and Multiple-Sprint Performance: A Comprehensive Review. Sports Medicine. 47 (10), 1931-1949 (2017).
  6. Faiss, R., Girard, O., Millet, G. P. Advancing hypoxic training in team sports: from intermittent hypoxic training to repeated sprint training in hypoxia. British Journal of Sports Medicine. 47, Suppl 1 45-50 (2013).
  7. Brocherie, F., Girard, O., Faiss, R., Millet, G. P. Effects of Repeated-Sprint Training in Hypoxia on Sea-Level Performance: A Meta-Analysis. Sports Medicine.(Auckland, N.Z). 47 (8), 1651-1660 (2017).
  8. Brocherie, F., et al. Repeated maximal-intensity hypoxic exercise superimposed to hypoxic residence boosts skeletal muscle transcriptional responses in elite team-sport athletes. Acta Physiologica. 222 (1), 12851(2018).
  9. Pellegrin, M., et al. New insights into the vascular mechanisms underlying the beneficial effect of swimming training on the endothelial vasodilator function in apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 190 (1), 35-42 (2007).
  10. Picard, M., et al. Acute exercise remodels mitochondrial membrane interactions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 115 (10), 1562-1571 (2013).
  11. Ayachi, M., Niel, R., Momken, I., Billat, V. L., Mille-Hamard, L. Validation of a Ramp Running Protocol for Determination of the True VO2max in Mice. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  12. Pellegrin, M., et al. Running Exercise and Angiotensin II Type I Receptor Blocker Telmisartan Are Equally Effective in Preventing Angiotensin II-Mediated Vulnerable Atherosclerotic Lesions. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 22 (2), (2016).
  13. Semin, I., Acikgöz, O., Gönenc, S. Antioxidant enzyme levels in intestinal and renal tissues after a 60-minute exercise in untrained mice. Acta Physiologica Hungarica. 88 (1), 55-62 (2001).
  14. Cho, J., et al. Treadmill Running Reverses Cognitive Declines due to Alzheimer Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (9), 1814-1824 (2015).
  15. Schill, K. E., et al. Muscle damage, metabolism, and oxidative stress in mdx mice: Impact of aerobic running. Muscle & Nerve. 54 (1), 110-117 (2016).
  16. Cho, J., Kim, S., Lee, S., Kang, H. Effect of Training Intensity on Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (8), 1624-1634 (2015).
  17. Sabatier, M. J., Redmon, N., Schwartz, G., English, A. W. Treadmill training promotes axon regeneration in injured peripheral nerves. Experimental Neurology. 211 (2), 489-493 (2008).
  18. Rolim, N., et al. Aerobic interval training reduces inducible ventricular arrhythmias in diabetic mice after myocardial infarction. Basic Research in Cardiology. 110 (4), 44(2015).
  19. Lab Animal Research. Blood Withdrawal I. JoVE Science Education Database. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10246/blood-withdrawal-i (2018).
  20. Peyter, A. -C., et al. Muscarinic receptor M1 and phosphodiesterase 1 are key determinants in pulmonary vascular dysfunction following perinatal hypoxia in mice. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), 201-213 (2008).
  21. Faiss, R., et al. Significant Molecular and Systemic Adaptations after Repeated Sprint Training in Hypoxia. PLOS ONE. 8 (2), (2013).
  22. Faiss, R., et al. Repeated Double-Poling Sprint Training in Hypoxia by Competitive Cross-country Skiers. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (4), 809-817 (2015).
  23. Billat, V. L., Mouisel, E., Roblot, N., Melki, J. Inter- and intrastrain variation in mouse critical running speed. Journal of Applied Physiology. 98 (4), 1258-1263 (2005).
  24. Ferguson, S. K., et al. Effects of living at moderate altitude on pulmonary vascular function and exercise capacity in mice with sickle cell anemia. The Journal of Physiology. , (2018).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debate, K. A., Kleeberger, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Medicine & Science in Sports & Exercise. 33 (12), (2001).
  26. Wojewoda, M., et al. Running Performance at High Running Velocities Is Impaired but V'O2max and Peripheral Endothelial Function Are Preserved in IL-6-/- Mice. PLOS ONE. 9 (2), (2014).
  27. Muller, C. R., Américo, A. L. V., Fiorino, P., Evangelista, F. S. Aerobic exercise training prevents kidney lipid deposition in mice fed a cafeteria diet. Life Sciences. 211, 140-146 (2018).
  28. Petrosino, J. M., et al. Graded Maximal Exercise Testing to Assess Mouse Cardio-Metabolic Phenotypes. PLOS ONE. 11 (2), 0148010(2016).
  29. Poole, D. C., Jones, A. M. Oxygen Uptake Kinetics. Comprehensive Physiology. , (2012).
  30. Copp, S. W., Hirai, D. M., Musch, T. I., Poole, D. C. Critical speed in the rat: implications for hindlimb muscle blood flow distribution and fibre recruitment. The Journal of Physiology. 588, Pt 24 5077-5087 (2010).
  31. Kregel, K., et al. Resource Book for the Design of Animal Exercise Protocols. , American Physiological Society. (2006).
  32. Lamy, S., et al. Air puffs as refinement of electric shocks for stimulation during treadmill exercise test. The FASEB Journal. 30, 1 Supplement 1014(2016).
  33. Koenen, K., et al. Sprint Interval Training Induces A Sexual Dimorphism but does not Improve Peak Bone Mass in Young and Healthy Mice. Scientific Reports. 7, (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Supramaximale inspanninghypoxische trainingloopband voor muizenisometrische spanningarteriedissectielongslagaderabdominale aortaarteria iliacaendotheeladaptatie

Gerelateerde artikelen