Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

NAT-spinnen-gebaseerde Molding proces van gelatine voor weefselregeneratie

8.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/58932

⸱

7 maart 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Materials Science and Engineering, National Taiwan University of Science and Technology, 2Laboratory of Adult Stem Cell and Tissue Regeneration, National Defense Medical Center, 3School of Dentistry, National Yang-Ming University, 4Department and Graduate Institute of Biology and Anatomy, National Defense Medical Center, 5Department of Gerontological Health Care, National Taipei University of Nursing and Health Sciences, 6Division of Rheumatology/Immunology/Allergy, Department of Internal Medicine, Tri-Service General Hospital, National Defense Medical Center, 7Department of Physiology and Biophysics, Graduate Institute of Physiology, National Defense Medical Center, 8Division of Urology, Department of Surgery, Tri-Service General Hospital, National Defense Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Wij beschrijven een protocol gebaseerd op het concept van de natte spinnen, voor de bouw van gelatine gebaseerde biomaterialen gebruikt voor de toepassing van weefselkweek en ontwikkeld.

Samenvatting

Dit artikel presenteert een goedkope manier om te fabriceren van gelatine, als een natuurlijke polymeer, in monofilamenten vezels of andere passende vormen. Door middel van de natte methode spinnen, worden gelatine vezels geproduceerd door soepele extrusie in een medium geschikt coagulatie. Het vergroten van het functionele oppervlak van deze gelatine vezels en hun vermogen om na te bootsen de kenmerken van de weefsels, kan de gelatine worden gegoten in de vorm van een buis door te verwijzen naar dit concept. Onderzocht door in vitro en in vivo tests, aantonen de gelatine buizen een groot potentieel voor toepassing in weefselengineering. Fungeert als een geschikte vulling kloof materiaal, gelatine buizen kunnen worden gebruikt ter vervanging van het weefsel in het beschadigde gebied (bijvoorbeeld in het nerveus of cardiovasculaire systeem), alsmede ter bevordering van de regeneratie door middel van een directe vervanging van stamcellen en neurale circuits. Dit protocol biedt een gedetailleerde procedure voor het maken van een biomaterial op basis van een natuurlijke polymeer, en de uitvoering ervan wordt verwacht sterk profiteren van de ontwikkeling van oereenstemming natuurlijke polymeren, die bijdragen tot het realiseren van weefsel regeneratie strategieën.

Inleiding

De nieuwste ontwikkeling in weefselregeneratie impliceert de toepassing van weefselkweek, dat een uitdaging voor de verbetering van nieuwe therapeutische strategieën in medische behandelingen vormt. Bijvoorbeeld, vormt de beperkte mogelijkheden van zenuwstelsel regeneratie, volgende letsel of ziekte, een belangrijk gezondheidsprobleem wereldwijd. Als gevolg van de complexiteit van de pathofysiologische processen gekoppeld aan het zenuwstelsel, het gebruik van traditionele autograft of de uitvoering van de stabilisatie chirurgie is aangetoond dat het bieden van voordelen in functionele uitkomsten, maar er is geen sterk bewijs voor de effecten van spinale fixatie chirurgie1,2. Het weefsel op het beschadigde gedeelte is verloren en vervangen door hypertrophically geïnduceerde astrocyten3, uiteindelijk de vorming van een dichte gliale litteken4,5. Deze matrix fungeert als een beveiligingsbarrière dat blokken het herstel van de zenuw functie van6,7 en is dus sterk belemmert regeneratie. Daarom een geschikte vulling kloof materiaal naar verwachting het verlies van weefsel te voorkomen en verminderen van de vorming van bindweefsel litteken-geassocieerde door behoud van de integriteit van het beschadigde gedeelte, alsmede door het verstrekken van de directe vervanging van neurale cellen en circuits ter bevordering van de regeneratie van de axon.

Polymere biomaterialen geweest aangewezen als steigers voor weefsels regeneratie therapie, gebaseerd op de regulering van de cel of het axon gedrag en weefsel progressie via natuurlijke extracellulaire matrix (ECM) ondersteuning. De indeling van de vezel wordt algemeen beschouwd als een bouwsteen voor verschillende materialen, als gevolg van de eendimensionale structuur8. De vezels kunnen in het algemeen worden verkregen door extrusie smelt of NAT draaiende methode; echter, de grote omvang en de kosten van de uitrusting en de moeilijkheid om het uitvoeren van deze methoden zijn uitdagend. Bovendien heeft de meerderheid van de werkzaamheden in verband met polymeer vezels gericht geweest op synthetische of samengestelde materialen. Natuurlijke polymeren als een bron van biomaterial bieden betere biocompatibiliteit eigenschappen voor het menselijk lichaam. Is echter relatief moeilijker dan synthetisch polymeer bronnen9om te verkrijgen van de uitlijning van de vezels van het natuurlijke polymeren. Vandaar, de omzetting van een natuurlijke polymeer als een rijke bron van eiwit in biomaterial vezels is een belangrijke strategie — niet alleen kunnen de biomaterial vezels worden rechtstreeks geïsoleerd uit de grondstof, dus het vermijden van een niet onnodig transformatie naar monomeren, maar de eiwit vezels hebben ook een goede uiterlijk en gunstige kenmerken10.

We beschrijven in dit verband een goedkope verwerkingsmethode voor de productie van natuurlijke polymeer vezels via het basisconcept van natte spinnen, die kan worden geïmplementeerd op de laboratoriumschaal van het voor weefselengineering. Natte spinnen wordt uitgevoerd door de extrusie en de stolling van de polymeeroplossing van een in een geschikte polymeer nonsolvent. Een passende, viskeuze oplossing doped in coagulatie medium veroorzaakt de polymeermoleculen te ontbinden. Via de faseovergang, de gloeidraden dan verliezen hun oplosbaarheid en zijn neergeslagen in de vorm van een solide polymeer fase11. Verwijzen naar dit concept, breidden we vervolgens de ontwikkeling van gelatine in de vorm van de buis door een molding proces, dat wordt beschouwd als goed voor weefsels regeneratie toepassing. Bovendien, intrinsiek, kunnen we ook ontwikkelen een vorm van materiaal uit gelatine vezels (bijvoorbeeld gelatine conduit opgerolde van verschillende gelatine vezels), voor andere gewenste toepassingen.

Gelatine, een natuurlijke biologisch afbreekbaar polymeer, wordt gevormd door gedenatureerde en gehydrolyseerd collageen, met inbegrip van een semicrystalline, amorf of triple spiraalvormige staat van collageen12. Het is bekend dat collageen is het essentiële structurele eiwit in alle bindweefsels van gewervelde dieren en ongewervelden13,14, die vergelijkbaar is met de structuur van de eiwitten van de belangrijkste ECM dat zenuw groei induceert en, gelijktijdig vervangt een grote hoeveelheid glycosaminoglycaan uitgescheiden tijdens ruggenmerg letsels. Daarom is het gebruik van gelatine als een bron zou een geweldige keuze voor een medische voertuig. Naast een goedkope bron, gelatine is ook biologisch afbreekbaar en cytocompatible en klinisch bewezen als een tijdelijk defect vuller15. Ontwikkeld in de vorm van een buis, in vitro en in vivo tests beschreven hier het tonen aan dat gelatine heeft een uitstekende biocompatibiliteit en geschiktheid voor toekomstige weefsel technische toepassingen. Gekweekte met menselijke obesitas stamcellen, gelatine buizen verbeteren celdifferentiatie in neurale voorlopercellen door positieve nestin kleuring als merkstof neurale cel. Bovendien gelatine als vulling kloof materiaal, geproduceerd door de methode gevestigd in deze studie naar verwachting beheersbaar en veilig zijn en sterk profiteren weefsel ingenieurs die momenteel oereenstemming natuurlijke polymeren voor de verhoging van weefsel ontwikkelen regeneratie strategieën.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het vetweefsel zijn verkregen van orthopedische ingrepen zoals gecertificeerd door de institutionele Review Board van Tri-Service General Hospital, Taipei, Taiwan R.O.C. Procedures waarbij dierlijke onderwerpen zijn goedgekeurd door de Commissie van de zorg van het dier op nationaal Defensie Medical Center, Taiwan (R.O.C).

1. nat draaiende proces

  1. Bereiding van de oplossing
    1. Los 5 g gelatine poeder in tweemaal gedestilleerd water tot 5% (m/v) oplossing concentratie aan 100 mL.
    2. Roer het mengsel langzaam bij 60-70 ° C's nachts tot het bereiken van een volledig homogene dispersie zonder alle bubbels.
  2. NAT spinnen
    1. Productieproces
      Opmerking: Een schematische voorstelling van de methode is afgebeeld in Figuur 1A. De spinnen-installatie is uitgerust met een machine voor peristaltische pomp (Zie Tabel van materialen) die zorgt voor hoge-precisie snelheid en regelt de vlotte levering van de stroom.
      1. Aansluiten op een 26 G x 1/2 inch (0,45 mm x 12 mm) spuit als de oplossing injector duidelijk vinyl buis.
      2. 100 mL van 99,5% aceton-oplossing in een bekerglas van glas moet worden gebruikt als de coagulatie bad voor te bereiden.
      3. De slangenpomp machine draaien op 21 rpm (3.25 mL/min) en laat de oplossing van de gelatine staan gedurende enkele seconden in aceton oplossing vóór het oprollen.
      4. Neem uit de vezels van de gelatine van de aceton oplossing en dompel ze in 2,5% (m/v) voor polycaprolactone/dichloormethaan (PCL/DCM) oplossing met 1:20 (w/w).
      5. Laat de gelatine vezels in de PCL-/ DCM oplossing droog 's nachts, onder de motorkap bij kamertemperatuur.
    2. Vorming van de buis
      Opmerking: Een schematische voorstelling van de methode is afgebeeld in Figuur 1B.
      1. Gebruik een perifere veneuze katheter van 24 G x 3/4 inch (0.7 mm x 19 mm) als buis schimmel.
      2. De katheter in de gelatine oplossing laden en houd hem er gedurende 3 s.
      3. De katheter in de aceton oplossing laden en houd voor 1 min.
      4. De katheter in de gelatine-oplossing opnieuw laden en houd hem er gedurende 3 s.
      5. Herhaal deze alternatieve procedure 20 x.
      6. Neem uit de katheter uit de aceton-oplossing en laat de gegoten buis drogen bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten.
      7. Neem voorzichtig uit de buis van de gelatine van de katheter met behulp van een hemostat en breng zorgvuldig de gelatine buis in een glazen pipet van Pasteur met de onderdompeling van 2,5% (m/v) van de PCL-/ DCM-oplossing.
      8. Laat de Pasteur Pipetteer bevat die de gelatine buis en PCL/DCM oplossing droog 's nachts, onder de motorkap bij kamertemperatuur.

2. de morfologie van de gelatine buis

  1. Het stuk van gedroogde gelatine buis monteren op een koolstof-stub.
  2. Het monster in de ion sputter coater machine gebracht (Zie Tabel van materialen) en jas van het monster met goud voor 60 s; dan, het observeren van de morfologie door scanning elektronen microscopie (Zie Tabel van materialen).

3. cultuur van menselijke obesitas stamcellen

  1. Plaats het vetweefsel (verkregen uit mondelinge adipeus weefsel door klinische chirurgie) in een petrischaal met 10 mL overdracht oplossing bestaande uit 0,1 M met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS), 1% penicilline/streptomycine en 0,1% glucose.
  2. De weefsels in kleine stukjes (minder dan 1 mm2) met een scalpel mes gesneden.
  3. Breng de weefsels in een plastic tube van 15 mL en centrifugeer bij 500 x g gedurende 5 min.
  4. Verwijder het supernatant en Incubeer het sediment in een plastic buis waarin 10 mL Dulbecco van gemodificeerde Eagle's medium (DMEM, bestaande uit 4 mM L-glutamine, 1 mM natrium pyruvaat en 15 mg/L fenol rood) met 0,1% collagenase bij 37 ° C, in een bevochtigde sfeer die bevat 95% lucht en 5% CO2, voor 1 dag.
  5. Centrifugeer het plastic buis bij 500 x g gedurende 5 minuten, verwijder het supernatant zorgvuldig (niet aanraken het sediment), en vervolgens, schorten het sediment zachtjes door het toevoegen van 10 mL DMEM met 10% foetale runderserum (FBS) en laat het staan voor 1 dag bij 37 ° C , in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2.
  6. Centrifugeer het plastic buis bij 500 x g gedurende 5 minuten en verwijder het supernatant zorgvuldig; Voeg vervolgens 1 mL van stamcel medium (bestaande uit Keratinocyt serumvrij medium (K-SFM), 5% van de FBS, N-acetyl-L-cysteïne, ascorbinezuur-2-fosfaat, streptomycine en Amfotericine) aan het sediment op te schorten, breng dit in een maatkolf van T25 cultuur met 4 mL gevolg zijn cel medium, en laat het staan voor 3 dagen bij 37 ° C, in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2.
  7. Verwijder het supernatant, voeg 1 mL 0,25% trypsine-ethyleendiamminetetra azijnzuuroplossing (NA2EDTA), en het incuberen bij 37 ° C, in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2 voor 3,5 min, als u wilt loskoppelen van de cellen vanaf de onderkant van de cultuur-kolf.
  8. Voeg 1 mL FBS, schorten het mengsel en het overbrengen van een microcentrifuge buis.
  9. Centrifugeer de schorsing bij 500 x g gedurende 3,5 min, schorten het sediment met 1 mL van stamcel medium en het overbrengen van de cultuur-kolf met 5 mL van stamcel medium; vervolgens houd het bij 37 ° C in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2.
  10. De subcultuur handhaven door het veranderen van het medium van de cel van de stam om de 3 dagen.

4. teelt van cellen op de gelatine buis

  1. Steriliseren van de buis van de gelatine met UV-licht voor 2 h; vervolgens het onderdompelen in ethanol 75% (v/v) en wassen het 2 x met stamcel medium te verwijderen van de resterende ethanol.
  2. Verzamel de menselijke obesitas stamcellen (hASCs) uit de cultuur-kolf.
    1. Verwijder het medium van de cultuur-kolf.
    2. Voeg vervolgens 1 mL van 0,25% trypsine-EDTA en Incubeer bij 37 ° C in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2 voor 3,5 min, loskoppelen van de hASCs vanaf de onderkant van de cultuur-kolf.
    3. Voeg 1 mL FBS, schorten het mengsel en het overbrengen van een microcentrifuge buis.
    4. Centrifugeer de microcentrifuge buis bij 500 x g gedurende 3,5 min; vervolgens Verwijder het supernatant zorgvuldig en schorten het sediment met 1 mL van stamcel medium.
  3. Plaats de buis van de gelatine in een 6-well plaat met 3 mL van stamcel medium en zaad 4 x 10,4 van hASCs aan de buis; Incubeer hen gedurende 2 weken bij 37 ° C, in een bevochtigde sfeer met 95% lucht en 5% CO2.
  4. Het medium van de cel van de stam om de 3 dagen om genoeg voeding voor celgroei wijzigen.

5. immunocytochemie

  1. Verwijder het medium van de cel van de stam en wassen van de put met PBS.
  2. Het herstellen van de buis met cellen met 0,1% azijnzuur glaciale gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
  3. Het goed 2 x wassen met PBS.
  4. Toevoegen van een oppervlakteactieve stof (NP-40, 0.05%) en incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
  5. De goed 3 x wassen met PBS.
  6. Voeg 2% normale geit serum en Incubeer bij kamertemperatuur gedurende 30 minuten.
  7. Decanteren in de oplossing toevoegen primair antilichaam nestin (neurale progenitor cel marker) en na een nacht bebroeden bij 4 ° C.
  8. De goed 3 x wassen met PBS.
  9. Voeg secundair antilichaam ezel anti-mouse-fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC) en houden van het monster in het donker gedurende 2 uur.
  10. De goed 3 x wassen met PBS.
  11. Voeg vervolgens 1 mL van Hoechst 33342 vlek de kernen en incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
  12. Wassen van de put voorzichtig en observeren onder een fluorescentie Microscoop.

6. in Vivo biocompatibiliteit Test

Opmerking: Ratten met een gewicht tussen de 201-225 g hebben met succes getest met behulp van dit protocol.

  1. Anesthesie
    1. Induceren en onderhouden van anesthesie; bij voorkeur een rat (8-week-oude Sprague-Dawley rat, vrouwelijk) via een intramusculaire injectie van tiletamine en zolazepam anesthetize (25 mg / kg + 25 mg / kg, respectievelijk) en xylazine (5 mg/kg). Een pijn stimulatie test uitvoeren door te drukken op de rat vingers te bevestigen de afstomping.
  2. Sterilisatie van de chirurgische site
    1. Scheren en de huid van rat trapezius gebied (over de achterkant van de nek) reinigen en veeg het met Povidon-jodium lotion te bereiden de aseptische conditie van huid (100 mg/mL).
    2. Dekking van de rat met steriele afdeklakens bacteriële overdracht en besmetting van de chirurgische site achteraf terug te dringen.
  3. Implantatie van de gelatine buis
    1. Snij voorzichtig de huid van rat trapezius gebied met een chirurgische schaar.
    2. Maak een wond van 2 cm en plaats van de gelatine buis rechtstreeks op de laag tussen de fascia en de spier.
  4. Postimplantation chirurgie
    1. Sluit de wond met nylon hechtdraad en veeg het met Povidon-jodium oplossing (100 mg/mL).
    2. Het opwekken van de rat via een intramusculaire injectie van ketoprofen (2,5 mg/kg) en cefazolin (15 mg/kg).
    3. Houd de rat onder aseptische condities voor 7 dagen.
  5. Euthanasie
    1. Rat is euthanized via CO2 verstikking overeenkomstig AVMA richtsnoeren voor euthanasie. Bevestig de dood van rat door teen en staart snuifje, gevolgd door het aanraken van de borst om de hartslag.
    2. De rat zachtjes met een scalpel mes gesneden, verwijder de geïmplanteerde weefsels en fotograferen voor observatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

In deze studie ontwikkeld we met succes de gelatine in vezels(Figuur 2)en buizen (Figuur 2B, C) via het gebruiksvriendelijke natte spinnen concept. Deze gelatine gebaseerde materialen kunnen worden gebruikt als een medisch hulpmiddel, afhankelijk van hun vormen. Gezien het feit dat de functionele oppervlak en het frame van een zodanig materiaal meer geschikt voor weefselregeneratie zijn, onderzoc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met behulp van een eenvoudige natte spinnen techniek die kan worden toegepast in de studie van natuurlijke polymeren voor weefselregeneratie presenteerden we de ontwikkeling van gelatine gebaseerde biomaterialen. Dit werk aangetoond de mogelijkheid van gelatine fabricage als een grote eiwitbron zonder de toevoeging van andere bronnen, met als doel het optimaliseren van de eigenschappen van gelatine zelf. De ontwikkeling van gelatine gebaseerde biomaterialen werd volledig uitgevoerd bij kamertemperatuur (22-26 ° C). De vo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door het ministerie van nationale defensie (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; MAB-107-065), het ministerie van wetenschap en technologie (meeste 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, de nationale defensie medisch centrum, Taiwan (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041), en Cheng-Hsin General Hospital en samenwerking van de National Defense Medical Center (CH-NDMC-107-8).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Oplossingsvoorbereiding:
Gelatine type B (porcine)FerakArt. -Nr. 10733500 g flacon
Nasspinproces:
PeristaltiekpompGilsonModel M312Minipuls*3
Kunststof buis connectorWorld Precision Instruments140111 doos
SpuitSterican5A0625854126Gx1/2"(0.45 x 12mm)
AcetonFerakArt. -Nr. 000102.5 L flacon
Polycaprolacton CAPA 6500Perstorp24980-41-4-
Dichloromethaan ScharlauCL034210001 L flacon
Glazen Pasteur pipetFisher Scientific13-678-20A-
HemostatShinetec instrumentsST-B021-
Perifere veneuze katheter (Introcan Certo)B. Braun1B0325824124Gx3/4"(0.7 x 19mm)
Morfologie van de gelatinebuis:
Ion sputter coater machine Hitachie1010-
Scanning elektronenmicroscopieHitachiS-3000N-
Kweek van cellen op de gelatinebuis:
Trypsin-EDTAGibco488625100 mL flacon
Fetaal bovien serumGibco923119500 mL flacon
Dulbecco's gemodificeerd Eagles medium Gibco31600-034Poeder
Keratinocyte-SFM mediumGibco10744-019500 mL flacon
T25 kweekkolfTPP90025VENT type
6-well plateFalcon1209938-
Immunoctytochemie:
Phospate-buffered salineGibco654471500 mL flacon
IjsazijnFerakArt. -Nr. 00697500 mL flacon
NP-40 oppervlakte-actieve stof (Tergitol oplossing)Sigma056K0151500 mL flacon
Normaal geitenserumVector LaboratoriesS-1000-2020 mL flacon, concentraat
Nestin (primaire antilichaam)Santa Cruz BiotechnologySC-23927-
Ezel anti-muis-fluoresceine isothiocyanate (secundaire antilichaam)Santa Cruz BiotechnologySC-2099-
Hoechst 33342AnaspecAS-832185 mL flacon
In vivo biocompatibiliteitstest:
Tiletamine+zolazepam VirbacBC915 mL flacon
XylazinBayer koreaKR0322710 mL flacon
KetoprofenAstar14062322 mL flacon
Povidon-jodium oplossingEverstarHA1612024 L vat
CefazolinChina Chemical & Pharmaceutical18P9091 g flacon
ScalpelmesjeShinetec instrumentsST-B021-
Chirurgische schaarShinetec instrumentsST-B021-

Referenties

  1. Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725(2008).
  2. Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, Suppl 2 13-26 (2005).
  3. Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
  4. Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
  5. Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
  6. Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
  7. Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
  8. Chawla, K. K. Fibrous Materials. , Cambridge University Press. London, UK. (1998).
  9. Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
  10. Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
  11. Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
  12. Yannas, I. V. Collagen and gelatin in the solid state. Journal of Macromolecular Science Part C Polymer Reviews. 7, 49-106 (1972).
  13. Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
  14. Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
  15. Veis, A. The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , Academic Press. New York, NY. (1994).
  16. Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
  17. Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

gelatinevezelgelatinebuisstamcelkweekscanningelektronenmicroscopieneurale celmarkerimplantatie in dierenpolycaprolactoonoplossingbiosafety cabinet
NAT-spinnen-gebaseerde Molding proces van gelatine voor weefselregeneratie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.