Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gestandaardiseerde hemorragische shock inductie geleid door cerebrale Oximetrie en uitgebreide hemodynamische controle bij varkens

7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/59332

⸱

21 mei 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

In dit artikel

Samenvatting

Hemorragische shock is een ernstige complicatie bij ernstig gewonde patiënten, wat leidt tot levensbedreigende zuurstof ondervoeding. We presenteren een gestandaardiseerde methode voor het induceren van hemorragische shock via bloed terugtrekking bij varkens die wordt geleid door hemodynamiek en microcirculatoire cerebrale oxygenatie.

Samenvatting

Hemorragische shock behoort tot de belangrijkste redenen voor ernstige letsel-gerelateerde dood. Het verlies van circulatoire volume en zuurstofdragers kan leiden tot een onvoldoende zuurstoftoevoer en onomkeerbaar orgaan falen. De hersenen oefent slechts beperkte compensatie capaciteiten uit en is met name een hoog risico op ernstige hypoxische schade. Dit artikel demonstreert de reproduceerbare inductie van levensbedreigende hemorragische Shock in een varkens model door middel van berekende bloed terugtrekking. We titreren shock inductie geleid door near-infraroodspectroscopie en uitgebreide hemodynamische monitoring om systemische bloedsomloop falen, evenals cerebrale microcirculatoire zuurstofdepletie weer te geven. In vergelijking met soortgelijke modellen die zich voornamelijk richten op vooraf gedefinieerde verwijderings volumes voor Shock inductie, wijst deze aanpak op een titratie door middel van het resulterende falen van de macro-en microcirculatie.

Inleiding

Massale bloedverlies is een van de belangrijkste oorzaken van letsel-gerelateerde sterfgevallen1,2,3. Het verlies van de bloedsomloop vloeistof en zuurstof dragers leidt tot hemodynamische mislukking en ernstige zuurstof ondervoeding en kan leiden tot onomkeerbaar orgaan falen en overlijden. Het prioriteitsniveau van shock wordt beïnvloed door extra factoren zoals hypothermie, coagulopathie en acidose4. Met name de hersenen, maar ook de nieren gebrek aan compensatie capaciteit als gevolg van hoge zuurstofbehoefte en de incapaciteit van adequate anaerobe energieopwekking5,6. Voor therapeutische doeleinden is snelle en onmiddellijke actie van cruciaal belang. In de klinische praktijk is vloeistof reanimatie met een gebalanceerde elektrolytoplossing de eerste optie voor behandeling, gevolgd door de toediening van rode bloedcel concentraten en vers bevroren plasma. Trombocyten concentraten, catecholamines, en de optimalisering van de coagulatie en de zuur-base status ondersteunen de therapie om normale fysiologische omstandigheden na aanhoudende trauma te herwinnen. Dit concept richt zich op het herstel van de hemodynamiek en de macro circulatie. Verschillende studies, echter, tonen aan dat de microcirculatoire perfusie niet gelijktijdig met de macro circulatie herstelt. Vooral, cerebrale perfusie blijft aangetast en verdere zuurstof ondervoeding kan voorkomen7,8.

Het gebruik van diermodellen stelt wetenschappers in staat om nieuwe of experimentele strategieën te ontwikkelen. De vergelijkbare anatomie, homologie, en fysiologie van varkens en mensen maken conclusies over specifieke pathologische factoren mogelijk. Beide soorten hebben een soortgelijk metabolisch systeem en reageren op farmacologische behandelingen. Dit is een groot voordeel in vergelijking met kleine diermodellen waarbij verschillen in bloed volume, hemodynamiek en algemene fysiologie het bijna onmogelijk maken om een klinisch scenario9na te bootsen. Bovendien kunnen geautoriseerde medische apparatuur en verbruiksartikelen gemakkelijk worden gebruikt in varkens modellen. Bovendien is het gemakkelijk mogelijk om varkens te krijgen van commerciële leveranciers, die een hoge diversiteit aan genetica en fenotypes mogelijk maakt en kostenreducerende10is. Het model van bloed terugtrekking via het vat cannulatie is heel gebruikelijk11,12,13,14,15.

In deze studie, we breiden het concept van hemorrhagische shock inductie via arteriële bloed terugtrekking met een exacte titratie van hemodynamische falen en cerebrale oxygenatie stoornis. Hemorragische shock wordt bereikt als de cardiale index en de gemiddelde arteriële druk daalt onder 40% van de baselinewaarde, waarvan is aangetoond dat het een aanzienlijke verslechtering van de cerebrale regionale oxygenatie verzadiging8. Pulse contour cardiale output (PiCCO) meting wordt gebruikt voor continue hemodynamische monitoring. Ten eerste moet het systeem worden gekalibreerd door transpulmonaire thermodilution, waarmee de berekening van de cardiale index van het extravasculaire Long watergehalte en het mondiale eind diastolische volume mogelijk wordt. Vervolgens wordt de continue cardiale index berekend door puls contour analyse en biedt ook dynamische voorladen parameters zoals pulsdruk en beroerte volume variatie.

Deze techniek is goed vastgesteld in klinische en experimentele instellingen. Near-Infrared spectroscopie (NIRS) is een klinisch en experimenteel vastgestelde methode om veranderingen in cerebrale zuurstoftoevoer in real-time te monitoren. Zelf-aanhankende sensoren zijn bevestigd aan de linker en rechter voorhoofd en bereken de cerebrale oxygenatie niet-invasief in de cerebrale frontale cortex. Twee golflengten van infraroodlicht (700 en 900 nm) worden uitgezonden en gedetecteerd door de sensoren na te zijn gereflecteerd uit het cortex-weefsel. Om het cerebrale zuurstofgehalte te beoordelen, worden bijdragen van arteriële en veneuze bloed berekend in 1:3 relaties en bijgewerkt in 5 s intervallen. De gevoeligheid in diepte van 1-4 cm is exponentieel afneemt en wordt beïnvloed door het gepenetreerde weefsel (bijv. huid en botten), hoewel de schedel doorschijnend is tot infraroodlicht. De techniek vergemakkelijkt snelle therapeutische acties om patiënten te voorkomen van ongunstige uitkomsten zoals Delirium of hypoxische hersenletsel en dient als de doelparameter in geval van verminderde cardiale output16,17. De combinatie van beide technieken tijdens experimentele schok zorgt voor een exacte titratie van de macro circulatie, evenals cerebrale microcirculatoire stoornis, om dit levensbedreigende voorval te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De experimenten in dit protocol werden goedgekeurd door het Comité voor de dierenverzorging van de staat en de instellingen (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Duitsland; Voorzitter: Dr. Silvia eisch-Wolf; referentienummer: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). de experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de Animal Research Reporting van in vivo experimenten (aankomen) richtlijnen. De studie werd gepland en uitgevoerd tussen november 2015 en maart 2016. Na uitgebreid literatuuronderzoek werd het Pig-model gekozen als een goed opgezet model voor hemorragische schok. Zeven geanesthetiseerde mannelijke varkens (Sus scrofa domestica) met een gemiddeld gewicht van 28 ± 2 kg en een leeftijd van 2-3 maanden waren opgenomen in het protocol. De dieren werden verzorgd door een lokale kweker die werd aanbevolen door de staat en institutionele Dierenzorg Commissie. De dieren werden zo lang mogelijk in hun bekende omgeving gehouden om stress te minimaliseren. Voedsel, maar niet water werd ontkend 6 h voordat het experiment werd gepland, om het risico van aspiratie te verminderen. De representatieve tijdsduur wordt weergegeven in Figuur 1.

1. anesthesie, intubatie en mechanische ventilatie

  1. Sedate varkens met een gecombineerde injectie van ketamine (4 mg · kg-1) en azaperone (8 mg · kg-1) in de nek of de bilspier met een naald voor intramusculaire injectie (1,2 mm). Zorg ervoor dat de dieren stabiel blijven totdat de sedatie is ingesteld.
    Let op: Handschoenen zijn absoluut noodzakelijk bij het hanteren van dieren.
  2. Transport van de verdoofde dieren naar het laboratorium.
    Opmerking: De dieren vallen diep in slaap en niet wakker tijdens normale behandeling, zoals wanneer ze in de TRANSPORTKOOI worden gehesen. In deze setting was de transporttijd ongeveer 20 minuten met een speciale busje voor dierentransport.
  3. Bewaak de perifere zuurstofverzadiging (SpO2) met een sensor die direct na aankomst aan de staart of het oor van het varken wordt geknipt.
  4. Desinfecteer de huid met kleurloze desinfectie tinctuur en wacht 3 minuten alvorens een perifere ader katheter (1,2 mm) in een oorader te plaatsen. Vervolgens, induceren van anesthesie door een intraveneuze injectie van fentanyl (4 μg · kg-1) en propofol (3 mg · kg-1).
  5. Wanneer alle reflexen afwezig zijn en spontane ademhaling vervalt, plaats de varkens dan in rugligging op een brancard en bevestig ze met verbanden.
    Opmerking: Adequate niveaus van anesthesie moeten worden bevestigd door een ervaren onderzoeker door de afwezigheid van een ooglidreflex en andere reacties op externe stimuli.
  6. Start onmiddellijk niet-invasieve ventilatie met een hond ventilatie masker (maat 2). Gebruik de volgende ventilatie parameters: Inspiratoire zuurstof fractie (FiO2) = 1,0; ademhalingsfrequentie = 14-16 min-1; piek Inspiratoire druk < 20 cm H2o, positieve eind expiratoire druk (Peep) = 5 cm h2o.
  7. Handhaaf anesthesie via een continue infusie van fentanyl (0,1-0,2 μg · kg-1· h-1) en propofol (8-12 mg · kg-1· h-1) en start een infusie van gebalanceerde elektrolytoplossing (5 ml · kg-1· h-1).
  8. Endotracheale intubatie vergemakkelijken door toepassing van een spierverslapper (atracurium 0,5 mg · kg-1).
  9. Bevestig de luchtweg via intubatie met een gemeenschappelijke endotracheale buis (ID 6-7) en een introducer. Gebruik een veelgebruikte Laryngoscoop met een Macintosh-Blade (maat 4). Twee personen vergemakkelijken de procedure.
    1. Persoon 1: Bevestig de tong buiten met een stukje weefsel en open de snuit met de andere hand.
    2. Persoon 2: Voer een laryngoscopie uit.
    3. Persoon 2: wanneer de epiglottis in beeld komt, verplaats de Laryngoscoop ventraal. Til de epiglottis op en zorg ervoor dat de stembanden zichtbaar zijn.
      Opmerking: Als de epiglottis niet dorsally beweegt, plakt het aan de zachte Palatijn en kan worden gemobiliseerd door de punt van de buis. Als alternatief kan een blad met een andere grootte (3 of 5) of type (Miller Blade) worden gebruikt.
  10. Beweeg de buis voorzichtig door de stembanden.
    Opmerking: Het smalste punt van de luchtpijp is niet op het niveau van de stembanden maar subglottisch. Als buis inbrengen niet mogelijk is, probeer dan de buis te roteren of een kleinere buis te gebruiken.
  11. Trek de introducer uit de buis, gebruik een spuit van 10 mL om de manchet te blokkeren met 10 mL lucht en bedien de manchet druk met een manchet Manager (30 cm H2O).
  12. Mechanische ventilatie starten nadat de buis is aangesloten op een ventilator (PEEP = 5 cm H2O; getijden volume = 8 ml · kg-1; FiO2 = 0,4; inspiratie-tot-verval ratio = 1:2; ademhalingsfrequentie = variabel om een einde-Tidal CO2 van ≪ 6 kPa) te bereiken.
    Opmerking: Vermijd fluctuatie van de CO2 om respiratoire effecten op de cerebrale perfusie te minimaliseren.
  13. Zorg ervoor dat de buis positie correct is door regelmatige en periodieke uitademing van CO2 via capnografie, en controleer de dubbelzijdige ventilatie door auscultatie.
    Opmerking: Als de buis verkeerd wordt geplaatst, vormt de lucht inflatie in de maag snel een zichtbare buiging in de buikwand, zelfs voordat de capnografie is geïnstalleerd. In dit geval is vervanging van de buis en het inbrengen van een maagsonde absoluut noodzakelijk.
  14. Met twee personen, plaats een maagsonde in de maag om reflux en braken te voorkomen.
    1. Persoon 1: Bevestig de tong buiten met een stukje weefsel en open de snuit met de andere hand.
    2. Persoon 2: Voer een laryngoscopie van het varkens strottenhoofd uit.
    3. Persoon 2: Visualiseer de slokdarm.
    4. Persoon 2: Duw de maagsonde in de slokdarm met een paar Magill Tang totdat de maag vloeistof wordt afgevoerd.
      Opmerking: Soms is visualisatie niet eenvoudig. In dit geval, verplaats de Laryngoscoop schrapen naar de buis en duw het ventraal om de slokdarm te openen. Tijdens de procedure wordt het dier lichaam bedekt met dekens om hypothermie te voorkomen. Als de lichaamstemperatuur van het dier afneemt, gebruik dan een verwarmingssysteem om de temperatuur op een fysiologisch niveau te stabiliseren (Zie de tabel met materialen). De lichaamstemperatuur wordt op het scherm van de PiCCO weergegeven.

2. instrumentatie

  1. Gebruik verbanden om de achterpoten terug te trekken en de plooien in het dijbeen gebied glad te maken voor het katheterisatie.
  2. Bereid de volgende materialen voor: een 5 mL spuit, 1 10 mL spuit, 1 50 mL spuit, een Seldinger naald, introducer omhulsels (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), geleidings draden voor de omhulsels, een centrale veneuze katheter met drie poorten (2,3 mm, 30 cm) met geleidedraad, en een PiCCO katheter (1,67 mm, 20 cm).
  3. Desinfecteer het inguinale gebied met gekleurde desinfectie, wacht 2 minuten en veeg de desinfectie af met een steriel weefsel. Herhaal deze procedure 3x. Verwijder na de derde keer de desinfectie niet.
  4. Vul alle katheters met zoutoplossingen.
  5. Breng ultrasone gel aan op de ultrasone sonde. Bedek het inguinale gebied met een steriel, fenestrated draperen en scan de juiste femorale vaten met echografie. Gebruik de Doppler-techniek om onderscheid te maken tussen de slagader en de ader18.
  6. Helder rood pulserende bloed bevestigt de gestreefd naaldpositie. Koppel de spuit los en steek de geleidingsdraad in de rechter femur slagader.
  7. Visualiseer de lengteas van de rechter femorale ader en plaats de Seldinger naald onder permanente aspiratie met de 5 mL spuit.
  8. Aspirate donkerrood nonpulserende veneuze bloed.
  9. Visualiseer de rechter femorale slagader axiaal en schakel over naar een longitudinale weergave van de slagader door de sonde 90 ° te draaien.
  10. Prik de rechter femur slagader onder echografie visualisatie met de Seldinger naald onder permanente aspiratie met de 5 mL spuit.
    Opmerking:     de echografie-geleide Seldinger techniek wordt geassocieerd met significant lager bloedverlies, weefsel trauma en tijdverbruik dan andere methoden van vasculaire toegang19,20.
    1. Als de juiste positie van de naald in de verschillende vaten voor bepaalde niet kan worden vastgesteld, neem dan de bloed sondes en analyseer het bloedgas gehalte met een bloedgasanalysator (Zie de tabel met materialen). Een hoog zuurstofgehalte is een goed teken van arteriële bloed, en een laag zuurstofgehalte is een teken van veneuze bloed.
  11. Plaats de geleidingsdraad voor de centrale veneuze katheter in de rechter femorale ader na het loskoppelen van de spuit en het intrekken van de Seldinger naald.
  12. Visualiseer beide juiste vaten met echografie om de juiste draad positie te regelen.
  13. Duw de arteriële introducer schede (2 mm) over de geleidingsdraad in de juiste slagader en bevestig de positie met bloed aspiratie.
  14. Gebruik de Seldinger techniek om de centrale veneuze lijn in de rechter femorale ader te positioneren. Aspireren alle poorten en spoel ze met zoutoplossing.
  15. Voer dezelfde procedure uit op de linker inguinale kant om de andere introducer omhulsels in de Seldinger techniek in de linker femorale slagader (2,7 mm) en femorale ader (2,7 mm) in te voegen.
  16. Verbind de juiste arteriële introducer schede en de centrale veneuze katheter met twee transducer systemen voor de meting van invasieve hemodynamiek, en plaats beide transducers op het hart niveau om de juiste waarden te krijgen.
  17. Schakel de drieweg-stopkranen van beide transducers open naar de atmosfeer om de systemen te kalibreren tot 0 zoals voorgeschreven in de bedieningshandleiding.
    Opmerking: Het is absoluut noodzakelijk om luchtbellen en bloed vlekken in de systemen te voorkomen om plausibele waarden te genereren.
  18. Schakel alle infusies voor het onderhouden van anesthesie van de perifere ader naar de centrale veneuze lijn.
  19. Neem baselinewaarden (hemodynamiek, Spirometrie, NIRS (zie rubriek 4) en PiCCO (zie rubriek 3) na 15 minuten herstel.
  20. Start een hemorragische schok (zie rubriek 5).

3. PiCCO meting

Opmerking: Voor de PiCCO apparatuur, zie de tabel van de materialen.

  1. Plaats de PiCCO-katheter in de juiste arteriële introducer schede.
    Opmerking: In de klinische geneeskunde worden Picco-katheters direct geplaatst door de Seldinger-techniek. Echter, plaatsing via een introducer schede is ook haalbaar.
  2. Verbind de katheter met de arteriële draad van het PiCCO-systeem en de arteriële transducer direct met de PiCCO-poort. Vervolgens, opnieuw kalibreren zoals beschreven in stap 2,17.
  3. Verbind de veneuze meeteenheid van het PiCCO systeem met de linker veneuze introducer schede.
    Opmerking: Het is noodzakelijk om de veneuze en arteriële voelers op enige afstand van elkaar te verbinden. Anders zal de meting worden verstoord, omdat de toepassing van koude zoutoplossing in het veneuze systeem de arteriële meting beïnvloedt. Voor meer informatie over PiCCO, zie Mayer en Suttner21.
  4. Schakel het PiCCO-systeem in en bevestig dat een nieuwe patiënt wordt gemeten.
  5. Voer de grootte en het gewicht van het dier in en schakel de categorie naar volwassenen.
  6. Voer de protocolnaam en-ID in en voer Exitin.
  7. Stel het injectievolume in op 10 mL.
    Opmerking: Het volume van de gekozen injectie oplossing kan worden gevarieerd. Een hoger volume maakt de gemeten waarden meer geldig. Kies een klein volume om hemodilution-effecten te voorkomen door herhaalde toepassing.
  8. Voer de centrale veneuze druk in.
  9. Open de drie-weg kraantje naar de atmosfeer, klik op nul voor systeemkalibratie en klik op Exit.
  10. Kalibreer de continue cardiale uitgangs meting zoals hierna beschreven en klik op TD (thermodilution). Bereid fysiologische zoutoplossing met een temperatuur van 4 °C in een 10 mL spuit en klik op Start.
  11. Injecteer snel en gestaag 10 mL van de koude zoutoplossing in de veneuze meeteenheid en wacht tot de meting is voltooid en het systeem een herhaling vraagt.
  12. Herhaal deze procedure totdat drie metingen zijn voltooid.
  13. Laat het systeem het gemiddelde van alle parameters berekenen en klik op Exit.
  14. Start na volledige kalibratie onmiddellijk de meting. Voor het monitoren van shock inductie, focus op de PiCCO-afgeleide parameter cardiale index.

4. cerebrale regionale oxygenatie verzadiging

Opmerking: Voor de apparatuur voor het bewaken van de cerebrale regionale oxygenatie, zie de tabel van de materialen.

  1. Scheer het voorhoofd van het varken met een wegwerp scheermes en water en plak twee zelf-aanhandige sensoren (Zie de tabel met materialen) voor NIRS op het voorhoofd van het varken.
  2. Sluit de voorversterker aan op de monitor en verbind de sensorkabel connectoren met kleurcodering op de voorversterker.
  3. Sluit het voorversterker vergrendelingsmechanisme en bevestig de sensoren aan de sensor kabels.
    Opmerking: Om real-time gegevens op te nemen, moet een USB-flashstation worden aangesloten op de NIRS-monitor.
  4. Schakel de monitor in, klik op nieuwe patiënt, voer de naam van de studie in en klik op gereed.
  5. Controleer het binnenkomende signaal. Wanneer het signaal stabiel is, klikt u op baseline menu en klikt u op basis lijnen instellen. Als de basislijn al is ingevoerd, bevestigt u de nieuwe basislijn door op Ja te klikken en op gebeurtenis markeringte klikken.
  6. Kies de gebeurtenis met de pijltjestoetsen op het toetsenbord en met de volgende gebeurtenis; Selecteer de gebeurtenis 3 inductie en druk op Selecteer gebeurtenis.
    Opmerking: Indien nadere informatie nodig is, raadpleegt u de gebruiksaanwijzing van het NIRS-systeem22.

5. hemorragische shock inductie

  1. Verbind de linker introducer schede met een boom-weg stopcock. Sluit één poort van de drie-weg kraantje met een 50 ml spuit en één met een lege infusie fles.
    Opmerking: Als alternatief kan het teruggetrokken bloed worden opgevangen in citrated zakken voor latere auto transfusie. Dit is een groot voordeel van gecontroleerde bloed terugtrekking.
  2. Meet en Documenteer de exacte hemodynamische parameters en bereken 40% van de cardiale index en de gemiddelde arteriële druk als hemodynamische doelen. Stel de gebeurtenis 93 bloedverlies in het NIRS-systeem zoals beschreven in stap 4,6.
    Opmerking: Hemorragische shock wordt bereikt als de cardiale index en de gemiddelde arteriële druk daalt tot onder 40% van de baselinewaarde. Een aanzienlijke cerebrale regionale oxygenatie verzadiging (crSO2) daling van 20% heeft de voorkeur om micro circulatoire stoornissen te verbeelden. Het gemiddelde bloedverlies om dit te bereiken ligt binnen een bereik van 25-35 mL · kg-1.
  3. Aspirate 50 mL bloed in de spuit en schakel de drieweg-stopcock. Duw het bloed in de lege fles.
  4. Noteer het verwijderde bloed volume.
  5. Monitor de arteriële bloeddruk, de cardiale index, en de crSO2 nauw. Herhaal de bloed opname totdat de doel-bloeddruk en cardiale index worden bereikt (na 20-30 min).
  6. Stel de gebeurtenis 97 hypotensie in de NIRS apparaat zoals beschreven in stap 4,6.
    Opmerking: Trek het bloed niet te snel, want dit draagt het risico van onmiddellijke cardio-bloedsomloop falen. Na het afronden van de shock inductie procedure kunnen de dieren worden gebruikt voor verschillende therapeutische ingrepen.

6. einde van het experiment en euthanasie

  1. Injecteer 0,5 mg fentanyl in de centrale veneuze lijn en wacht 5 minuten.
  2. Injecteer 200 mg Propofol in de centrale veneuze lijn en euthaniseer het dier met 40 mmol kaliumchloride.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na het starten van de schok inductie kan een korte tijd van compensatie worden geregistreerd. Met voortdurende bloed verwijdering, de bovengenoemde cardio-circulatoire decompensation, zoals gecontroleerd door een significante afname van crso2, de cardiale index, de intrathoracale Blood volume index en de Global end-diastolische volume index (Figuur 2 , Figuur 3en Figuur 4). Bovendien, sign...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het protocol beschrijft een methode van inducerende hemorragische shock via gecontroleerde arteriële bloeding bij varkens die wordt geleid door systemische hemodynamiek, evenals door cerebrale microcirculatoire stoornis. Schok condities werden bereikt door een berekende bloed opname van 25-35 mL kg-1 en bevestigd door de genoemde samenstelling van vervangende parameters die duiden op aanzienlijke cardio-circulatoire insufficiëntie. Indien onbehandeld, deze procedure was dodelijk binnen 2 h in 66% van de dieren...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Het NIRS-apparaat werd onvoorwaardelijk verstrekt door Medtronic PLC, USA, voor experimentele onderzoeksdoeleinden. Alexander Ziebart, Andreas Garcia-Bardon en Erik K. Hartmann ontvingen instructeur honorarium voor artsen opleidingen van Medtronic PLC. Geen van de auteurs doet verslag van financiële of andere belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Dagmar Dirvonskis bedanken voor haar uitstekende technische ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-way-stopcock blueBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394602Drug administration
3-way-stopcock redBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394605Drug administration/Shock induction
AtracuriumHikma Pharma GmbH, MartinsriedAM03AC04*Anesthesia
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300Vascular access
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland-Hemodynamic monitor
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany104802Desinfection 
Heidelberger Verlängerung 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  Drug administration/Shock induction
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC, USA-Monitore for cerebral regional oxygenation 
INVOS Cerebral/Somatic Oximetry Adult SensorsMedtronic PLC, USA20884521211152Monitoring of the cerebral regional oxygenation 
Endotracheal tubeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482Intubation
Endotracheal tube introducer  Wirutec GmbH, Sulzbach, Germany5033062Intubation
Engström CarestationGE Heathcare, Madison USA-Ventilator
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*Anesthesia
GlovesPaul Hartmann, Heidenheim, Germany9422131Self-protection
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany9004112Drug administration
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*Sedation
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020Intubation
Logical pressure monitoring systemSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMX9606Hemodynamic monitor
Logicath 7 Fr 3-lumen 30 cmSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMXA233x30x70-EVascular access/Drug administration
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Hemodynamic monitor
Mask for ventilating dogsHenry Schein, Melville, USA730-246Ventilation
Original Perfusor syringe 50 mL Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8728810FDrug administration
PICCO Thermodilution. F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, GermanyPV2015L20-A  Hemodynamic monitor
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideportArrow international inc., Reading, USAAK-07903Vascular access/Shock induction
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8713820Drug administration
Potassium chlorideFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany6178549Euthanasia
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany  AN01AX10*Anesthesia
 Pulse Contour Cardiac Output (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen, Germany-Hemodynamic monitor
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -Vascular access
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malaysia670000Intubation
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Melsungen, GermanyAB05BB01*balanced electrolyte infusion
Stresnil 40 mg/mL  Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, GermanyQN05AD90Sedation
Syringe 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309110Drug administration
Syringe 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300928Drug administration
Syringe 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300296Drug administration
Syringe 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309050Drug administration
Venous catheter 22 GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany4269110S-01Vascular access
*ATC:  Anatomical Therapeutic Chemical / Defined Daily Dose Classification 

Referenties

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15(2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , http://www.wemed1.com/downloads/dl/file/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12(2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L. Jr, Ganzel, B. L., Austin, E. H. 3rd Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock? Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss? Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258(2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8(2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

VarkensmodelBloedafnameNabij infraroodspectroscopieVloeistofresuscitatieMeting van de cardiale outputCannulatie van femoriale vatenMonitoring van zuurstofsaturatie
Gestandaardiseerde hemorragische shock inductie geleid door cerebrale Oximetrie en uitgebreide hemodynamische controle bij varkens
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.