Methodenartikel

Electroretinogram opname in larvale Zebrafish met behulp van A roman kegel-vormig spons-tip elektrode

DOI:

10.3791/59487

⸱

27 maart 2019

 ,  ,  , 
1School of Biosciences, University of Melbourne, 2Melbourne School of Psychological Sciences, University of Melbourne, 3Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol dat de meting van lichte evoked electroretinogram reacties van larvale zebrafish vereenvoudigt. Een roman kegelvormige spons-tip-elektrode kan helpen om de studie van visuele ontwikkeling in larvale zebrafish met behulp van de electroretinogram ERG gemakkelijker te bereiken met betrouwbare resultaten en lagere kosten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De zebravissen (Danio rerio) wordt vaak gebruikt als een gewervelde model in developmental studies en is bijzonder geschikt voor visuele neurowetenschappen. Voor functionele metingen van visuele prestaties is electroretinography (ERG) een ideale niet-invasieve methode, die goed ingeburgerd in hogere gewervelde dieren is. Deze aanpak wordt steeds vaker gebruikt voor de behandeling van de visuele functie in zebrafish, met inbegrip van tijdens de vroege developmental larvale stadia. De meest gebruikte opname-elektrode voor larvale zebrafish ERG tot op heden is echter de glazen micropipet-elektrode, die gespecialiseerde apparatuur voor de productie vereist, het presenteren van een uitdaging voor laboratoria met beperkte middelen. Hier presenteren we een larvale zebrafish ERG protocol met behulp van een elektrode kegelvormige spons-tip. De roman elektrode is gemakkelijker te vervaardigen en handvat, zuiniger, en minder kans op schade van het larvale oog dan de glazen micropipet. Zoals eerder gepubliceerde ERG methoden, kan het huidige protocol buitenste retinale functie via fotoreceptor en de antwoorden van de bipolaire cel, de a - en b-Golf, respectievelijk beoordelen. Het protocol kan illustreren de verfijning van de visuele functie gedurende de vroege ontwikkeling van het larven van de zebravis, ter ondersteuning van het hulpprogramma, gevoeligheid en betrouwbaarheid van de roman elektrode. De vereenvoudigde elektrode is vooral handig wanneer tot oprichting van een nieuw systeem van de ERG of het wijzigen van bestaande kleine-dier ERG apparaat voor meting van de zebravis, medeplichtigheid aan onderzoekers in de visuele neurowetenschappen te gebruiken van de zebravis model organisme.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De zebravissen (Danio rerio) is een veel gebruikte genetische gewervelde model, met inbegrip van studies van de visuele neurowetenschappen geworden. De toenemende populariteit van deze soort kan worden toegeschreven aan voordelen waaronder gemak van genetische manipulatie, de zeer geconserveerde gewervelde visuele systeem (neuron typen, anatomische morfologie en organisatie en onderliggende genetica), de hoge vruchtbaarheid en lagere kosten van de veehouderij in vergelijking met zoogdieren modellen1. De niet-invasieve electroretinogram (ERG) heeft al lange tijd gebruikt klinisch te beoordelen van menselijke visuele functie, en in het laboratorium-omgeving te kwantificeren visie op een aantal grote en kleine soorten waaronder knaagdieren en larvale zebrafish2,3 , 4 , 5. de meest voorkomende geanalyseerde ERG componenten zijn de a-Golf en b-Golf, afkomstig uit de researchdieren licht-sensing en bipolaire interneuronen, respectievelijk. In larvale zebrafish, verschillende lagen in de retina zijn opgericht door 3 dagen na bevruchting (dpf) en de morfologie van de fotoreceptor kegel terminal synapses volwassen vóór 4 dpf6,7. Buitenste retinale functie van larvale zebrafish wordt aldus vastgesteld vóór 4 dpf, wat betekent dat de ERG meetbare vanaf deze jonge leeftijd vanaf is. Vanwege de korte experimentele cyclus en de eigenschappen van de hoog-productie van het model, heeft de ERG vereffend larvale zebrafish voor functionele beoordeling van ziekte modellen, kleur visie en retinale ontwikkeling analyseren, bestuderen van visuele circadiane ritmen en8,9,10,11,12testen van drugs.

Huidige benaderingen voor larvale zebrafish ERG heeft echter enkele complexiteiten die kunnen maken het moeilijker om te nemen. Gepubliceerde larvale zebrafish ERG protocollen gebruiken meestal een glas micropipet gevuld met geleidende vloeistof als de opname elektrode3,4,5,13, waarvoor een micropipet van hoge kwaliteit Tip3. Gespecialiseerde apparatuur, zoals een micropipet trekker en in sommige gevallen een microforge, zijn vereist voor de fabricage ervan. Dit kan een uitdaging voor laboratoria met beperkte middelen en leidt tot extra kosten, zelfs bij de aanpassing van de beschikbare kleine dierlijke ERG systemen voor het meten van de visuele functie larvale zebrafish. Zelfs wanneer gladgestreken, kan de scherpe micropipet tip schade aan het oppervlak van de larvale oog. Bovendien, worden commerciële micropipet houders voor electrofysiologie geconstrueerd met een vaste zilveren draad. Deze vaste draden worden gepassiveerd na herhaald gebruik, waarbij de aankoop van nieuwe houders leidt tot hogere onderhoudskosten.

Hier beschrijven we een ERG-methode met behulp van een kegelvormige spons-tip opname-elektrode, dat is met name handig voor de aanpassing van de gevestigde kleine-dier ERG setups voor larvale zebrafish ERG metingen. De elektrode wordt gemakkelijk gemaakt met behulp van gemeenschappelijke polyvinylacetaat (PVA) spons en fijn zilver draad zonder andere gespecialiseerde apparatuur. Onze gegevens blijkt dat deze roman elektrode is gevoelig en betrouwbaar genoeg is om aan te tonen van de functionele ontwikkeling van retinale neurale circuits in larvale zebrafish tussen 4 en 7 dpf. Deze economische en praktische spons-tip-elektrode kan nuttig zijn voor onderzoekers tot de oprichting van nieuwe ERG systemen of het wijzigen van bestaande systemen van de kleine dieren, voor zebrafish studies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle electroretinogram (ERG) procedures werden uitgevoerd volgens de bepalingen van de Australische nationale gezondheids- en medische Onderzoeksraad gedragscode voor de verzorging en het gebruik van dieren en goedgekeurd door het Comité van de institutionele dierenethiek op de Universiteit van Melbourne.

1. buffer voorbereiding

  1. Voorbereiden van de 10 x goudvis Ringer's buffer (1,25 M NaCl, 26 mM KCl, 25 mm CaCl2, 10 mM MgCl2, glucose 100 mM, 100 mM HEPES) met behulp van omgekeerde osmose (RO) water. Aanpassen van de buffer met pH 7,8 en steriliseren van de buffer met behulp van 0,22 μm filter. De 10 x buffer bij 4 ° C worden opgeslagen als de oplossing voorraad3.
    Opmerking: De 10 x Ringer's buffer dient binnen 3 maanden.
  2. Op de dag van het experiment, 1 x goudvis Ringer's buffer te maken door verdunnen van de 10 x goudvis Ringer's buffer met behulp van omgekeerde osmosewater.
    Opmerking: De 1 x goudvis Ringer's buffer wordt gebruikt om te verzadigen de PVA spons, de spons gebruikt voor de plaatsing van larvale zebrafish, waaronder en de spons op het puntje van de elektrode opname.

2. elektrode voorbereiding

  1. De kegel-vormig spons opname elektrode voor te bereiden.
    1. Snijd de andere stekker van de platina-elektrode lood extensie en verwijder aan het einde 10 mm van het buitenste polytetrafluorethyleen isolatie coating met behulp van een scalpel blad. Wees voorzichtig niet te beschadigen de binnenste draad van de leiding van de elektrode.
    2. Knip een 40 mm lengte van zilver draad (0.3 mm doorsnede) en dit veilig te hechten aan de elektrode leiding door de vervlechting van de zilver draad met de blootgestelde binnenste draad. Omsluiten het gewricht met behulp van isolerend tape, verlaten van een ~ 15 mm lengte van zilver draad blootgesteld (figuur 1A).
    3. Electroplate de blootgestelde zilver draad met chloride met behulp van een 9 V DC-bron voor 60 s ter verbetering van de geleiding van het signaal. Dompel onder tip voor het blootgestelde zilver in normale zout en sluit het andere uiteinde met de positieve aansluitklem van de accu. Sluit een ander draad aan op de negatieve aansluitklem van de accu en het andere uiteinde van de draad in de zoute2onderdompelen.
      Opmerking: Als alternatief, chlorine de zilver draad door het inweken gedurende 1 uur in een bleekwater oplossing (werkzame bestanddeel natriumhypochloriet 42 g/L).
    4. Snijd een ~ 20 x 20 mm vierkant van PVA spons met behulp van schaar te maken van een kegel (figuur 1A). Verzadigen de spons met 1 x Ringer's buffer. Onder een microscoop met een schaal bar op het oculair, kunt een scalpel blad vorm van de top van de kegel met diameter van ~ 40 µm. Lucht drogen de kegel-vormig spons op absorberend papier weefsel totdat het is solide.
      Opmerking: De PVA spons wordt aanzienlijk vergroot wanneer verzadigde, dus is het belangrijk dat de spons eerst is verzadigd met zout voor het vormgeven van de top van de kegel.
    5. Na chloriding droge lucht de zilver draad op een absorberende weefsel voor 5 min. invoegen de zilver draad in de gedroogde, solide, kegelvormige PVA spons via de onderkant van de kegel. Isoleer alle overtollige blootgestelde metaal met behulp van mask tape om fotovoltaïsche artefacten (Figuur 1B-C).
      Opmerking: Na elke experimentele sessie, de spons van de zilver draad te verwijderen. Was de spons met behulp van omgekeerde osmosewater en lucht droog voor hergebruik. Optimale signaal collectie is, eenmalig gebruik van zilver draad raadzaam. PVA sponsen mogen niet meer dan 5 keer worden hergebruikt.
    6. Op de dag van het experiment, dompel onder de spons-tip van de opname-elektrode in 1 x Ringer's buffer gedurende ten minste 15 minuten volledig verzadigen de spons.
  2. Referentie-elektroden bereiden zoals beschreven hierboven, maar zonder de spons-tip.
  3. De grond elektrode commercieel verkrijgen.

3. de zebravis voorbereiding

  1. Donker 's nachts aan te passen van zebravis larven (> 8 h) voorafgaand aan opnames door het plaatsen van zebrafish in een tube van 15 mL (< 20 larven per buis) verpakt in aluminiumfolie in een donkere incubator. Verwijder het deksel om voldoende zuurstofvoorziening te waarborgen.
  2. Op de dag van opname, draai de deksel aan de buis van de folie verpakte falcon met larven en zorg ervoor dat de buis lichtdicht. De larven van het vervoer naar het lab ERG.
  3. Giet de vis in petrischalen in het donker met de hulp van dim rode verlichting van een licht afgevende diodes (LED; 17.4 cd.m-2, λmax 600 nm). Petrischalen met lichtdicht handdoeken om te minimaliseren van de blootstelling aan licht te dekken.

4. spons Platform voorbereiding

  1. Snijd een rechthoek van droge PVA spons te passen zonder speling in een 35 mm petrischaal. Ervoor zorgen dat de dikte van de spons ongeveer gelijk is aan de diepte van de petrischaal moet.
  2. Maken een kleine snede verticaal door het ene uiteinde van de spons aan de zilveren draad van de referentie-elektrode.
  3. Week de PVA spons in 1 x goudvis Ringer's buffer tot verzadiging. Dan, plaats de spons in een petrischaal schoon 35-mm. Gebruik een papieren handdoek om extra vloeistof absorberen tot geen oplossing van de spons in reactie op een lichte vinger druk straalt.

5. dieren en elektrode plaatsing

  1. Anesthetize de larven met behulp van 0,02% tricaïne verdund in 1 x goudvis Ringer's buffer.
  2. Gebruik een 3 mL Pipet van Pasteur te dragen een narcose larve naar een vierkant van papieren handdoek (~ 3 cm2).
  3. Plaats de keukenrol met de larve op de vochtige spons-platform met behulp van de verlostang. Gebruik een fijne borstel gedrenkt in Ringer's buffer om de positie van de larve. Erop toe dat één oog zijde naar boven gekeerd, geïsoleerd uit een nabijgelegen vloeistof op het plein van papieren handdoek onder de larve.
  4. Glazuur het larvale lichaam, met uitzondering van het hoofd, met hydraterende eye gel de larve om vochtig te houden gedurende de opname van de ERG.
  5. Plaats de petrischaal met spons platform op een klein water-verwarmd platform voor de Ganzfeldexperiment kom lichte stimulus gelegen in een kooi van Faraday (Figuur 1 d).
    Opmerking: Onderhoud van de temperatuur van de spons en het larvale lichaam zorgt voor stabiele ERG signalen.
  6. De referentie-elektrode in de snede gemaakt in de platform spons (Figuur 1 d) invoegen.
  7. Sluit de commercieel verkregen grond elektrode aan de kooi van Faraday.
  8. De opname-elektrode hechten aan een elektrode-houder en de houder aan de stereotaxic tak van een micromanipulator (Figuur 1 d) veilig. Gebruik een 3 mL Pipet van Pasteur te druppelen één druppel 1 x Ringer's oplossing op het puntje van de spons van de elektrode voor opnieuw verzadiging.
  9. Plaats de Microscoop in de kooi van Faraday op de ERG platform voor plaatsing van de elektrode.
    Opmerking: Verlichting moet worden verstrekt door een dim rode LED (17.4 cd.m-2, λmax 600 nm) dat de waarneming van de larve en de plaatsing van de actieve elektrode, met behoud van de dark-adaptation.
  10. Pas de positie van de spons-platform dat de waarneming van de larve onder de Microscoop. Gebruik vervolgens absorberend weefsel verwijderen overtollige vocht uit de elektrode spons tip.
  11. Plaats de actieve elektrode zodat het zachtjes het centrale hoornvlies oppervlak van het oog van de larvale zebrafish (figuur 1E raakt).
  12. Verplaats de Ganzfeldexperiment-kom naar de spons-platform en ervoor zorgen dat de larve wordt gedekt door de kom.
  13. Sluit de kooi van Faraday ter vermindering van de externe elektromagnetische ruis.

6. Electroretinogram opname

  1. Gebruik van de computersoftware van het systeem ERG bijzondere (zie tabel van materialen voor details) activeren van de stimulus en het verwerven van gegevens op basis van de instellingen aanbevolen onder2.
    1. Stel de samplefrequentie van het systeem op 4 KHz over een 650 ms venster (2,560 punten) opnemen in de acquisitie software.
    2. De winst van het systeem ingesteld op 1000 ×.
    3. Band pass filter van het systeem tot 1 – 300 Hz instellen.
    4. Een inkeping filter gebruiken om 60 Hz (of 50 Hz, afhankelijk van de frequentie van de lokale nut) ruis.
      Opmerking: Het ideale geluidsniveau moet niet meer dan ±10 µV.
  2. Verzamelen van de gegevens met behulp van de hieronder beschreven procedure te beginnen.
    1. Gebruik een interne test-flash (0.06 log cd.s/m2) voor het meten van een reactie van de test van het oog om te beoordelen de positionering van de elektroden.
      Opmerking: Deze intensiteit van test flash moet resulteren in een b-Golf amplitude groter is dan 25 µV in 4-dpf larven. Als een robuust antwoord kan niet worden gemeten, dan verplaatsen de elektroden en doen een andere test flits te bevestigen dat de elektroden zijn goed geplaatst.
    2. Na de test-flash, toestaan dat het dier te donker passen gedurende 3 minuten in volledige duisternis voor opnames.
    3. Flitsen van dimmer naar helderder licht intensiteit aanwezig.
    4. Gemiddelde signalen over herhaalt volgens het signal-to-noise-niveau.
      Opmerking: In het algemeen gemiddeld meer signalen op de dimmer lichtniveaus (maar liefst 3 herhalingen) en minder op de helderder lichtniveaus (meestal 1 herhalen). Geleidelijk verlengen het interval tussen prikkel van 10 tot 60 s van het schemerigste aan helderste licht niveau. Een monster-protocol is vermeld in tabel 1.
    5. Na de opnames, humaan doden larven met 0,1% tricaïne.

7. analyse

  1. Het meten van de amplitude van een golf van basislijn tot de negatieve a-Golf-trog en de b-Golf amplitude van de negatieve a-Golf-trog tot de positieve b-Golf-piek.
  2. Meet de impliciete tijden van de a - en b-Golf vanaf stimulans begin aan de trog van de a-Golf en het hoogtepunt van de b-Golf, respectievelijk.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze sectie bevat representatieve resultaten voor ERG metingen dagelijks van 4 tot 7 dpf. Vanaf 4 dpf Toon ERG reacties robuuste componenten van de a - en b-Golf, die uit researchdieren en bipolaire cellen, respectievelijk voortvloeien. Op elke leeftijd getest, de amplitude van het b-wave verhoogd met lichte intensiteit (Figuur 2; Figuur 3). Met name de gevoeligheid van het netvlies van de larvale zebrafish aan dimmer flitsen verhoogd met de ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Functionele uitlezingen zoals de ERG zijn steeds belangrijker in de suite van tools gebruikt bij het bestuderen van larvale zebrafish8,,9,,12,14geworden. Als gevolg van de geringe omvang van het larvale zebrafish oog, zijn glas micropipetten aangepast als de opname van elektroden in de meest gepubliceerde protocollen3,4,

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen informatieverschaffing die relevant zijn voor dit werk.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Financiering voor dit project werd verstrekt door een subsidie van het Instituut van de neurowetenschappen Melbourne (aan PTG, PRJ & BVB).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.22 µm filterMillex GPSLGP033RSFiltert de 10× goldfish ringer's buffer voor sterilisaties
1 mL spuitTerumoDVR-5175Met een 30G × ½" naald om druppels zoutoplossing toe te voegen aan de elektrode sponspunt om uitdrogen en verhoogd ruis te voorkomenin de ERG signalen.
30 G × ½" naaldTerumoNN*3013RVoor het toevoegen van zoutoplossing aan teh sponspunt elektrode.
BioversterkerADInstrumentsML135Voor het versterken van ERG signalen.
Bleekoplossing King White9333441000973Voor een alternatieve methode van zilverelektrode chloorering. Actieve ingrediënt: 42 g/L natriumhypochloriet.
Circulatie waterbadLauda-KönigshoffenMGW LaudaGebruikt om het waterverwarmde platform te maken.
ElektrodenleidingGrass TelefactorF-E2-30Platinum kabels voor het verbinden van zilverdraad elektroden met de versterker.
Faraday kooiPhotometric Solution International Voor het handhaven van donkere aanpassing en het omsluiten van de Ganzfeld opstelling om de signaal-ruisverhouding te verbeteren.
Ganzfeld komPhotometric Solution International Op maat ontworpen licht stimulator: 36 mm diameter, 13 cm openingsgrootte.
Luxeon LED'sPhillips Light Co.Voor lichtstimulatie twintig 5W en een 1W LED's.
MicromanipulatorHarvard ApparatusBS4 50-2625Houdt de opname-elektrode tijdens experimenten vast.
Microsoft Office ExcelMicrosoftversie 2010Spreadsheet software voor gegevensanalyse.
Vochtinbrengende ooggelGenTeal Gel9319099315560Wordt gebruikt om zebravis larven te bedekken tijdens opnames om uitdroging te voorkomen. Actieve ingrediënten: 0,3% Hypromellose en 0,22% carbomer 980.
Pasteur pipetCopan200CWordt gebruikt om zorgvuldig zebravis larven over te brengen.
Powerlab dataverzamelsysteemADInstrumentsML785Bestuurt de LED's om stimuli te genereren.
PVA sponsMeiCheLeR-1675Voor het plaatsen van zebravis larven en het maken van de kegelvormige elektrodepun
ZoutoplossingAaxis Pacific13317002Voor het elektroplateren van zilverdraad elektrode.
Scope SoftwareADInstrumentsversie 3.7.6Activeert gelijktijdig het stimulus via het Powerlab systeem en verzamelt gegevens
Zilver (fijne ronde draad)A&E metal0.3 mmWordt gebruikt om opname- en referentie ERG elektroden te maken.
Stereo microscoop LeicaM80Wordt gebruikt om de kegelvormige sponspunt (met schaalbalk op oogstuk) te vormen en te meten. Geplaatst in de Faraday kooi voor elektrodeplaatsing.
Tricaine Sigma-aldrichE10521-50GVoor het anesthetiseren van zebravis larven.
Waterverwarmd platformop maat gemaaktVoor het handhaven van de temperatuur van het sponsplatform en het lichaam van de larve tijdens ERG opnames

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roper, C., Tanguay, R. L. Handbook of Developmental Neurotoxicology (Second Edition). Slikker, W., Paule, M. G., Wang, C. , Academic Press. 143-151 (2018).
  2. Nguyen, C. T., et al. Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats. Journal of visualized experiments: JoVE. , e54158(2016).
  3. Chrispell, J. D., Rebrik, T. I., Weiss, E. R. Electroretinogram analysis of the visual response in zebrafish larvae. Journal of visualized expriment: JoVE. (97), (2015).
  4. Seeliger, M. W., Rilk, A., Neuhauss, S. C. Ganzfeld ERG in zebrafish larvae. Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 57-68 (2002).
  5. Fleisch, V. C., Jametti, T., Neuhauss, S. C. Electroretinogram (ERG) Measurements in Larval Zebrafish. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, pdb prot4973 (2008).
  6. Biehlmaier, O., Neuhauss, S. C., Kohler, K. Synaptic plasticity and functionality at the cone terminal of the developing zebrafish retina. Developmental Neurobiololgy. 56 (3), 222-236 (2003).
  7. Gestri, G., Link, B. A., Neuhauss, S. C. The visual system of zebrafish and its use to model human ocular diseases. Developmental Neurobiololgy. 72 (3), 302-327 (2012).
  8. Saszik, S., Bilotta, J., Givin, C. M. ERG assessment of zebrafish retinal development. Visual Neuroscience. 16 (5), 881-888 (1999).
  9. Niklaus, S., et al. Cocaine accumulation in zebrafish eyes leads to augmented amplitudes in the electroretinogram. Matters. 3 (6), e201703000003(2017).
  10. Tanvir, Z., Nelson, R. F., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic ERG. Disease models & mechanisms. , dmm. 035220 (2018).
  11. Kakiuchi, D., et al. Oscillatory potentials in electroretinogram as an early marker of visual abnormalities in vitamin A deficiency. Molecular medicine reports. 11 (2), 995-1003 (2015).
  12. Emran, F., Rihel, J., Adolph, A. R., Dowling, J. E. Zebrafish larvae lose vision at night. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2010).
  13. Makhankov, Y. V., Rinner, O., Neuhauss, S. C. An inexpensive device for non-invasive electroretinography in small aquatic vertebrates. Journal of Neuroscience Methods. 135 (1-2), 205-210 (2004).
  14. Bilotta, J., Saszik, S., Sutherland, S. E. Rod contributions to the electroretinogram of the dark-adapted developing zebrafish. Developmental Dynamics. 222 (4), 564-570 (2001).
  15. Cameron, M. A., Barnard, A. R., Lucas, R. J. The electroretinogram as a method for studying circadian rhythms in the mammalian retina. Journal of genetics. 87 (5), 459-466 (2008).
  16. Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. Extraction and modelling of oscillatory potentials. Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 17-36 (2002).
  17. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. The Journal of Physiology. 555 (1), 153-173 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Beoordeling van de visuele functieRetinale ontwikkelingGanzfeld bowlstimulusOpstelling van de kooi van FaradayProtocol voor donkeradaptatieVerzadiging van Ringer bufferPositionering van de micromanipulator

Gerelateerde artikelen