Rabiës necropsy technieken in grote en kleine dieren

Samenvatting

Het doel van dit protocol is om in kleine en grote dieren veilige obductie-technieken aan te tonen voor het verkrijgen van bevredigende weefselmonsters voor rabiës testen.

Samenvatting

Het laboratorium van de New Yorkse staat Department of Health (nysdoh) rabiës ontvangt jaarlijks tussen 6.000 en 9.000 specimens en voert rabiës testen uit voor de gehele staat, met uitzondering van New York City. Het rabiës laboratorium necropsies een verscheidenheid van dieren, variërend in grootte van vleermuizen tot bovids. De meeste van deze specimens zijn dieren die neurologische symptomen vertonen, maar minder dan 10% test in feite positief voor rabiës; veroorzaken trauma, laesies of andere infectieuze agentia als de oorzaak van deze symptomen. Vanwege het risico op het aerosolizing van niet-gediagnosticeerde infectieuze agentia gebruikt het rabiës laboratorium geen elektrisch gereedschap of zagen. Drie necropsie technieken zullen worden gepresenteerd voor dieren waarvan de schedels ondoordringbaar zijn met een schaar. Het laboratorium heeft deze technieken geïmplementeerd om mogelijke blootstelling aan infectieuze agentia te verminderen, onnodige manipulatie van het preparaat te elimineren en de verwerkingstijd te verkorten. De voordelen van een voorkeurs techniek in tegenstelling tot de andere zijn onderhevig aan de getrainde individuele verwerking van het preparaat.

Inleiding

Werken aan de obductie-vloer van een rabiës laboratorium is inherent gevaarlijk. Soms komen specimens met ingesloten stekelvarken Quills, vreemde voorwerpen met inbegrip van pijlen/kogels/pellets of blootgestelde bot scherven die de beschermende scheepvaart wrap kunnen doordringen. Onjuiste verpakking kan leiden tot lekkage, waardoor personen die specimens uitpakken, in gevaar worden gebracht. Naast lichamelijk letsel riskeren obductie technici de blootstelling aan onbekende zoönoseverwekkers uit het CZS en lichaamsvloeistoffen van de specimens. Bovendien kunnen ectoparasieten die door het specimen worden gedragen andere zoönoseverwekkers overdragen, aangezien vlooien en teken vaak voorkomen op ingediende dieren. Afhankelijk van de geografische ligging en de soorten die betrokken zijn, variëren de blootgestelde ziekten. Arbovirussen zoals Eastern Equine encefalitis virus (eeev) of West Nile Virus (WNV), door teken overgedragen ziekten zoals de ziekte van Lyme of tularemia, bacteriën die Q-koorts of tuberculose veroorzaken, en infectieuze prionen noemen een klein aantal van de mogelijke gevaren^{1 , 2 , 3}.

Het doel van deze methoden is om te demonstreren veilige en efficiënte obductie technieken met behulp van instrumenten die het potentieel voor verstuiving in tegenstelling tot elektrisch gereedschap of zagen^4,5minimaliseren. Gewoonlijk vereist de obductie van kleine dieren in het rabiës laboratorium de schedel spieren weg te knippen en een hamer en beitel te gebruiken om het caudale ruggedeelte van de calvarium⁶te openen. Het verwijderen van dit gebied van calvarium blootstelt de Hind hersenen, met inbegrip van de hele cerebellum en craniale hersenstam. Gemodificeerde necropsie technieken kunnen worden uitgevoerd op het ventrale deel van de schedel, waarbij de grote schedel spieren en de dikkere gebieden van de schedel worden vermeden. Deze gemodificeerde obductie technieken zijn echter alleen mogelijk wanneer het preparaat zonder halswervels is.

Evenzo kan hersenweefsel bij grote dieren worden verwijderd door de schedel spieren te scheiden en het caudal ruggedeelte van de schedel⁷te openen. Er is aanzienlijke inspanning nodig om het cerebellum en de hersenstam bloot te leggen, omdat de schedels van grotere dieren over het algemeen dikker zijn. Om te voorkomen dat de schedel indringt, wordt het hoofd van een groot dier gepositioneerd zodat het ventro-caudale gedeelte van de schedel naar de technicus wordt gericht. Met behulp van gemodificeerde instrumenten worden de cerebellum en de hersenstam verwijderd door het foramen magnum. Dit is vergelijkbaar met de steekproefmethode die wordt aanbevolen door het TSE-onderzoek van de Europese Unie voor onderzoeken naar overdraagbare spongiforme encefalopathie (TSE)⁸. Craniale wervels moeten vooraf worden verwijderd om toegang te geven tot het foramen magnum.

Toepassing van deze technieken zijn gunstig voor voldoende opgeleide technici in rabiës laboratoria. Aangezien het laboratorium van rabiës monsters van verschillende groottes ontvangt, van jonge vleermuizen tot volwassen trekpaarden⁹, heeft de technicus verschillende methoden om uit te kiezen op basis van de individuele omstandigheid. De methode die wordt gedemonstreerd voor een groot dier is ook geschikt voor dierenartsen die necropsies uitvoeren in het veld, omdat het verzenden van een hele grote dierlijke kop voor rabiës testen omslachtig en kostbaar is. Het implementeren van een van deze technieken zal de veiligheid verbeteren door het potentieel van Aerosol productie te verminderen, de behandeling van het preparaat te reduceren en de verwerkingstijd te besparen. Aangezien het veld echter niet dezelfde voordelen heeft als een specifiek laboratorium voor rabiës testen, is het van wezenlijk belang dat alle wijzigingen in deze procedures gericht zijn op veiligheid, in het bijzonder het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM).

Protocol

Alle beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Wadsworth Center institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC).

1. voorbereiding

1. Don PPE, bij minimale oogbescherming (bril of gelaatsscherm), chirurgisch of N-95 masker, en niet-latex handschoenen.
2. Werkruimte voorbereiden, idealiter een bio-Safety Cabinet (BSC), met een wegwerp werkoppervlak bekleding (bijv. Kraft papier of absorberende pads) en schone obductie instrumenten (Figuur 1).
3. Plaats het preparaat op het werkoppervlak en gebruik instrumenten om het te manipuleren om de toestand van het monster te beoordelen, met inbegrip van bewijs van ontleding, beschadiging van de schedel, mogelijke gevaren (bijv. stekelvarken Quills, scalpel bladen) en de kwaliteit van de onthoofding.

2. ventrale methode

Opmerking: wanneer het preparaat op de kaaklijn goed is onthoofd, zullen de foramen magnum en de occipitale condyle worden blootgesteld. De ventrale methode is minder ingewikkeld voor het ophalen van de cerebellum en de hersenstam.

1. Plaats het preparaat met de ventrale kant omhoog en de neus geleide naar de achterkant van de BSC.
2. Houd een orthopedische hamer/hamer in de rechterhand (als rechtshandig) en op hetzelfde moment houden een worden beitel in de linkerhand.
3. Plaats de beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel die tussen de rechterkant van het temporale bot en het occipitale bot leidt en een "V"-opening maakt.
4. Sla de bovenkant van de beitel met de hamer tot de twee botten scheiden. Maak de snede naast het basisfenoïde bot.
5. Herhaal dit aan de linkerzijde van het temporale bot/occipitale bot (Figuur 2a).
6. Buig het "V"-gebied van de schedel naar beneden met de beitel. Blootstellen van het gehele Rhombencephalon gebied van de hersenen (cerebellum en hersenstam) (Figuur 2b).
7. Schep de hersenstam en het cerebellum uit met een schaar en een tang. Verwijder alle overgebleven stukken uit de schedel als de hersenstam en het cerebellum niet in een enkel stuk uit komen.

3. dorsale methode

Opmerking: als het preparaat een slechte onthoofding heeft (foramen magnum niet zichtbaar) en de nek niet gemakkelijk kan worden verwijderd tijdens obductie of als schade aan het cerebellum wordt vermoed, moet de rugmethode worden gebruikt.

1. Plaats het preparaat dorsaal met de neus die DISTAAL naar de achterkant van BSC leidt.
2. Met behulp van tumor tenacula, pak de linker temporele spier met tanden van tenacula en vergrendelen door het handvat te knijpen.
3. Snijd de temporale spier tot bot met scherp snijmes.
4. Draai het preparaat 180 ° met tenacula en mes (niet met de hand) en herhaal het proces op de tegenovergestelde temporele spier. Bloot de schedel.
5. Plaats een beitel in een hoek van 45 ° met het hoekpunt van de beitel op het midden van de schedel op het moment van het pariëtale en het intraparietale bot.
6. Sla de bovenkant van de beitel op met een hamer totdat er een horizontale opening wordt gemaakt op de bovenste helft van de schedel bij pariëtale botten.
7. Draai het preparaat 180 ° en herhaal het proces aan de andere kant.
8. Steek het punt van de beitel in het uiteinde van snede 1 (Figuur 3a) en op 90 ° van de horizontale opening. Sla met de hamer op tot de opening het occipitale bot bereikt (ongeveer 10 cm afhankelijk van de grootte van het preparaat).
9. Rol het preparaat en herhaal aan de andere kant aan het einde van snede 2.
   Let op: met specimen rug en neus gepositioneerd naar de achterkant van BSC, de openingen in de schedel lijken op een ondersteboven "U".
10. Steek de tanden van de tenacula in de schedel onderaan de "U" en wrik naar zichzelf. Bloot het caudale uiteinde van het hersenen en het cerebellum (Figuur 3b).
11. Gebruik een schaar als schep en wrik uit hele cerebellum uit binnen de holte.
12. Gebruik weefsel tang om de hersenstam van de foramen te plagen.

4. grote dier methode

1. Plaats het preparaat zodanig dat het rugdeel van de schedel in aanraking komt met het oppervlak van de necropsie met het caudale gedeelte van de schedel en foramen magnum tegenover de technicus.
2. Plaats het gemodificeerde stiletto-mes zo ver mogelijk in de foramen magnum tussen het ruggenmerg en de spinale hersenvliezen.
3. Scoor rond het ruggenmerg om het cerebellum en de hersenstam van de spinale hersenvliezen te scheiden. Nadat het mes door het foramen magnum is ingebracht, moet het mes voorzichtig zo veel mogelijk langs de schedel volgen.
4. Voeg een chemie spatel of dunne, lang behandelde lepel in de ruimte tussen het zenuwweefsel en de ruggengraat hersenvliezen.
5. Sonde rond het ruggenmerg en de cerebellum om ervoor te zorgen dat de verbinding met de spinale hersenvliezen zijn verbroken.
6. Houd de hersenstam met een tang. Met de andere kant, vooruit de lepel rostrally dan schrapen om te schepping van het cerebellum. Trek tegelijkertijd de hersenstam terug met de Tang en schep het cerebellum met behulp van de lepel uit.
   Opmerking: het kan meer dan één poging om voldoende cerebellum voor rabiës testen te herstellen.

5. post obductie

1. Gooi alle wegwerp materialen (handschoenen, pads, werkruimte bekledingen) en ongebruikte weefsels in biologisch gevaarlijk afval weg.
2. Reinig en desinfecteer alle instrumenten met de beschikbare methode (bijv. industriële vaatwasser, autoclaaf, chemisch ontsmettingsmiddel, koken).
3. Reinig en desinfecteer alle werkoppervlakken met 20% bleekwater en/of 70% ethanol.

Resultaten

Alle terrestrische monsters die met schedels werden ingediend tussen 31 januari 2019 en 28 februari 2019 hadden informatie over de aanwezigheid van een nek en de verzamelde methode van obductie. Gedurende die tijd werden 170 hoofden geobduceerd met 18 soorten vertegenwoordigd. 52% (89/170) werd goed onthoofd. De resterende had ten minste één wervel, met inbegrip van drie hele lichaam specimens. De ventrale methode werd gebruikt 75% (128/170) van de tijd, van die, nek waren aanwezig op 49....

Discussie

Voor rabiës obductie ingediende specimens hebben vaak een geschiedenis van klinische symptomen die verenigbaar zijn met een neurologische aandoening. De aanwezigheid van een klinische ziekte kan gepaard gaan met een verscheidenheid aan aandoeningen, waaronder zoönoseverwekkers, waardoor het risico voor het personeel van een in het laboratorium verworven infectie toeneemt. Om deze Risico's te beperken, zijn er technieken geïmplementeerd die de hantering en manipulatie van specimens verminderen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Chemie lepel	Elk
Gebogen, scherp-botte mayo schaar	Sklar	14-2055	Sklar Operatie Schaar 5-1/2 Inch Premium OR Grade Roestvrijstalen Vingerring Handgreep Gebogen Scherp/Bots
Groot scherp snijmes van restaurantkwaliteit	Dexter	P94848	8" Geschilferd gebruiksmes, wit handvat
Vergrendelbare tumor-tenacula	Diamond Scientific and Surgicals	N/A	Czerny Tenaculum Forceps
Gemodificeerd stilettomes (6,5 inch lang mesmes gemalen tot 0,5 inch breed)	Dexter	P94848	Gemodificeerd 8" Geschilferd gebruiksmes, wit handvat
Orthopedische hamer-mallet	Mortech	N/A	Postmortem hamer met haak
Scherp raadsman orthopedisch botbeitel	Shandon	60-5	Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2,25 in standaard 7 in
Geschipte eetlepel of andere lange handgreep lepel	Elk
Glad-tip weefsel dressing tang zonder tanden	Shandon	63-03	Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Poedervrije niet-latex handschoenen	Elk
Veiligheidsbril, veiligheidsbril of gezichtsscherm	Elk
Chirurgische of N-95 masker	Elk
Kraftpapier, slagerpapier, absorberend kussentje, enz.	Elk