De intracellulaire Na+- concentratie ([Na+]i) in cardiale myocyten verandert tijdens hartaandoeningen. [Na+]i is een belangrijke regulator van intracellulair Ca2+. We introduceren een nieuwe benadering om [Na+]i te meten in vers geïsoleerde atriale myocyten van muizen met behulp van een elektronenvermenigvuldigende charged coupled device (EMCCD)-camera en een snelle, controleerbare illuminator.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Camera-gebaseerde metingen van intracellulaire [Na+] in atriale myocyten van muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De intracellulaire natriumconcentratie ([Na+]i) is een belangrijke regulator van intracellulair Ca2+. De studie geeft inzicht in de activering van de sarcolemmale Na+/Ca2+ -wisselaar, het gedrag van spanningsafhankelijke Na+ -kanalen en het Na+,K+-ATPase. Intracellulaire Ca2+ -signalering is veranderd bij atriale aandoeningen zoals atriumfibrilleren. Hoewel veel van de mechanismen die ten grondslag liggen aan veranderde intracellulaire Ca2+ -homeostase gekarakteriseerd zijn, is de rol van [Na+]i en zijn ontregeling in atriale pathologieën slecht begrepen. [Na+]i in atriale myocyten neemt toe als reactie op toenemende stimulatiesnelheden. Responsiviteit op externe veldstimulatie is daarom cruciaal voor [Na+]i-metingen in deze cellen. Bovendien vereisen de lange voorbereiding (kleurstoflading) en de duur van het experiment (kalibratie) een isolatieprotocol dat atriale myocyten van uitzonderlijke kwaliteit oplevert. Vanwege de kleine omvang van de atria van muizen en de samenstelling van de intercellulaire matrix, is de isolatie van volwassen atriale myocyten van muizen van hoge kwaliteit moeilijk. Hier beschrijven we een geoptimaliseerd op Langendorff-perfusie gebaseerd isolatieprotocol dat consequent een hoge opbrengst aan atriale myocyten van muizen van hoge kwaliteit levert.
Natriumbindend benzofuraanisofelaat (SBFI) is de meest gebruikte fluorescerende Na+ indicator. SBFI kan in de cardiale myocyt worden geladen, hetzij in zoutvorm, via een glazen pipet, hetzij als een acetoxymethyl (AM) ester die het sarcolemmale membraan van de myocyt kan binnendringen. Intracellulair wordt SBFI-AM ontesterd door cytosolische esterasen. Vanwege variaties in membraanpenetratie en cytosolische ontestering moet elke cel in situ worden gekalibreerd. Doorgaans worden metingen van [Na+]i met behulp van SBFI-epifluorescentie van hele cellen uitgevoerd met behulp van een fotomultiplicatorbuis (PMT). Deze experimentele opstelling maakt het mogelijk om slechts één cel tegelijk te meten. Vanwege de duur van het laden van de myocytkleurstof en de kalibratie na elk experiment is de gegevensopbrengst laag. Daarom hebben we een EMCCD-cameratechniek ontwikkeld om [Na+]i te meten. Deze benadering maakt gelijktijdige [Na+]i-metingen in meerdere myocyten mogelijk, waardoor de experimentele opbrengst aanzienlijk wordt verhoogd.
Inleiding
Bij boezemziekten (bijv. boezemfibrilleren [AF]) is de intracellulaire Ca2+-signalering ingrijpend veranderd1. Hoewel veel van de onderliggende mechanismen van 'geremodelleerde' intracellulaire Ca2+-signalering in AF goed zijn gekarakteriseerd 2,3, is de rol die een veranderde intracellulaire natriumconcentratie ([Na+]i) kan spelen slecht begrepen. [Na+]i is een belangrijke regulator van intracellulair Ca2+. De studie van [Na+]i kan inzicht geven in de activatie van de sarcolemmale Na+/Ca2+ wisselaar (NCX), het gedrag van Na+ kanalen en Na+,K+-ATPase (NKA)4. We hebben eerder aangetoond dat hoge atriale activeringspercentages, zoals die optreden tijdens AF, leiden tot een significante vermindering van [Na+]i 1. Eerder werk heeft een toename van de NCX-stroomdichtheid (INCX) en eiwitexpressieniveaus in AF3 aangetoond. Er werd ook een toename gemeld van de late component van de spanningsafhankelijke Na+-stroom (INa, laat) in geïsoleerde atriale myocyten van patiënten met AF5. Er zijn dus aanwijzingen voor diepgaande veranderingen in de intracellulaire Na+-homeostase bij AF. Betrouwbare en reproduceerbare metingen van [Na+]i in geïsoleerde atriale myocyten zijn daarom nodig om ons begrip van AF-pathologie te vergroten. Hier laten we zien hoe reproduceerbaar hoogwaardige muizenatriale myocyten kunnen worden geïsoleerd die geschikt zijn voor metingen van [Na+]i. We hebben ons geoptimaliseerde atriale celisolatieprotocol gericht op myocyten van het atriale virus bij muizen, omdat transgene (TG) muismodellen van atriumfibrilleren een essentieel onderdeel zijn geworden van AF-onderzoek6. Deze muizen zijn vaak slechts in beperkte aantallen beschikbaar en de atria zijn vaak fibrotisch, wat leidt tot uitdagingen voor celisolatie.
Over het algemeen kan [Na+]i in levensvatbare cellen worden gemeten met fluorescerende indicatoren 7,8, of met verschillende soorten micro-elektroden9. Op micro-elektroden gebaseerde technieken vereisen penetratie van het sarcolemmale membraan. Deze techniek is daarom beperkt tot grotere cellen en is niet geschikt voor kleine en smalle atriale myocyten waarvan de celintegriteit gemakkelijk in het gedrang komt.
Natriumbindend benzofuraanisofelaat (SBFI) is een fluorescerende indicator, die een grote golflengteverschuiving ondergaat bij binding Na+ 7. SBFI wordt afwisselend geëxciteerd bij 340 nm en 380 nm en uitgezonden fluorescentie wordt verzameld na het passeren van een emissiefilter (510 nm). Verhoudingen van signalen op de twee excitatiegolflengten (F340/380) kunnen de lokale padlengte, kleurstofconcentratie en golflengte-onafhankelijke variaties in verlichtingsintensiteit en detectie-efficiëntie teniet doen. Wanneer in elke cel een in-situ kalibratie wordt uitgevoerd met behulp van oplossingen met een bekende natriumconcentratie ([Na+]), levert de F340/380-verhouding die tijdens het experiment wordt verkregen, nauwkeurige en gevoelige metingen van [Na+]i op. Zoals alle Na+ indicatoren vertoont SBFI ook enige affiniteit met K+. Met behulp van de hier getoonde kalibratiemethode kan de [Na+]i en intracellulaire kaliumconcentratie ([K+]i) tijdens het kalibratieproces betrouwbaar worden 'vastgeklemd', zodat [Na+]i betrouwbaar kan worden gekalibreerd, zelfs wanneer deze <10% van [K+]i 10 is.
We introduceren een nieuwe EMCCD-cameratechniek voor ratiometrische metingen van [Na+]i met behulp van SBFI. De EMCCD-camera maakt voor het eerst gelijktijdige [Na+]i-metingen (en kalibratie) in meerdere cellen mogelijk. Dit is vooral gunstig in een experimentele setting waar het aantal dieren beperkt is (bijv. transgene muismodellen). Doorgaans worden [Na+]i-metingen met SBFI uitgevoerd met behulp van een fotomultiplicatorbuis (PMT) om epifluorescentie 1,11 van de hele cel te verzamelen. Hoewel PMT's een zeer goede temporele resolutie van het fluorescentiesignaal bieden, is de ruimtelijke resolutie erg laag en zijn experimenten beperkt tot één cel tegelijk.
Ons nieuwe protocol maakt zeer reproduceerbare en gevoelige metingen van [Na+]i mogelijk. Het is geoptimaliseerd voor de gelijktijdige verwerving van veranderingen in [Na+]i in meerdere myocyten van het atriale atrium van muizen, maar is aanpasbaar aan vele andere celtypen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Maryland, Baltimore.
1. Isolatie van atriale myocyten uit volwassen muizenharten
- Plaats elke muis in een precisieverdamper en inductiekamer die is vergast met isofluraan in 100% zuurstof.
- Stel de isofluraanstroom in op 1% totdat het dier niet meer reageert voordat u 15 minuten voor euthanasie een intraperitoneale (IP) heparine-injectie (1-1,25 E/g) geeft.
- Verdoof de muis diep door de isofluraan-anesthesie te verhogen tot 5% en bevestig het diepe anesthesievlak door met de voet te knijpen.
- Voer de euthanasie uit door een snelle thoracotomie uit te voeren12; Gebruik een standaard patroontang en een chirurgische schaar om de borstkas te openen. Mobiliseer passief hart en long, isoleer de aortaboog, houd vast met een tang en snijd de aorta door om het hart te verwijderen.
- Plaats het hart in een ijskoude nominaal Ca2+-vrije celisolatiebuffer (CIB, Tabel 1).
- Kanuleer de aorta met een canule van 22 G en bind vast met behulp van een zijden hechtdraad onder een lichtmicroscoop met 3x vergroting in CIB-oplossing (Figuur 1A,B).
- Bevestig dat de canule zich ruim boven de aorta-sinussen bevindt door CIB-oplossing toe te dienen via de canule die is aangesloten op een spuit en bevestig de perfusie van de kransslagader onder de microscoop.
OPMERKING: Deze stap is belangrijk om een goede perfusie van het atriale weefsel te garanderen, omdat is aangetoond dat de anatomie van de kransslagader zeer variabel is bij muizen13. - Monteer het hart op een op zwaartekracht gebaseerde Langendorff-opstelling en perfuseer met de Ca2+-vrije CIB-oplossing gedurende 5 minuten bij 37 °C om het resterende bloed weg te spoelen totdat het eluaat helder is (Figuur 1C).
- Schakel over op enzymatische oplossing (tabel 2) en perfuseer gedurende 3-5 minuten bij 37 °C tot het atriale weefsel zacht en slap is.
- Snijd het rechter en linker atrium weg met behulp van een supergriptang en een kleine veerschaar en breng ze over naar een klein kweekschaaltje met CIB-enzymatische oplossing die is gebruikt in stap 1.8 maar met 0,15 mM CaCl2 en plaats deze gedurende 5-8 minuten in een broedmachine bij 37 °C (Figuur 1D).
- Breng de atria over in een celkweekschaaltje met 4 ml voorverwarmde (37 °C) bewaaroplossing (gemodificeerde Tyrode-oplossing (tabel 3) met 15 mM runderserumalbumine en 30 mM 2,3-butaandionmonoxime).
- Snijd de atria in kleine weefselreepjes (10-20, afhankelijk van de grootte van het atrium) met behulp van een kleine veerschaar en een supergriptang.
- Voor mechanische dissociatie zuigt u de weefselsuspensie voorzichtig aan met behulp van verschillende vuurgepolijste glazen pasteurpipetten met openingen tussen 2-5 mm. Begin met de grootste pipetpunt en ga over op de kleinste pipetpunt, waarbij u 5-10 keer per pipet aanzuigt.
- Zeef de celsuspensie door een filter van 200 μm en voeg driemaal per 10 minuten CaCl2 toe om een eindconcentratie van 0,3 mM te bereiken.
2. Evaluatie van de celkwaliteit
- Plaats 200 μL van de celsuspensie met de vers geïsoleerde atriale myocyten op een glazen dekglaasje.
- Gebruik een 10x-objectief om alle cellen in het gezichtsveld te tellen en ze te categoriseren als afgerond of staafvormig. Bepaal hoeveel van de staafvormige cellen duidelijke dwarsstrepen vertonen (schakel over naar 25x objectief als dit moeilijk te bepalen is, zie figuur 2C).
- Herhaal stap 2.1–2.2.
- Bereken de percentages afgeronde, staafvormige en staafvormige met duidelijke dwarsstreepcellen.
- Wijzig de celisolatieprocedure totdat 80% van de cellen staafvormig is met duidelijke dwarsstrepen.
- Plaats 500 μl van de atriale celsuspensie op een met laminine bekleed glazen dekglaasje en plaats de celkamer op de omgekeerde microscoop. Laat de cellen 5 minuten bezinken. Perfuseer met Tyrode's oplossing met 1,8 mM Ca2+.
- Gebruik een celstimulatorsysteem om elektrische veldstimulatie (bipolaire puls van 2 ms, 30 V) bij 0,5 Hz te starten en tel het aantal cellen dat samentrekt in het gezichtsveld van een 10x objectief.
- Herhaal met externe veldstimulatie op 3 Hz.
- Bereken het percentage cellen dat reageert op stimulatiesnelheden van 0,5 en 3 Hz (zie figuur 2B). Verfijn het celisolatieprotocol totdat 50% van de cellen reageert op veldstimulatie van 3 Hz.
3. Na+ indicatorbelasting van vers geïsoleerde myocyten in het atriale atrium van muizen
- Gebruik de celpermetische acetoxymethyl (AM)-ester van de fluorescerende indicator natriumbindend benzofuraanisotalaat (SBFI-AM).
- Om de dispersie van kleurstoffen te vergemakkelijken en een homogene celbelasting te bereiken, lost u SBFI op in dimethylsulfoxide (DMSO) en geschikte oppervlakteactieve polyolen (bijv. pluronzuur) om een uiteindelijke concentratie van 10 μM SBFI in de celsuspensie te bereiken.
- Laad de cellen 60 minuten beschermd tegen licht op een wip bij kamertemperatuur met SBFI.
- Laat de cellen 30 minuten bezinken, verwijder het bovenstaande en suspendeer de pellet opnieuw in de bewaaroplossing (1-2 ml).
OPMERKING: Experimenten moeten binnen 4 uur na celisolatie worden uitgevoerd. BDM wordt uitgewassen door perfusie met de oplossing van Tyrode voorafgaand aan de start van experimenten14.
4. Instrumentatie, [Na+]i metingen en [Na+]i kalibratie
OPMERKING: Figuur 3 geeft het lichtpadschema weer voor de experimentele instrumentatie.
- Bereid kalibratieoplossingen met toenemende Na+ -concentraties zoals beschreven in de tabellen 4-6.
- Voeg aan elke kalibratieoplossing het permeabiliserende middel gramicidine D (10 μM; uit een stockoplossing die bij -20 °C is bewaard) en de Na+, K+ ATPase-remmer strophanthidine (100 μM, uit een bij -20 °C bewaarde stockoplossing) toe. Draai goed, of gebruik een sonicator om ervoor te zorgen dat gramicidine en strophantidine volledig zijn opgelost.
- Vul een perfusiesysteem met meerdere vaten met de kalibratieoplossingen die de toenemende [Na+]o bevatten, bereid in de stappen 4.1 en 4.2. Maak verbinding met een celkamer met behulp van langzame perfusiesnelheden (~1 ml/min; perfusiesnelheden kunnen variëren met het volume van de celkamer).
- Sluit de afzuiging aan op de celkamer en vang perfusaat op in een geschikte (glazen) bak op de vloer.
- Stop perfusie en afzuiging.
- Nadat u 30 minuten SBFI-ontestering hebt toegelaten, plaatst u 100 μL van de geconcentreerde (stap 3.5), met kleurstof geladen celsuspensie op een met laminine beklede glazen afdekplaat boven het gezichtsveld van het 40x-objectief van de omgekeerde microscoop.
- Gebruik een snelschakelende straler met een 300 W xenonlichtbron. Realiseer breedveldbeeldvorming met twee excitatiegolflengten (340 nm en 380 nm) met behulp van snel schakelende scanspiegels en excitatiefilters met smalle bandbreedte (340 nm ± 10 nm; 380 nm ± 10 nm).
- Optimaliseer het gezichtsveld van de EMCCD-camera. Een groter observatiegebied vereist langere frametijden. Langere frametijden leiden tot meer verbleking van de indicator. Breng dus het gezichtsveld, de grootte en de frametijd in evenwicht, zodat er geen merkbare verbleking van de sonde optreedt.
- Bepaal dat er slechts minimale intrinsieke fluorescentie is in een subset van atriale cellen die niet zijn geladen met SBFI door ervoor te zorgen dat de intrinsieke fluorescentie van de cellen vergelijkbaar is met achtergrondfluorescentie (zoals weergegeven in figuur 4).
- Bepaal de juiste bemonsteringsfrequentie afhankelijk van het experimentele ontwerp (bemonsteringsfrequenties kunnen laag zijn omdat veranderingen in [Na+]i relatief traag zijn (bijv. één datapunt per 10-20 s).
- Verzwak het excitatielicht door geschikte filters met neutrale dichtheid (ND) te gebruiken en door de intensiteit van de lichtbron op de juiste manier te verminderen (bijv. door de intensiteit in de besturingssoftware te wijzigen).
- Vang het emissielicht op bij 510 ± 40 nm met behulp van geschikte filters met een EMCCD-camera aangesloten op de omgekeerde microscoop.
- Definieer een interessegebied (ROI) voor elke cel en een ROI op de achtergrond (zie afbeelding 4). Trek de achtergrond af van de geregistreerde F340 - en F380-signalen (online of tijdens gegevensanalyse).
- Start de data-acquisitie.
- Start de perfusie en afzuiging opnieuw. Fuseer gedurende 10-15 minuten met Tyrode's oplossing die 1,8 mM Ca2+ bevat en noteer een stabiele F340/380-basislijn voordat u met het experiment begint.
OPMERKING: Zorg ervoor dat u een stabiele basislijn van 10-15 minuten registreert. Als er verbleking optreedt (bijv. verlaging van de F340/380-basislijn ), probeer dan de verlichtingsintensiteit verder te verzwakken door de ND-filterdichtheid te verhogen, de intensiteit van het excitatielichtsignaal en/of de opnameframetijd te verlagen (zie stappen 4.10-4.11). - Start [Na+]i meting volgens onderzoeksvraag.
5. [Na+]i kalibratie
- Voer na afloop van het experiment (stap 4.16) een kalibratie uit van het F340/380-signaal in elke cel in situ.
- Kalibreer het F340/380-signaal door de SBFI-geladen myocyten te perfunderen met de kalibratieoplossingen (bereid in stap 4.1-4.3).
- Perfuseer stapsgewijs om [Na+]o te verhogen van 0 naar 20 mM. Wacht op een stabiel F340/380-signaal voordat u naar de volgende concentratie gaat (~5 min, afhankelijk van het debiet; zie afbeelding 3B en afbeelding 5A).
OPMERKING: De relatie tussen het F340/380-signaal en de [Na+] van de kalibratieoplossingen moet lineair zijn voor een geldige kalibratie van het F340/380-signaal (Figuur 5 en Figuur 6).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Evaluatie van de atriale celkwaliteit
Vers geïsoleerde atriale myocyten werden geëvalueerd op basis van celmorfologie en respons op veldstimulatie zoals beschreven in het protocol in zes opeenvolgende atriale celisolaties. Gegevens weergegeven in figuur 2 tonen een zeer hoog percentage staafvormige atriale myocyten die duidelijke dwarsstrepen behouden. Evenzo reageert ongeveer 50% van de atriale cellen op ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hier introduceren we een nieuwe EMCCD-camera-gebaseerde techniek voor de gelijktijdige kwantitatieve meting van [Na+]i in meerdere levensvatbare atriale myocyten met behulp van natriumbindend benzofuraanisofelaat (SBFI). De hier beschreven aanpak is de eerste die het mogelijk maakt om [Na+]i in meerdere cellen gelijktijdig te meten. De belangrijkste voordelen van dit nieuwe protocol zijn (i) de aanzienlijke toename van de experimentele opbrengs...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door een Scientist Development Grant van de American Heart Association (14SDG20110054) aan MG; de NIH Interdisciplinary Training Grant in Muscle Biology (T32 AR007592) en de NIH Cardiovascular Disease Training Grant (2T32HL007698-22A1) aan LG; een Scientist Development Grant van de American Heart Association (15SDG22100002) aan LB en door NIH subsidies R01 HL106056, R01 HL105239 en U01 HL116321 aan WJL.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 2,3-Butanedion monoxime (BDM) | Sigma-Aldrich | B0753 | |
| 340 Excitation Filter | Chroma | ET40X | 25 mm |
| 380 Excitation Filter | Chroma | ET80X | 25 mm |
| 510 Emissiefilter | Chroma | ET510/80m | 25 mm |
| Bovine Serum Albumine (BSA) | Sigma-Aldrich | A7906 | |
| Bel vangen | BD Medical Technologies | 904477 | Op maat gemaakt van een 5 ml Luer Lok-sering, die zich in de buisbaan van de perfusieoplossing naar de canule bevindt |
| CaCl2-oplossing | Sigma-Aldrich | 21115 | |
| Canule | BD Medical Technologies | 305167 | Op maat gemaakt van een 22 G x 1 1/2 inch naald. Gesneden tot 1 inch en 1 mm distale punt. |
| Cellkamer | Op maat gemaakt met een opening die een glazen dekglas van 25 mm stevig kan vasthouden en met een deksel met een inlaat- en uitlaatpoort voor perfusie. | ||
| Circulerend waterbad | VWR | ||
| Collageenase II | Worthington | LS004176 | Specifieke activiteit 290 U/g |
| Creatine | Sigma-Aldrich | C0780 | |
| DG5-plus verlichting | Sutter Instrument | Lambda DG-4/DG-5 Plus | |
| DMSO | Thermo Fischer | BP231 | |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E4378 | |
| EMCCD-camera | Princeton Instruments | ProEM-HS | |
| Fijne hemostatieklemmen | Fine Science Tools | 130-20 | |
| Fijne schaar | Fine Science Tools | 14060-10 | |
| Forceps Supergrip | Fine Science Tools | 00632-11 | |
| Glazen dekglazen | VWR | 4838089 | 25 mm cirkel |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G7528 | |
| Gramicidin D | Sigma-Aldrich | G5002 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | |
| Binnen siliconen buis | VWR | VWRselect merk siliconen slang | |
| Omgekeerde microscoop | Nikon Instruments | NikonTE 2000 U | |
| Isolatiegereedschap | |||
| K Gluconaat | Sigma-Aldrich | P1847 | |
| KCI | Sigma-Aldrich | P5405 | |
| KH2PO4 | Calbiochem | 529568 | |
| Langendorff perfusieapparaat | |||
| MgCl2.6H2O * | Sigma-Aldrich | M0250 | |
| MyoPacer Cell Stimulator | IonOptix | ||
| Na Gluconaat | Sigma-Aldrich | S2054 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S9888 | |
| NaH2PO4 | Sigma-Aldrich | S9390 | |
| Natuurlijke muis Laminine | Thermo Fischer | 23017015 | 0,5-2,0 mg/ml |
| Buitenbuis | VWR | ||
| Petrischaal 35X10 mm | Falcon | 351008 | |
| PowerLoad | Thermo Fischer | P10020 | |
| Protease XXIV | Sigma-Aldrich | P8038 | |
| SBFI-AM | Thermo Fischer | S1264 | |
| Zijde draad | Fine Science Tools | 18020-50 | 0,12 mm diameter |
| Kleine veerschaar | Fine Science Tools | 15000-03 | |
| Standaard patroon forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Strophanthidine | Sigma-Aldrich | G5884 | |
| Chirurgische schaar Tough Cut | Fine Science Tools | 14054-13 | |
| Hechtdraad | Fine Science Tools | 00272-13 | |
| Taurine | Sigma-Aldrich | T0625 | |
| Trisbase | Sigma-Aldrich | TRIS-RO | |
| Trypsine | Sigma-Aldrich | T0303 | |
| UVFS Reflecterende 0,1 ND-filter | Thorlabs | NDUV01B | 25 mm |
| UVFS Reflecterende 0,2 ND-filter | Thorlabs | NDUV02B | 25 mm |
| UVFS Reflecterende 0,3 ND-filter | Thorlabs | NDUV03B | 25 mm |
| UVFS Reflecterende 0,5 ND-filter | Thorlabs | NDUV05B | 25 mm |
| UVFS Reflecterende 1 ND-filter | Thorlabs | NDUV010B | 25 mm |
Referenties
- Greiser, M., et al. Tachycardia-induced silencing of subcellular Ca2+ signaling in atrial myocytes. Journal of Clinical Investigation. , (2014).
- Greiser, M., Lederer, W. J., Schotten, U. Alterations of atrial Ca(2+) handling as cause and consequence of atrial fibrillation. Cardiovascular Research. 89, 722-733 (2011).
- Voigt, N., et al. Enhanced sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak and increased Na+-Ca2+ exchanger function underlie delayed afterdepolarizations in patients with chronic atrial fibrillation. Circulation. 125, 2059-2070 (2012).
- Bers, D. M. Cardiac excitation-contraction coupling. Nature. 415, 198-205 (2002).
- Sossalla, S., et al. Altered Na(+) currents in atrial fibrillation effects of ranolazine on arrhythmias and contractility in human atrial myocardium. Journal American College of Cardiology. 55, 2330-2342 (2010).
- Wan, E., et al. Aberrant sodium influx causes cardiomyopathy and atrial fibrillation in mice. Journal of Clinical Investigation. 126, 112-122 (2016).
- Minta, A., Tsien, R. Y. Fluorescent indicators for cytosolic sodium. Journal of Biological Chemistry. 264, 19449-19457 (1989).
- Donoso, P., Mill, J. G., O'Neill, S. C., Eisner, D. A. Fluorescence measurements of cytoplasmic and mitochondrial sodium concentration in rat ventricular myocytes. Journal of Physiology. 448, 493-509 (1992).
- Friedman, S. M., Jamieson, J. D., Hinke, J. A., Friedman, C. L. Use of glass electrode for measuring sodium in biological systems. Proceedings of the Society for Experimental Biology. 99, 727-730 (1958).
- Harootunian, A. T., Kao, J. P., Eckert, B. K., Tsien, R. Y. Fluorescence ratio imaging of cytosolic free Na+ in individual fibroblasts and lymphocytes. Journal of Biological Chemistry. 264, 19458-19467 (1989).
- Despa, S., Islam, M. A., Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Intracellular [Na+] and Na+ pump rate in rat and rabbit ventricular myocytes. Journal of Physiology. 539, 133-143 (2002).
- Shioya, T. A simple technique for isolating healthy heart cells from mouse models. Journal of Phsiological Sciences. 57, 327-335 (2007).
- Icardo, J. M., Colvee, E. Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice. Journal of Anatomy. 199, 473-482 (2001).
- Yu, Z. B., Gao, F. Non-specific effect of myosin inhibitor BDM on skeletal muscle contractile function]. Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi. 21, 449-452 (2005).
- Levi, A. J., Lee, C. O., Brooksby, P. Properties of the fluorescent sodium indicator "SBFI" in rat and rabbit cardiac myocytes. Journal of Cardiovasc Electrophysiology. 5, 241-257 (1994).
- Baartscheer, A., Schumacher, C. A., Fiolet, J. W. Small changes of cytosolic sodium in rat ventricular myocytes measured with SBFI in emission ratio mode. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 29, 3375-3383 (1997).
- Despa, S., Tucker, A. L., Bers, D. M. Phospholemman-mediated activation of Na/K-ATPase limits [Na]i and inotropic state during beta-adrenergic stimulation in mouse ventricular myocytes. Circulation. 117, 1849-1855 (2008).
- Correll, R. N., et al. Overexpression of the Na+/K+ ATPase alpha2 but not alpha1 isoform attenuates pathological cardiac hypertrophy and remodeling. Circulation Research. 114, 249-256 (2014).
- Hinke, J. Glass micro-electrodes for measuring intracellular activities of sodium and potassium. Nature. 184 (Suppl 16), 1257-1258 (1959).
- Thomas, R. C. New design for sodium-sensitive glass micro-electrode. Journal of Physiology. 210, 82P-83P (1970).
- Thomas, R. C. Membrane current and intracellular sodium changes in a snail neurone during extrusion of injected sodium. Journal of Physiology. 201, 495-514 (1969).
- Slack, C., Warner, A. E., Warren, R. L. The distribution of sodium and potassium in amphibian embryos during early development. Journal of Physiology. 232, 297-312 (1973).
- Eisner, D. A., Lederer, W. J., Vaughan-Jones, R. D. The control of tonic tension by membrane potential and intracellular sodium activity in the sheep cardiac Purkinje fibre. Journal of Physiology. 335, 723-743 (1983).
- Despa, S., Kockskamper, J., Blatter, L. A., Bers, D. M. Na/K pump-induced [Na](i) gradients in rat ventricular myocytes measured with two-photon microscopy. Biophysical Journal. 87, 1360-1368 (2004).
- Kornyeyev, D., et al. Contribution of the late sodium current to intracellular sodium and calcium overload in rabbit ventricular myocytes treated by anemone toxin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 310, H426-H435 (2016).
- Szmacinski, H., Lakowicz, J. R. Sodium Green as a potential probe for intracellular sodium imaging based on fluorescence lifetime. Annals of Biochemistry. 250, 131-138 (1997).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
