Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Elektrofysiologische onderzoeken van Retinogeniculate en Corticogeniculate Synapse functie

5.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/59680

⸱

7 augustus 2019

 ,  ,  , 
1Institute of Pathophysiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg University Mainz

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we protocollen voor de bereiding van acute hersen schijfjes met de laterale geniculate Nucleus en het elektrofysiologisch onderzoek van retinogeniculate en corticogeniculate synapsen functie. Dit protocol biedt een efficiënte manier om te bestuderen van de synapsen met de hoge-release en lage-release kans in dezelfde acute hersenen segmenten.

Samenvatting

De laterale geniculate Nucleus is het eerste relaisstation voor de visuele informatie. Relais neuronen van deze thalame Nucleus integreren input van retinale ganglioncellen en projecteren deze op de visuele cortex. Bovendien ontvangen Relais neuronen top-down excitatie van de cortex. De twee belangrijkste excitatory ingangen naar de relay neuronen verschillen in verschillende aspecten. Elk relais neuron ontvangt input van slechts een paar retinogeniculate synapsen, die grote terminals met veel release sites. Dit wordt weerspiegeld door de relatief sterke excitatie, de Relais neuronen ontvangen, van retinale ganglioncellen. Corticogeniculate synapsen, in tegenstelling, zijn eenvoudiger met weinig release sites en zwakkere synaptische sterkte. De twee synapsen verschillen ook in hun synaptische korte-termijn plasticiteit. Retinogeniculate synapsen hebben een hoge afgifte waarschijnlijkheid en vertonen bijgevolg een kortdurende depressie. In tegenstelling tot, corticogeniculate synapsen hebben een lage afgifte kans. Corticogeniculate vezels passeren de reculaire thalamische kernen voordat ze de laterale geniculate Nucleus binnengaan. De verschillende locaties van de reculaire thalamische kern (rostrally van de laterale geniculate Nucleus) en het optische kanaal (ventro-lateraal van de laterale geniculate Nucleus) maken het stimuleren van corticogeniculate of retinogeniculeren synapsen afzonderlijk mogelijk met extracellulaire stimulatie elektroden. Dit maakt de laterale geniculate Nucleus een ideaal hersengebied waar twee excitatory synapsen met zeer verschillende eigenschappen die zich op hetzelfde celtype bevinden, gelijktijdig kunnen worden bestudeerd. Hier beschrijven we een methode om de opname van Relais neuronen te onderzoeken en om gedetailleerde analyses uit te voeren van het retinogeniculate en het corticogeniculate SYNAPS functie in acute hersen sneden. Het artikel bevat een stap-voor-stap protocol voor het genereren van acute hersen sneden van de laterale geniculate Nucleus en stappen voor het opnemen van activiteit van Relais neuronen door het optisch tractus en corticogeniculate vezels afzonderlijk te stimuleren.

Inleiding

Relais neuronen van de laterale geniculate Nucleus integreren en sturen visuele informatie naar de visuele cortex. Deze neuronen ontvangen excitatory input van ganglioncellen via retinogeniculate synapsen, die zorgen voor de belangrijkste excitatory drive voor relay neuronen. Bovendien ontvangen Relais neuronen excitatory ingangen van corticale neuronen via corticogeniculate synapsen. Bovendien ontvangen Relais neuronen remmende ingangen van lokale interneuronen en GABAergic neuronen van de Nucleus reticularis thalami1. De Nucleus reticularis thalami is aanwezig als een schild tussen de thalamus en de cortex zodanig dat vezels projecteren van cortex naar thalamus en in de tegenovergestelde richting moet gaan door de Nucleus reticularis thalami2.

Retinogeniculate ingangen en corticogeniculate ingangen vertonen verschillende synaptische eigenschappen3,4,5,6,7,8. Retinogeniculate ingangen vormen grote terminals met meerdere release sites9,10. In tegenstelling, weergeven corticogeniculate ingangen kleine terminals met single release sites7. Bovendien, retinogeniculate synapsen effectief stimuleren actie potentialen van Relais neuronen ondanks het vormen slechts 5 − 10% van alle synapsen op Relais neuronen3,8,11. Het corticogeniculate synapsen dient daarentegen als modulator van retinogeniculate transmissies door het membraanpotentiaal van Relais neuronen12,13te beheersen.

Deze twee belangrijkste excitatory ingangen voor relay neuronen zijn ook functioneel verschillend. Een belangrijke verschil is de kortdurende depressie van retinogeniculate synapsen en de korte termijn vergemakkelijking van corticogeniculate synapsen3,5,8. Korte-termijn plasticiteit verwijst naar een fenomeen waarin de synaptische sterkte verandert wanneer de synaps herhaaldelijk actief is binnen een tijdsperiode van enkele milliseconden tot enkele seconden. Synaptic release waarschijnlijkheid is een belangrijke factor onderliggende plasticiteit op korte termijn. Synapsen, met een lage kans op initiële vrijgave, weergave van de korte termijn als gevolg van de opbouw van CA2 + in de presynapse en bijgevolg een toename van de kans op vrijgave wordt waargenomen bij herhaalde activiteit. In tegenstelling, synapsen met hoge release kans meestal weergegeven op korte termijn depressie als gevolg van de uitputting van Ready-releasable blaasjes14. Bovendien, desensibilisatie van postsynaptische receptoren draagt bij aan de korte-termijn plasticiteit in sommige hoge-release waarschijnlijkheid synapsen8,15. Hoge afgifte waarschijnlijkheid en desensibilisatie van α-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic zuur (AMPA) receptoren dragen bij aan de prominente kortdurende depressie van retinogeniculate synapsen. Daarentegen is de waarschijnlijkheid van lage afgifte ten grondslag aan de korte termijn versoepeling van de synapsen van het corticogeniculate.

Bij muizen komt het optische kanaal in de dorsale laterale geniculate Nucleus (dLGN) van de caudolaterale plaats, terwijl corticogeniculate vezels de dLGN rostroventraal binnenkomen. De afstand tussen de twee ingangen maakt het mogelijk voor het onderzoek van de individuele eigenschappen van twee zeer verschillende excitatory ingangen die op dezelfde cel. Hier bouwen we voort op en verbeteren we een eerder beschreven dissectie methode waarbij retinogeniculate en corticogeniculate vezels in acute hersen plakjes3bewaard blijven. We beschrijven dan het elektrofysiologisch onderzoek van Relais neuronen en stimulatie van retinogeniculate en corticogeniculate vezels met extracellulaire stimulatie elektroden. Tot slot bieden we een protocol voor het vullen van Relais neuronen met biocytine en daaropvolgende anatomische analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door het regerings toezichthoudend panel voor dierproeven van Rijnland-Palts.

1. oplossingen

  1. Oplossing voor dissectie
    1. Om excitotoxicity te verminderen, bereiden van een oplossing op basis van choline te worden gebruikt tijdens de dissectie zoals hier gepresenteerd (in mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 37,5 choline chloride, 25 NaHCO3, 1,25 Nah2po4, 0,5 CACL2, 7 MgCl2, en 25 glucose. Bereid de oplossing voor dissectie minder dan 1 week voor het experiment.
  2. Opname oplossing
    1. Bereid een kunstmatige cerebrale spinale vloeistof (ACSF) oplossing met (in mM): 125 NaCl, 25 NaHCO3, 1,25 Nah2PO4, 2,5 KCl, 2 CACL2, 1 MgCl2, en 25 glucose. Voeg 50 μM D-APV en 10 μM SR 95531 hydrobromide toe om N-methyl-D-aspartaat (NMDA) en GABAA -receptoren te blokkeren.
  3. Intracellulaire oplossing
    1. Bereid een intracellulaire oplossing met (in mM): 35 CS-gluconaat, 100 CsCl, 10 HEPES, 10 EGTA, en 0,1 D-600 (methoxyverapamil hydrochloride). Stel de pH in op 7,3 met CsOH. Filter, aliquot, en bewaar de stamoplossing bij-20 °C tot het gebruik.

2. dissectie

  1. Bereid twee segment kamers voor, waarvan één gevuld is met 100 mL van de dissectie oplossing en de andere met 100 mL opname oplossing. Plaats de twee bekers in een waterbad (37 °c) en bel de oplossingen met Manager gedurende ten minste 15 minuten voor de dissectie.
  2. Vul een plastic beker met 250 mL van de nabije ijskoude (maar niet bevroren) dissectie oplossing. Bel met Manager ten minste 15 minuten voor gebruik.
  3. Vul een plastic Petri schaal (100 mm x 20 mm), waarin de hersen sectie wordt uitgevoerd, met de koude dissectie oplossing. Plaats een stukje filtreerpapier in de deksel van de Petri schaal.
  4. Koel de dissectie kamer van de vibratome af.
  5. Anesthetiseer een muis met 2,5% isoflurane, bijvoorbeeld in de muis kooi. Zodra de muis reageert niet op een staart knijpen, onthooi de muis in de buurt van de cervicale Medulla en dompel het hoofd in de ijskoude dissectie oplossing in de basis van de Petri schaal.
  6. Snijd de huid van het hoofd van caudal naar nasaal en houd het lateraal met de vingers om de schedel bloot te leggen. Om de voor hersenen uit te nemen, snijd eerst de schedel samen met de posterieure-anterieure middenlijn en snijd vervolgens twee keer door de coronale hechting en lambdoïde hechtdraad (Figuur 1a).
  7. Verwijder de schedel tussen de coronale hechting en lambdoïde hecht zodanig dat de hersenen wordt blootgesteld. Snijd de olfactorische bol en scheid de voor hersenen van de middenhersenen met een fijn mes (Figuur 1b). Verwijder de hersenen van de schedel met een dunne spatel en plaats deze op het filtreerpapier in de deksel van de Petri schaal.
    Opmerking: de stappen 2,6 en 2,7 moeten zo snel mogelijk worden uitgevoerd om de celdood te verminderen.
  8. Om de integriteit van de sensorische en corticale ingangen van de dLGN in het hersen segment te behouden, scheidt u de twee hemisferen met een parasagitale snede met een hoek van 3 − 5 ° (figuur 1c,D). Droog de Mediolaterale vlakken van de twee hersenhelften door ze op het filtreerpapier te plaatsen en lijm ze vervolgens op de snij fase met een hoek van 10 − 25 ° van het horizontale vlak (Figuur 1e).
  9. Plaats het podium in het midden van de metalen buffer lade en giet de rest van de ijskoude dissectie oplossing voorzichtig in de buffer lade. Voer deze stap zorgvuldig uit omdat een sterke giet de geplakte hersenen kan verwijderen (Figuur 1f).
  10. Plaats de buffer lade in de ijskoude lade, die helpt bij het handhaven van de lage temperatuur tijdens het dissectie. Snijd 250 μm schijfjes met een scheermesje met een snelheid van 0,1 mm/s en een amplitude van 1 mm.
  11. Houd de plakjes in de vasthoud kamer gevuld met zuurstofrijk dissectie oplossing bij 34 °c gedurende ongeveer 30 minuten en laat vervolgens de plakjes herstellen in de opname oplossing bij 34 °c voor nog eens 30 minuten.
  12. Na het herstel, verwijder de plak kamer uit het waterbad en bewaar de schijfjes op kamertemperatuur (RT) totdat het in experimenten wordt gebruikt.

3. elektrofysiologie

  1. Trek pipetten met behulp van borosilicaatglas capillairen en een filament puller. Houd de weerstand van de opname pipetten bij 3 − 4 MΩ bij. Trek stimulerende pipetten aan met hetzelfde protocol, maar breek de punt iets na het trekken om de diameter te vergroten. Vul de opname pipetten met de intracellulaire oplossing en biocytine, en vul stimulerende pipetten met de opname oplossing.
  2. Plaats de plakjes in de opname kamer en parfumeer de plakjes continu met een zuurstofopname oplossing bij RT. Controleer alle segmenten en selecteer degene die een intact optisch kanaal weergeven.
  3. Visualiseer het segment en de cellen met een rechtopstaande Microscoop die is uitgerust met een infrarood differentieel interferentie contrast (IR-DIC) video microscopie.
    Opmerking: Relais neuronen onderscheiden zich van de onderlinge neuronen door hun grotere Soma-grootte en meer primaire dendrites (takken die uit het SOMA komen). Interneuronen tonen bipolaire morfologie met een kleiner Soma.
  4. Plaats de stimulerende pipet op het segment voordat u de cel patchen met de opname pipet. Om retinogeniculate synapsen te onderzoeken, plaatst u de stimulerende pipet direct op het optische kanaal, waar de axon-vezels van retinale ganglioncellen worden gebundeld (Figuur 2a). Voor het analyseren van corticogeniculate synapsen, plaats de stimulerende elektrode op de Nucleus reticularis thalami, die is rostroventrally grenzend aan de dLGN (Figuur 2b).
  5. Zodra de opname pipet in de opname oplossing is ondergedompeld, moet u een 5 mV-spannings stap toepassen om de pipet weerstand te bewaken. Stel het vasthoud potentieel in op 0 mV en Annuleer de offset potentiaal zodat de houd stroom 0 pA is.
  6. Benader de cel met de opname pipet terwijl u positieve druk toepast. Wanneer de pipet in direct contact is met het celmembraan, laat u de positieve druk los en stelt u de vasthoud potentiaal in op-70 mV. Breng een lichte negatieve druk aan om de celmembraan aan de glazen pipet toe te voegen, zodat een dichting van gigaohm (weerstand > 1 GΩ) ontstaat. De pipet capaciteit compenseren en de cel openen door toepassing van negatieve drukpulsen.
  7. Om de synaptische functie te onderzoeken, 0,1 MS stroom pulsen (ca. 30 μA) toepassen via de stimulatie pipet. Als er geen synaptische responsen worden waargenomen, moeten de stimulerende pipetten mogelijk worden vervangen. Wees voorzichtig tijdens het plaatsen van de stimulerende pipetten op een andere positie, zodat de opgenomen cel niet verloren gaat.
    Opmerking: in het voorbeeld opnames getoond in Figuur 2, synaptische korte-termijn plasticiteit werd onderzocht door het stimuleren van het optische tractus of corticogeniculate vezels tweemaal met 30 MS Inter-stimulus intervallen. De gepaarde pulsratio (PPR) werd berekend door de amplitude van de tweede excitatory postsynaptisch Current (EPSC) te delen door die van de eerste EPSC (EPSC2/EPSC1). Elk stimulatie protocol werd 20 keer herhaald. De amplitude van de EPSC werd gemeten vanaf de gemiddelde stromingen van de 20 sweeps. Het tijdsinterval tussen elke herhaling was ten minste 5 s om te voorkomen dat op korte termijn plasticiteit geïnduceerd door de herhalingen.
  8. Bewaak de serieweerstand continu door een 5-mV spannings stap toe te passen. Gebruik alleen de cellen met de serieweerstand kleiner dan 20 MΩ voor analyse.

4. biocytine labeling

  1. Houd de configuratie van de hele cel gedurende ten minste 5 min om de diffusie van biocytine in de distale dendrites mogelijk te maken.
  2. Verwijder na het opnemen de pipet voorzichtig uit de cel zodat de Soma niet wordt vernietigd.
    Opmerking: als er meer dan één cel op één segment is vastgelegd, moeten hun soma's voldoende weg zijn van hun naburige cellen. Zorg ervoor dat de dendrites uit verschillende cellen niet interfereren met elkaar tijdens de beeldvorming.
  3. Bereid een 24-Well celkweek plaat voor. Vul elk goed met 300 μL van 4% Paraformaldehyde (PFA). Wees voorzichtig om niets te besmetten met PFA dat in contact zal komen met de segmenten die moeten worden opgenomen.
  4. Breng de segmenten van de opname kamer over naar de PFA-bevattende plaat met een rubberen pipet en bevestig de sneetjes 's nachts. Zorg ervoor dat de pipet altijd wordt verhinderd door PFA-besmetting.
    Let op: Draag altijd handschoenen en gebruik een chemische kap bij het manipuleren van PFA.
  5. Na het fixeren van sneetjes in PFA, vervangt u PFA door fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Bewaar de segmenten in PBS bij 4 °C voor toekomstige verwerking (minder dan 2 weken).
  6. Was de plakjes met verse PBS 3 keer (10 min elke wasbeurt).
  7. Blokkeer niet-specifieke binding sites door de segmenten in de blokkerende oplossing (0,2% niet-ionische oppervlakte-actieve stof en 5% boviene serumalbumine in PBS) voor 2 uur op RT op een rondschudapparaat te bebroed.
  8. Gooi de blokkerende oplossing weg. Inbroed de plakjes met streptavidin-Alexa 568 verdund in de blokkerende oplossing (1:1000) bij 4 °C 's nachts op een rondschudapparaat.
  9. Gooi de antilichaam oplossing weg en spoel de schijfjes 3 keer met PBS gedurende 10 min bij RT op een rondschudapparaat. Was de schijfjes met kraanwater voor de montage.
  10. Plaats de segmenten van de ene muis op de andere met een glazen schuif. Zorg ervoor dat de gekleurde cellen aanwezig zijn op het bovenste oppervlak van de segmenten. Absorbeer het water rond de plakjes met weefsels en laat de schijfjes ongeveer 15 minuten drogen.
  11. Breng twee druppels afdekmedium aan op elk segment. Monteer een dekglaasje op de glijbaan zonder luchtbellen te produceren.
  12. Bewaar de gelabelde segmenten na visualisatie met een confocale Microscoop op 4 °C.

5. cellulaire beeldvorming en wederopbouw

  1. Scan segmenten met een confocale Microscoop en gebruik de bijbehorende software voor analyse.
  2. De fluorescentie bij 561 nm prikkelen.
  3. Het beeld van de segmenten met 0,7 numerieke diafragma (NA), olie-onderdompeling doel.
  4. Pas de beoogde cel in het midden van de weergave aan en pas een vergroting van 2,5 keer toe.
  5. De Z-stack gegevenssets om te scannen van de hele neuron met de volgende parameters renderen: Format = 2.550 x 2.550 pixels, scanfrequentie = 400 Hz, Z-nummer = 40. voxel grootte was rond 0,1211 x 0,1211 x 1,8463 μm3.
  6. Semi-automatisch traceren van de neuronen met behulp van een neuronale reconstructie software (bijvoorbeeld, NeuronStudio). Een voorbeeld van een 3D-getraceerd Relais neuron wordt weergegeven in Figuur 3b.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De segment voorbereiding van dLGN met de retinogeniculate en de corticogeniculate trajecten wordt getoond onder een 4x doelstelling (Figuur 2). Axonen van retinale ganglioncellen bundelen elkaar in het optische kanaal (Figuur 2). De stimulerende pipet werd geplaatst op het optische kanaal voor het opwekken van retinogeniculate Synapse-gemedieerde stroom (Figuur 2a) en op Nucleus reticularis thalami v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

We beschrijven een verbeterd protocol op basis van een eerder gepubliceerde methode3, die het mogelijk maakt voor het onderzoek naar de hoge waarschijnlijkheid van het vrijgeven van retinogeniculate synapsen en een lage waarschijnlijkheid van het vrijkomen van corticogeniculate synapsen uit hetzelfde segment. Dit is van groot belang, omdat deze twee ingangen met elkaar omgaan om de visuele signaaloverdracht te moduleren: retinogeniculate-ingangen zijn de belangrijkste excitatory-aandrijving van Re...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door de German Research Foundation (DFG) binnen het collaborative Research Center (SFB) 1134 "functionele ensembles" (J.v.E. en X.C.) en de Research Grant EN948/1-2 (J.v.E.).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Versterker HEKA ElektronikEPC 10 USB Double patch clamp versterker
BiocytineSigma-AldrichB4261-250MG
CaCl2EMSURE1.02382.1000
choline chlorideSigma-AldrichC1879-1KG
Confocal Laser Scanning MicroscoopLeica MicrosystemsTCS SP5
CsClEMSURE1.02038.0100
Cs-gluconaatZelf-bereidAangezien er geen commercieel Cs-gluconaat was, hebben we het zelf bereid 
D-600 Sigma-AldrichM5644-50MGmethoxyverapamil hydrochloride
D-APV Biotrend BN0085-100NMDA-receptor antagonist
Digitale camera voor microscoopOlympusXM10
EGTASERVA11290.02
ForeneAbbvie2594.00.00isofluraan
GlucoseSigma-Aldrich49159-1KG
HEPESROTH9105.2
High Current Stimulus IsolatorWorld Precision InstrumentsA385
KClEMSURE1.04936.1000
MgCl2EMSURE1.05833.0250
MicromanipulatorenLuigs & NeumannSM7
MiroscopeOlympusBX51
montage medium ThermoFisher ScientificP36930Prolong Gold Invitrogen
NaClROTH3957.1
NaH2PO4EMSURE1.06346.1000
NaHCO3EMSURE1.06329.1000
PipetHilgenberg1807502
PullerSutter P-1000
scheermesje Personna 60-0138
Semi-automatische VibratomeLeica  BiosystemsVT1200S
SR 95531 hydrobromide Biotrend AOB5680-10GABAA-receptor antagonist 

Referenties

  1. Guido, W. Development, form, and function of the mouse visual thalamus. Journal of Neurophysiology. 120, 211-225 (2018).
  2. Guillery, R. W., Feig, S. L., Lozsadi, D. A. Paying attention to the thalamic reticular nucleus. Trends in Neurosciences. 21, 28-32 (1998).
  3. Turner, J. P., Salt, T. E. Characterization of sensory and corticothalamic excitatory inputs to rat thalamocortical neurones in vitro. The Journal of Physiology. 510 (3), 829-843 (1998).
  4. Lindstrom, S., Wrobel, A. Frequency dependent corticofugal excitation of principal cells in the cat's dorsal lateral geniculate nucleus. Experimental Brain Research. 79, 313-318 (1990).
  5. Granseth, B., Ahlstrand, E., Lindstrom, S. Paired pulse facilitation of corticogeniculate EPSCs in the dorsal lateral geniculate nucleus of the rat investigated in vitro. The Journal of Physiology. 544, 477-486 (2002).
  6. Hamos, J. E., Van Horn, S. C., Raczkowski, D., Uhlrich, D. J., Sherman, S. M. Synaptic connectivity of a local circuit neurone in lateral geniculate nucleus of the cat. Nature. 317, 618-621 (1985).
  7. Kielland, A., et al. Activity patterns govern synapse-specific AMPA receptor trafficking between deliverable and synaptic pools. Neuron. 62, 84-101 (2009).
  8. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28, 955-966 (2000).
  9. Budisantoso, T., Matsui, K., Kamasawa, N., Fukazawa, Y., Shigemoto, R. Mechanisms underlying signal filtering at a multisynapse contact. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32, 2357-2376 (2012).
  10. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The Fuzzy Logic of Network Connectivity in Mouse Visual Thalamus. Cell. 165, 192-206 (2016).
  11. Usrey, W. M., Reppas, J. B., Reid, R. C. Paired-spike interactions and synaptic efficacy of retinal inputs to the thalamus. Nature. 395, 384-387 (1998).
  12. Steriade, M., Jones, E. G., McCormick, D. A. Thalamus. , (1997).
  13. Wang, W., Jones, H. E., Andolina, I. M., Salt, T. E., Sillito, A. M. Functional alignment of feedback effects from visual cortex to thalamus. Nature Neuroscience. 9, 1330-1336 (2006).
  14. Zucker, R. S., Regehr, W. G. Short-term synaptic plasticity. Annual Review of Physiology. 64, 355-405 (2002).
  15. Chen, C., Blitz, D. M., Regehr, W. G. Contributions of receptor desensitization and saturation to plasticity at the retinogeniculate synapse. Neuron. 33, 779-788 (2002).
  16. Chen, X., Aslam, M., Gollisch, T., Allen, K., von Engelhardt, J. CKAMP44 modulates integration of visual inputs in the lateral geniculate nucleus. Nature Communications. 9, 261(2018).
  17. Krahe, T. E., El-Danaf, R. N., Dilger, E. K., Henderson, S. C., Guido, W. Morphologically distinct classes of relay cells exhibit regional preferences in the dorsal lateral geniculate nucleus of the mouse. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 17437-17448 (2011).
  18. von Engelhardt, J., et al. CKAMP44: a brain-specific protein attenuating short-term synaptic plasticity in the dentate gyrus. Science. 327, 1518-1522 (2010).
  19. Khodosevich, K., et al. Coexpressed auxiliary subunits exhibit distinct modulatory profiles on AMPA receptor function. Neuron. 83, 601-615 (2014).
  20. Farrow, P., et al. Auxiliary subunits of the CKAMP family differentially modulate AMPA receptor properties. eLife. 4, e09693(2015).
  21. Rafols, J. A., Valverde, F. The structure of the dorsal lateral geniculate nucleus in the mouse. A Golgi and electron microscopic study. The Journal of Comparative Neurology. 150, 303-332 (1973).
  22. Hauser, J. L., Liu, X., Litvina, E. Y., Chen, C. Prolonged synaptic currents increase relay neuron firing at the developing retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 112, 1714-1728 (2014).
  23. Hooks, B. M., Chen, C. Distinct roles for spontaneous and visual activity in remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 52, 281-291 (2006).
  24. Liu, X., Chen, C. Different roles for AMPA and NMDA receptors in transmission at the immature retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 99, 629-643 (2008).
  25. Govindaiah, G., Cox, C. L. Metabotropic glutamate receptors differentially regulate GABAergic inhibition in thalamus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 26, 13443-13453 (2006).
  26. Fogerson, P. M., Huguenard, J. R. Tapping the Brakes: Cellular and Synaptic Mechanisms that Regulate Thalamic Oscillations. Neuron. 92, 687-704 (2016).
  27. Jacobsen, R. B., Ulrich, D., Huguenard, J. R. GABA(B) and NMDA receptors contribute to spindle-like oscillations in rat thalamus in vitro. Journal of Neurophysiology. 86, 1365-1375 (2001).
  28. Kulik, A., et al. Distinct localization of GABA(B) receptors relative to synaptic sites in the rat cerebellum and ventrobasal thalamus. The European Journal of Neuroscience. 15, 291-307 (2002).
  29. Gutierrez, C., Cox, C. L., Rinzel, J., Sherman, S. M. Dynamics of low-threshold spike activation in relay neurons of the cat lateral geniculate nucleus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21, 1022-1032 (2001).
  30. Armstrong, C. M., Gilly, W. F. Access resistance and space clamp problems associated with whole-cell patch clamping. Methods in Enzymology. 207, 100-122 (1992).
  31. White, J. A., Sekar, N. S., Kay, A. R. Errors in persistent inward currents generated by space-clamp errors: a modeling study. Journal of Neurophysiology. 73, 2369-2377 (1995).
  32. Clay, J. R., Shlesinger, M. F. Analysis of the effects of cesium ions on potassium channel currents in biological membranes. Journal of Theoretical Biology. 107, 189-201 (1984).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Nucleus geniculatus lateralisretinogeniculair synapsencorticogeniculair synapsenacute hersenplakjeselektrofysiologische registratiestimulatie van het tractus opticusnucleus reticularis thalamipatchclamptechniekbiocytine labelingconfocale microscopie
Elektrofysiologische onderzoeken van Retinogeniculate en Corticogeniculate Synapse functie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.