Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Generatie van een lever Orthotopic humaan Ukalfs melanoom xenograft platform in Immunodeficiënte muizen

8.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/59941

⸱

6 november 2019

 ,  , 
1Department of Diagnostic and Interventional Radiology, Osaka City University Graduate School of Medicine, 2Department of Surgery, National Hospital Organization, Kure Medical Cancer Center, 3Department of Medical Oncology, Sidney Kimmel Cancer Center, Thomas Jefferson University

In dit artikel

Samenvatting

Orthotopic humane lever gemetastaseerde ukalfs melanoom xenotransplantaatmodellen is Muismodellen werden gemaakt met behulp van chirurgische orthotopic implantatie technieken met patiënt-afgeleide tumor Brok en naald injectietechnieken met gekweekte menselijke ukalfs melanoom cellijnen.

Samenvatting

In de afgelopen decennia, subcutaan geïmplanteerde patiënt-afgeleide xenotransplantaat tumoren of gekweekte menselijke cellijnen zijn steeds meer representatieve modellen te bestuderen van menselijke kankers in immunodeficiënte muizen dan de traditionele gevestigde menselijke cel lijnen in vitro. Onlangs, orthotopisch geïmplanteerd patiënt-afgeleide tumor xenotransplantaatmodellen is (PDX) modellen in muizen zijn ontwikkeld om beter te repliceren kenmerken van patiënt tumoren. Een lever orthotopic xenotransplantaatmodellen is muismodel wordt verwacht dat een nuttig kankeronderzoek platform, het verstrekken van inzichten in de tumor biologie en medicamenteuze therapie. Echter, lever orthotopic tumor implantatie is over het algemeen ingewikkeld. Hier beschrijven we onze protocollen voor de orthotopic implantatie van patiënten afgeleide lever-gemetastaseerde ukalfs melanoom tumoren. We gekweekte menselijke lever gemetastaseerde ukalfs melanoom cellijnen in immunodeficiënte muizen. De protocollen kunnen resulteren in consistent hoge technische succespercentages met behulp van ofwel een chirurgische orthotopic implantatie techniek met stukjes van patiënt afgeleide ukalfs melanoom tumor of een naald injectietechniek met gekweekte menselijke cellijn. We beschrijven ook protocollen voor CT-scanning om inwendige lever tumoren te detecteren en voor re-implantatie technieken met behulp van cryopreserved tumoren om re-engraftment te bereiken. Samen bieden deze protocollen een beter platform voor lever orthotopic tumor Muismodellen van lever gemetastaseerd ukalfs melanoom in translationeel onderzoek.

Inleiding

Ukalfs melanoom is de meest voorkomende intraoculaire maligne tumor onder volwassenen in de westerse wereld. Gedurende de afgelopen 50 jaar is de incidentie van ukalfs melanoom (5,1 gevallen per miljoen) in de Verenigde Staten1,2stabiel gebleven. Ukalfs melanoom ontstaat uit melanocyten in de Iris, Ciliaire lichaam, of choroïde, en het is een extreem dodelijke ziekte bij het ontwikkelen van metastasen. Het sterftecijfer van patiënten met uveale melanoom metastasen was 80% na 1 jaar en 92% na 2 jaar na de initiële diagnose van de uitzaaiingen. De tijd tussen de diagnose van metastasen en de dood is meestal kort, minder dan 6 maanden, zonder betrekking tot therapie3,4. De kanker verspreidt zich door het bloed en neigt naar een dominante metastaseren naar de lever (89-93%)4,5. Een effectief muismodel is dringend nodig voor verder onderzoek van levermetastatische ukalfs melanoom. Voor translationeel onderzoek is er een duidelijke vraag om een in de lever gelokaliseerd gemetastaseerd ukalfs melanoom muismodel te genereren.

Patiënten afgeleide tumor xenotransplantaatmodellen is (PDX) Muismodellen worden verwacht om geïndividualiseerde geneeskunde strategieën te bieden. Deze modellen kunnen voorspellend zijn voor klinische uitkomsten, bruikbaar zijn voor de evaluatie van preklinische geneesmiddelen en worden gebruikt voor biologische studies van tumoren6. Representatieve PDX-modellen zijn ectopisch tumor-geïmplanteerde xenotransplantaatmodellen is-muizen, die tumor hebben op subcutane plaatsen. De meeste onderzoekers kunnen een operatie doen voor subcutane implantatie zonder speciale praktijk7,8. Ze kunnen ook subcutane tumoren gemakkelijk bewaken. Hoewel subcutane PDX-modellen populair werden in de onderzoeksfase, hebben ze een aantal hindernissen in het praktisch gebruik. Subcutane implantatie dwingt patiënten afgeleide tumoren om te graveren in een andere micro-omgeving van de tumor oorsprong, zodat het leidt tot engraftment falen en langzame tumorgroei 9,10,11, 12,13,14. Orthotopic engraftment kan een meer ideale en rationele benadering zijn voor een PDX-model omdat het hetzelfde orgel gebruikt als de oorspronkelijke tumor15,16.

Onlangs ontwikkelden we protocollen voor chirurgische orthotopic implantatie technieken van patiënten afgeleide lever-gemetastaseerde ukalfs melanoom tumoren en naald injectietechnieken met een gekweekte humane lever-gemetastaseerde ukalfs melanoom cellijn in NOD. CG-prkdcscidIl2rgtm1Wjl/szj (NSG) muizen17,18. De protocollen resulteren in consistent hoge technische succespercentages. We hebben ook CT-scantechnieken vastgesteld die nuttig zijn om inwendige lever tumoren te detecteren, en we ontwikkelden opnieuw implantatie van cryopreserved tumoren in het PDX-platform. We vonden dat ukalfs vlees melanoom tumor xenotransplantaatmodellen is modellen de kenmerken van de oorspronkelijke patiënt lever tumor behouden, met inbegrip van hun histopathologische en moleculaire kenmerken. Samen bieden deze technieken een beter platform voor lever orthotopic tumor modellen voor ukalfs melanoom in translationeel onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Patiënten die deelnamen aan de studie dienen schriftelijke toestemming te geven voor het gebruik van afgedankte chirurgische monsters voor onderzoeksdoeleinden en genetische studies, volgens een goedgekeurd Protocol van een institutioneel herzienings Comité. Dit protocol werd uitgevoerd in strikte overeenstemming met de aanbevelingen in de gids voor de verzorging en het gebruik van laboratoriumdieren van de National Institutes of Health en goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC).

1. inzameling van vers van de patiënt afkomstige tumor weefsel

  1. Verkrijgen van patiënt afgeleide tumorweefsel van chirurgie of een naald biopsie in een operatiekamer van het ziekenhuis.
  2. Plaats het tumorweefsel in een 100 mL container met Hanks ' balanced salt solution (HBSS) oplossing op ijs.
  3. Breng het weefsel over in een steriele kap (bioveiligheidsniveau 2) in een laboratorium.
  4. Ga zo snel mogelijk naar stap 2.
    Opmerking: Om veiligheidsredenen, patiënten met bekende HIV-of hepatitis B-of C-infecties uitsluiten.

2. verwerking van vers van de patiënt afkomstige tumor weefsel

  1. Plaats het weefsel in een buis van 50 mL met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) op ijs. Voor het wassen van het weefsel, voeg PBS in de buis en gooi PBS uit de buis twee keer.
  2. Breng het weefsel over in een Petri schaaltje met PBS op ijs.
  3. Verwijder de necrotische delen van het weefsel met behulp van steriele Tang en schaar. Houd het weefsel vochtig en koud tijdens stappen 2,3 tot 2,5. Voor monsters met een naald biopsie slaat u stap 2,3 en 2,5 over en knipt u de monsters niet.
    Opmerking: Het necrotische weefsel breekt vaak gemakkelijk uit elkaar wanneer het wordt aangeraakt.
  4. Snijd het weefsel in 1 mm3 blokjes voor implantatie van de chirurgische lever.
  5. Snijd de rest van het weefsel in 2 mm blokjes in de Petri schaal.
  6. Breng ze over naar een 1,7 mm micro tube met 4% formaline voor histologische analyse en naar een andere buis voor genomische en proteomische analyse.
  7. Zet de microbuisjes in een vloeibare stikstof pot met vloeibare stikstof. Breng de buizen over naar een vriezer van 80 °C voor permanente opslag.
    Opmerking: De tijd tussen het verwijderen van de monsters van de patiënt en de weefsel verwerking mag niet langer zijn dan 30 minuten.

3. chirurgische lever implantatie met patiënt-afgeleide tumor weefsel

  1. Spray alle voorwerpen die in de motorkap komen voor chirurgie met 70% ethylalcohol.
    Opmerking: Dit omvat chirurgische instrumenten, verwarmings pads, en anesthesie machines.
  2. Meet het gewicht van een wattenstaafje en een stof blad.
  3. Anesthetiseer een muis met een 3 – 5% Isofluraan vaporizer door deze in de inductie kamer te plaatsen.
  4. Zodra de muis volledig verdoiiseerd, plaats het in rugligging op een verwarmingskussen. Plaats de isofluranekegel op de snuit van de muis om 1,5 – 3% Isofluraan te inhaleren voor het onderhoud van de anesthesie.
    Opmerking: De muis moet tijdens de gehele procedure op het verwarmingspaneel staan. Gebrek aan verwarming kan hypothermie veroorzaken.
  5. Bevestig de juiste anesthesie door geen reactie wanneer de voet van de muis wordt geprikt met ultradunne Tang.
  6. Injecteer buprenorfine (0,6 mg/kg) subcutaan op de flank met een 27 G naald op een micro spuit voor de operatie.
  7. Breng 70% ethylalcohol aan op de buik en verdeel de vacht naar boven en naar beneden. Bevestig, na het verspreiden van de vacht, een eenvoudigere visualisatie van de huid onder het linker subcostale gebied voor een gemakkelijkere snede. Scheer de vacht niet uit de buik.
    Opmerking: De vacht zal de incisieplaats na de operatie te verbergen en te voorkomen dat de muis krassen op de incisie post operatie. U echter de vacht scheren om infectie van de incisieplaats volgens de institutionele normen te voorkomen.
  8. Breng jodium en laat het worden geabsorbeerd in de huid.
  9. Plaats een steriele chirurgische draperen met een gat van 2 cm op de muis.
  10. Til de buikhuid op met gebogen ultrafijne Tang en maak een 1 cm dwarse linker subcostale huid incisie met gebogen schaar.
  11. Steek de punt van de gebogen schaar onder de huid van de incisie en open ze lichtjes om peritoneum van de huid te scheiden. Trek de schaar uit de incisie met gesloten messen.
    Opmerking: Het openen en sluiten van een schaar in de muis kan schade en bloedingen veroorzaken.
  12. Zoek de lever onder het peritoneum. Bevestig een donkere roodachtige kleur door het peritoneum.
  13. Met gebogen schaar, maak een 1 cm dwarse incisie in het peritoneum. Als een peritoneale slagader uit de snijkant bloedingen, onmiddellijk stoppen met het bloeden met cauterie.
  14. Grijp vetweefsel met behulp van gebogen ultrafijne-Tang met één hand, steek de rand van een wattenstaafje onder de linker leverkwab en rol het wattenstaafje naar beneden met de andere hand om de lever uit te brengen.
    Opmerking: Het grijpen van vetweefsel is belangrijk om ervoor te zorgen dat het vetweefsel niet aan het wattenstaafje blijft kleven.
  15. Exteriorize de lever op de wattenstaafje en plaats de lever op een niet-geweven absorberende stof blad.
    Opmerking: De stof plaat speelt twee essentiële rollen in het stabiliseren van de lever en het absorberen van bloedingen.
  16. Maak een incisie 5 mm in de breedte en diepte met behulp van een steriel No. 11 scalpel blad om een zak in het parenchym te vormen, terwijl u zachtjes op de incisieplaats met het wattenstaafje drukt.
    1. Steek het mes parallel met het oppervlak van de lever en snijd horizontaal.
    2. Druk op de incisieplaats met het wattenstaafje om een bloeding te stoppen.
      Opmerking: Houd het blad niet verticaal, anders breekt u door de lever en verwonden grote vaten in het midden van de lever.
  17. Rol het wattenstaafje omhoog om de incisieplaats te openen en implantaat een 1 mm3 kubus van tumorweefsel in de zak met gebogen ultrafijne Tang. Trek de Tang tijdens het rollen van de wattenstaafje in omgekeerde rotatie en druk omlaag.
    Opmerking: Het indrukken van de incisieplaats met het wattenstaafje terwijl het intrekken van de Tang helpt om verplaatsing van de tumor in de zak te voorkomen.
  18. Neem voorzichtig het wattenstaafje van de incisieplaats na de implantatie. Ga zo snel mogelijk verder naar stap 3,19.
  19. Zet een absorbeerbare hemostat op de incisieplaats.
  20. Bevestig hemostase. Als bloeden aanhoudt, voeg meer hemostat op de incisie site.
  21. Schil de lever van de stof plaat met een tang (bij voorkeur bot-ended) en zet de lever terug in de buikholte.
  22. Hecht peritoneum met dubbele ligatuur met gebruikmaking van 5-0 absorbabele hechtdraad.
  23. Hecht huid met drievoudige ligatuur met 5-0 absorbabele hechtdraad.
    Opmerking: Drievoudige ligatuur helpt om te voorkomen dat chirurgische incisie dehiscentie.
  24. Observeer de muis totdat deze volledig wakker is en zet hem terug in de kooi.
  25. Meet het gewicht van het wattenstaafje en de stof plaat met bloed voor bloeden volume tijdens de operatie. Vergelijk ze met hun originele gewichten voor de operatie. Verminder bloedingen tijdens de operatie tot minder dan 10% van het circulerende bloed volume in de muis.

4. verzamelen en verwerken van gekweekte humane lever metastatische Ukalfs melanoom cellijn

  1. Bereid gekweekte cellen.
  2. Verzamel cellen en bereken het celnummer met behulp van een celteller.
  3. Bereid een passende hoeveelheid celsuspensie voor 10,0 x 106 cellen in een buis van 15 ml.
  4. Draai de buis op 300 x g gedurende 5 minuten in een centrifuge bij kamertemperatuur.
  5. Verwijder de supernatant in de buis van 15 mL. Laat de celpellet aan de onderkant van de buis.
  6. Voeg 50 μL RPMI 1640 medium toe aan een buis van 1,7 mL.
  7. Snijd de punt van een 200 μL tip met een schaar om de opening van de tip te vergroten.
  8. Voeg 60 μL kelder membraan matrix toe met behulp van een pipet met de snijpunt in de 1,7 mL buis met RPMI.
  9. Meng RPMI en matrix in de buis van 1,7 mL. Vortex.
  10. Voeg 110 μL van het mengsel toe aan de celpellet in de buis van 15 mL. Breng de celsuspensie over in een nieuwe tube van 1,7 mL.
  11. Houd de buis op het ijs voor de injectie van de naald.

5. chirurgische naald implantatie van gekweekte menselijke lever gemetastaseerd Ukalfs melanoom cellijn in de lever

  1. Volg het bovenstaande Protocol van de stappen 3,1 tot en met 3,15.
  2. Verzamel de celsuspensie met een micro spuit met een 27 G naald.
  3. Steek de naald langs het oppervlak van de lever en vooruit de punt van de naald 5 mm dieper.
  4. Injecteer 20 μL celsuspensie in de lever.
  5. Cauteriseren het invoegpunt van de lever om te voorkomen dat de geïnjecteerde cellen lekken uit. Bevestig hemostase.
  6. Volg het bovenstaande Protocol van de stappen 3,21 tot en met 3,24.

6. CT-scan

  1. Plaats de muis in een fixator in de toestand wakker.
  2. Veeg de staart af met een steriel alcoholdoekje voor desinfectie en vasodilatatie.
  3. Injecteer 100 μL CT-contrastmiddel via de staart ader met een 27 G-naald op een 1 mL spuit.
  4. Wacht 4 uur na de injectie voordat u de CT-scan neemt.
    Opmerking: Het duurt 4 uur totdat de agent wordt overgenomen door de lever Kupffer cellen.
  5. Vier uur na de injectie, anesthetiseer de tumor-dragende muis met 3 – 5% verdampte Isofluraan door het in de inductie kamer te plaatsen.
  6. Zodra de muis volledig verdoving is, plaatst u deze in de liggende positie op een CT. plaats de isofluraneconus op de snuit van de muis om 1,5 – 3% Isofluraan te inhaleren voor het onderhoud van de anesthesie.
  7. Bevestig de juiste anesthesie door geen reactie wanneer de voet van de muis wordt geprikt met ultradunne Tang.
  8. Neem een CT-scan voor 15 min.
  9. Zorg ervoor dat de muis totdat deze volledig is ontwaakt na de CT-scan en zet het terug in de kooi.
  10. Evalueer voor het bestaan van tumor en meet de tumorgrootte op de CT-beelden.
    Opmerking: Het contrastmiddel verbetert de normale leverparenchym, zodat het is gemakkelijk te herkennen van niet-verbeterde tumor. De galblaas en de maag niet verkeerd interpreteren als tumor.

7. oogst-en verwerkings weefsel

  1. Euthanize muizen met behulp van CO2 gevolgd door cervicale dislocatie door het plaatsen van de wijsvinger en duim achter de schedel en het trekken van het lichaam door de voet van de staart. Ga zo snel mogelijk verder naar stap 7,2.
  2. Plaats de muis in rugligging en spuit de buik met 70% ethylalcohol.
  3. Gebruik steriele Tang en steriele schaar om een 3-cm dwarse incisie onder het xifoïde proces te maken om de buikorganen bloot te leggen.
  4. Accijns het tumorweefsel en voer stappen 2,1 naar 2,2.
  5. Snijd de rest van de tumor in 2 mm blokjes in de Petri schaal.
  6. Breng ze over naar een cryogene buis met cryomedium voor re-implantatie na cryopreservation.
  7. Plaats de buisjes in een cryogene Vries container gevuld met isopropanol.
  8. Breng de container over naar een vriezer van 80 °C voor tijdelijke opslag. Zet de cryotubes niet met cryomedium rechtstreeks in een vloeibare stikstof tank. Vries ze langzaam met een koelsnelheid van-1 °C/min om het tumorweefsel te behouden.
  9. De volgende dag, breng de buizen in een vloeibare stikstof tank voor permanente opslag.

8. herimplantatie

  1. Houd buizen bevroren in een vloeibare stikstof pot met vloeibare stikstof tot het implantaat weefsel klaar is. Minimaliseer de blootstelling van het weefsel op kamertemperatuur om de levensvatbaarheid te behouden en de kans op engraftment te vergroten.
  2. Ontdooien buis in een waterbad van 37 °C.
  3. Voer de stappen 2.2 – 2.4 uit.
  4. Implantaat de ontdooide tumor in muizen zoals beschreven in de stappen 3.1 – 3.24.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Chirurgische orthotopic implantatie met behulp van de lever Pocket methode kan menselijke lever metastatische ukalfs melanoom tumor in de lever van de muis met een hoog succespercentage van 80% binnen zes maanden transplantatie. De xenotransplantaatmodellen is tumor engrafts in de lever als een eenzame tumor zonder dochter knobbeltjes (Figuur 1 en Figuur 3a). De chirurgische orthotopic injectietechniek in de lever met behulp van ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De huidige orthotopic xenotransplantaatmodellen is modellen zijn arbeidsintensief, tijdrovend en duur om te creëren. Orthotopic tumor xenotransplantaatmodellen is Muismodellen voor leverkanker werden opgericht meer dan twee decennia geleden19,20,21. Deze techniek is echter ingewikkeld en vereist gebruik van speciale apparatuur, zoals een micro-naald houder en 6-0 tot 8-0 fijne hechtingen onder een microscoop. Tumor en normale le...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

We zijn M. Ohara, K. Saito en M. Terai dankbaar voor het reviseren van het manuscript. De auteurs erkennen kritische recensie voor redactionele en Engelse assistentie van dit manuscript door Dr. R. Sato bij Fox Chase Cancer Center. Het hierin beschreven werk werd ondersteund door het Bonnie Kroll Research Fund, het Mark Weinzierl Research Fund, het Eye melanoma Research Fund aan de Thomas Jefferson University, de Osaka Community Foundation en JSPS KAKENHI Grant nummer JP 18K15596 in Osaka City Universiteit. Studies in Dr. A. Aplin's laboratorium werden ondersteund door NIH Grant R01 GM067893. Dit project werd ook gefinancierd door een Decan's Transformative Science Award, een Thomas Jefferson University programmatische Initiative Award.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Materialen, weefsels en dieren
Buprenorfine
CO2 tank
Cryomedium
Exitron nano 12000 (alkalische aardmetaal-gebaseerde nanodeeltjescontrastmiddel)Miltenyl Biotec130-095-700
HBSS 1x, met calcium & magnesiumCorning21-020-CM
Menselijk levermetastatisch uveaal melanoomcel lijn
Menselijk uveaal melanoomweefsel in de leverAlle weefselbehandelingen moeten in een Bioveiligheidsniveau 2-kap worden uitgevoerd. Wees voorzichtig bij het werken met menselijk weefsel; gebruik altijd handschoenen en vermijd direct contact met de huid. Ga ervan uit dat patiënten mogelijk besmet zijn met HIV of andere zeer overdraagbare organismen. Verwerk geen monsters waarvan bekend is dat ze infecties dragen.
Jodium
IsofluraanPurdue Products67618-150-17
IsopropanolFisher scientificA416-1Vermijd direct contact met huid en oog en inademing van verdovingsmiddel.
Vloeibare stikstof
Matrigel HCBD354248
NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) muizenJackson Lab55574 tot 8 weken oud
PBS 1x, zonder calcium en magnesiumCorning21-031-CM
RPMI 1640Corning10-013-CV
Sterile alcohol prep pad (70% isopropyl alcohol)Nice-Pak productsB603
4% paraformaldehyde fosfaatbufferoplossingWako163-20145
70% Ethyl alcohol oplossingFisher Scientific04-355-122
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Uitrustingen
Absorbeerbare hemostaatJohnson and Johnson63713-0019-61
Autoclaaf
Lichaamsgewichtsmaat
CauteryBovie MedicalMC-23009
Celteller
Centrifuzer
Katoenen staafje
Cryo vriescontainerNALGENE5100-0001
CryobuisSARSTEDT72.379
Gebogen schaarWorld Precision Instruments503247
Gebogen ultrafijne pincetWorld Precision Instruments501302
Stofvel
Vriezer
F/AIR Filter CanisterHarvard Apparatus600979
Verwarmingspad
Isofluraan verdamperArtisan Scientific66317-1
Vloeibare stikstof
Vloeibare stikstofpotThermo Fisher Scientific2123
Micro-CT scanSiemens
NaaldhouderWorld Precision Instruments501246
PetrischalenFisher ScientificFB0875713
Pipet
Sproeifles
Sterile kapBioveiligheidsniveau 2 kast
Steriele Nr.11 scalpelAD SurgicalA300-11-0
Rechte pincetWorld Precision Instruments14226
Chirurgisch doek
Staartvene beperkerBraintree ScientificTV-150-STD
Waterbad
1 mL TB-spuit met 27 G naaldBD309623
1,7 mL buisBioexpressC-3260-1
5-0 PDO NaaldAD SurgicalS-D518R13
15 mL kegelbuizenAZER SCIENTIFICES-9152N
27 G naaldBD780301
27 G naaldHamilton7803-01
50 mL kegelbuizenAZER SCIENTIFICES-9502N
50 µL micro spuitBD80630
50 µL micro spuitHamilton7655-01
100 mL containerFisher Scientific12594997
200μL tip

Referenties

  1. Aronow, M. E., Topham, A. K., Singh, A. D. Uveal Melanoma: 5-Year Update on Incidence, Treatment, and Survival (SEER 1973-2013). Ocular Oncology and Pathology. 4 (3), 145-151 (2018).
  2. Krantz, B. A., Dave, N., Komatsubara, K. M., Marr, B. P., Carvajal, R. D. Uveal melanoma: epidemiology, etiology, and treatment of primary disease. Clinical Ophthalmology. 11, 279-289 (2017).
  3. Gragoudas, E. S., et al. Survival of patients with metastases from uveal melanoma. Ophthalmology. 98 (3), 383-389 (1991).
  4. Diener-West, M., et al. Development of metastatic disease after enrollment in the COMS trials for treatment of choroidal melanoma: Collaborative Ocular Melanoma Study Group Report No. 26. Archives of Ophthalmology. 123 (12), 1639-1643 (2005).
  5. Collaborative Ocular Melanoma Study Group. Assessment of metastatic disease status at death in 435 patients with large choroidal melanoma in the Collaborative Ocular Melanoma Study (COMS): COMS report no. 15. Archives of Ophthalmology. 119 (5), 670-676 (2001).
  6. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  7. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  8. Némati, F., et al. Establishment and characterization of a panel of human uveal melanoma xenografts derived from primary and/or metastatic tumors. Clinical Cancer Research. 16 (8), 2352-2362 (2010).
  9. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. International Journal of Oncology. 3 (3), 413-422 (1993).
  10. Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
  11. Fichtner, I., et al. Establishment of patient-derived non-small cell lung cancer xenografts as models for the identification of predictive biomarkers. Clinical Cancer Research. 14 (20), 6456-6468 (2008).
  12. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  13. Bergamaschi, A., et al. Molecular profiling and characterization of luminal-like and basal-like in vivo breast cancer xenograft models. Molecular Oncology. 3 (5-6), 469-482 (2009).
  14. Ho, K. S., Poon, P. C., Owen, S. C., Shoichet, M. S. Blood vessel hyperpermeability and pathophysiology in human tumour xenograft models of breast cancer: a comparison of ectopic and orthotopic tumours. BMC Cancer. 12, 579(2012).
  15. Hoffman, R. M. Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts. Nature Reviews Cancer. 15 (8), 451-452 (2015).
  16. Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 85 (2), 217-221 (2009).
  17. Ozaki, S., et al. Establishment and Characterization of Orthotopic Mouse Models for Human Uveal MelanomaHepatic Colonization. American Journal of Pathology. 186 (1), 43-56 (2016).
  18. Kageyama, K., et al. Establishment of an orthotopic patient-derived xenograft mouse model using uveal melanomahepatic metastasis. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 145(2017).
  19. Fu, X. Y., Besterman, J. M., Monosov, A., Hoffman, R. M. Models of human metastatic colon cancer in nude mice orthotopically constructed by using histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (20), 9345-9349 (1991).
  20. Rashidi, B., et al. An orthotopic mouse model of remetastasis of human colon cancer liver metastasis. Clinical Cancer Research. 6 (6), 2556-2561 (2000).
  21. Fan, Z. C., et al. Real-time monitoring of rare circulating hepatocellular carcinoma cells in an orthotopic model by in vivo flow cytometry assesses resection on metastasis. Cancer Research. 72 (10), 2683-2691 (2012).
  22. Jacob, D., Davis, J., Fang, B. Xenograftictumor modelsinmiceforcancer research, atechnical review. Gene Therapy and Molecular Biology. 8, 213-219 (2004).
  23. Ahmed, S. U., et al. Generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice. Journal of Visualized Experiments. 25 (79), e50544(2013).
  24. Kim, M., et al. Generation of humanized liver mouse model by transplant of patient-derived fresh human hepatocytes. Transplantation Proceedings. 46 (4), 1186-1190 (2014).
  25. Lavender, K. J., Messer, R. J., Race, B., Hasenkrug, K. J. Production of bone marrow, liver, thymus (BLT) humanized mice on the C57BL/6 Rag2(-/-)γc(-/-)CD47(-/-) background. Journal of Immunological Methods. 407, 127-134 (2014).
  26. Boll, H., et al. Micro-CT based experimental liver imaging using a nanoparticulate contrast agent: a longitudinal study in mice. PLoS One. 6 (9), e25692(2011).
  27. Zhao, X., et al. Global gene expression profiling confirms the molecular fidelity of primary tumor-based orthotopic xenograft mouse models of medulloblastoma. Neuro-Oncology. 14 (5), 574-583 (2012).
  28. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer.Clinical. Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  29. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
  30. Alkema, N. G., et al. Biobanking of patient and patient-derived xenograft ovarian tumour tissue: efficient preservation with low and high fetal calf serum based methods. Scientific Reports. 6 (5), 14495(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Orthotope leverxenograftuveaal melanoommodelchirurgische implantatietechnieknaaldinjectiemethodedetectie via CT-scanreimplantatie van cryogebewaarde tumorpatiëntafgeleide tumorsubcostale incisiesluiting met absorbeerbare hechtingen
Generatie van een lever Orthotopic humaan Ukalfs melanoom xenograft platform in Immunodeficiënte muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.