Calvariaal model van bot augmentatie in konijn voor beoordeling van botgroei en neovascularisatie in Botsubstitutie materialen

Laurine Marger; Antonio Barone; Carla  P. Martinelli-Kläy; Leandra Schaub; Malin Strasding; Mustapha Mekki; Irena Sailer; Susanne  S Scherrer; Stéphane Durual

doi:10.3791/59976

Methodenartikel

Calvariaal model van bot augmentatie in konijn voor beoordeling van botgroei en neovascularisatie in Botsubstitutie materialen

DOI:

10.3791/59976

⸱

13 augustus 2019

Laurine Marger¹ , Antonio Barone² , Carla P. Martinelli-Kläy³ , Leandra Schaub¹ , Malin Strasding⁴ , Mustapha Mekki¹ , Irena Sailer⁴ , Susanne S Scherrer¹ , Stéphane Durual¹

¹Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, Biomaterials Laboratory, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ²Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial Surgery (HUG), Unity of Oral Surgery and Implantology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ³Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial surgery (HUG), Laboratory of Oral & Maxillofacial Pathology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ⁴Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een chirurgisch protocol bij konijnen met als doel om botsubstitutie materialen te beoordelen in termen van botregeneratie capaciteiten. Door het gebruik van PEEK cilinders bevestigd op konijn schedels, osteogelei ding, osteoinductie, osteogenesis en vasculogenese geïnduceerd door de materialen kunnen worden geëvalueerd op levende of geëdoseerde dieren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het basisprincipe van het konijn calvarial model is het verticaal kweken van nieuw botweefsel bovenop het corticale deel van de schedel. Dit model maakt het mogelijk om botsubstitutie materialen voor orale en craniofaciale botregeneratie te beoordelen in termen van botgroei en neovascularisatie ondersteuning. Zodra dieren zijn verdoving en geventileerd (Endotracheale intubatie), worden vier cilinders gemaakt van polyether ether keton (PEEK) op de schedel geschroefd, aan beide zijden van de mediaan en coronale hechtingen. Vijf intramedullaire gaten worden geboord binnen het door elke cilinder gescheiden botgebied, waardoor de instroom van beenmergcellen mogelijk wordt. De materiaalmonsters worden in de cilinders geplaatst die vervolgens worden gesloten. Ten slotte wordt de operatieplaats gehecht en worden dieren wakker. Botgroei kan worden beoordeeld op levende dieren met behulp van microtomografie. Zodra de dieren worden geëoerd, kunnen botgroei en neovascularisatie worden geëvalueerd met behulp van microtomografie, immuunhistologie en immunofluorescentie. Aangezien de evaluatie van een materiaal een maximale standaardisatie en kalibratie vereist, lijkt het calvarial-model ideaal. De toegang is zeer eenvoudig, kalibratie en standaardisatie worden vergemakkelijkt door het gebruik van gedefinieerde cilinders en vier monsters kunnen tegelijkertijd worden beoordeeld. Bovendien kan Live tomografie worden gebruikt en kan uiteindelijk een grote afname van de te euthande dieren worden verwacht.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het calvariale model van botvergroting werd ontwikkeld in de jaren 90 met als doel het concept van geleide botregeneratie (GBR) in het orale en craniofaciale chirurgische domein te optimaliseren. Het basisprincipe van dit model is het verticaal kweken van nieuw botweefsel bovenop het corticale deel van de schedel. Hiervoor wordt een reactor (bijv. Titanium koepel,-cilinder of-kooi) op de schedel bevestigd om de botregeneratie te beschermen die door een transplantaat wordt uitgevoerd (bijv. hydrogel, botsubstituut, enz.). Met behulp van dit model, Titanium of keramische kooien¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶, GbR membranen⁷^,⁸^,⁹ ^,¹⁰, osteogenic factoren¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷, nieuw bot substituten¹²^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²²^,²³ ^, ²⁴ ^, ²⁵ ^, ²⁶ ^, ²⁷ ^, ²⁸ ^, ²⁹ of het mechanisme van neovascularisatie tijdens het botregeneratie proces³⁰ werden beoordeeld.

Vanuit een translationeel oogpunt vertegenwoordigt het calvariale model een defect van één wand dat kan worden vergeleken met een defect van klasse IV in de kaak³¹. Het doel is om nieuw bot te kweken boven een corticale gebied, zonder laterale steun van endogene botwanden. Het model is dus uiterst streng en beoordeelt het reële potentieel van verticale osteogelei ding over het corticale deel van het bot. Als het model dat hierin wordt beschreven primair gewijd is aan de beoordeling van osteogelei ding in botsubstituten, kunnen osteogenese en/of osteoinductie ook worden beoordeeld, evenals vasculogenese¹^,²^,³^, ⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³ ^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²² ^,²³^,²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰.

In essentie om ethische, praktische en economische redenen, werd het calvarial-model ontwikkeld in het konijn waarin het botmetabolisme en de structuur heel relevant zijn in vergelijking met humane³². Van de 30 bovengenoemde referenties gebruikte 80% het konijn calvarial model¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸ ^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁷^,²²^, ²³^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰^,³³, waardoor de relevantie van dit diermodel wordt aangetoond. In 2008, de Busenlechner groep overgedragen de calvarial model naar het varken, om de vergelijking van acht Bot substituten gelijktijdig²⁰ (in vergelijking met twee botvervangers met het konijn). Aan de andere kant heeft onze fractie het konijn calvarial-model overgebracht naar schapen. Kort gezegd werden Titanium koepels op schapen schedels geplaatst om de osteogelei ding van een nieuwe 3D-gedrukte botsubstitutie te karakteriseren. Deze studies lieten ons het calvariale model en de analyse¹⁶^,²¹ontwikkelen en beheersen.

De laatste drie studies aangehaald¹⁶^,²⁰^,²¹, samen met een aantal andere^{onderzoeken 12}^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²²^, ²³^,²⁴^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹, bevestigde het grote potentieel van het calvariale model als een screening en karakterisering Model. Hoewel de behaalde resultaten behoorlijk bevredigend waren, wezen ze er echter ook op enkele beperkingen: (1) het gebruik van titanium koepels, die Röntgen diffusie en op zijn beurt Live micro-CT gebruik voorkomen. Deze kunnen niet worden verwijderd voor histologische verwerking, waardoor de onderzoekers de monsters in poly (methylmethacrylaat) hars (PMMA) insluiten. De daaruit voortvloeiende analyses waren dus grotendeels beperkt tot topografie. (2) hoge financiële kosten, vooral vanwege de kosten van de dieren, en kosten in verband met de logistiek, het onderhoud en de chirurgie van de dieren. (3) moeilijkheden bij het verkrijgen van ethische goedkeuringen voor grote dieren.

Een recente studie van Polo, et al.²⁶ heeft het model op het konijn grotendeels verbeterd. Titanium koepels werden vervangen door afsluitbare cilinders die konden worden gevuld met een constante hoeveelheid materiaal. Vier van deze cilinders werden op konijn schedels geplaatst. Bij voltooiing konden de cilinders worden verwijderd zodat biopsieën Metaalvrij waren, wat veel meer flexibiliteit introduceerde met betrekking tot de monsterverwerking. Het konijn calvarial-model werd aantrekkelijk voor gelijktijdige tests met lagere kosten, gemakkelijke verwerking van dieren en vergemakkelijking van de monsterverwerking. Door gebruik te maken van deze recente ontwikkelingen hebben we het model verder verbeterd door titanium te vervangen door PEEK om cilinders te produceren, waardoor Röntgen diffusie en het gebruik van microtomografie op levende dieren mogelijk worden.

In dit artikel beschrijven we de anesthesie-en operatie processen en laten we voorbeelden zien van outputs die kunnen worden verkregen met behulp van dit protocol, d.w.z. (immuno-) histologie, histomorphometrie, Live en ex vivo microtomografie om de mechanismen van bot te evalueren regeneratie en Kwantificeer de nieuwe botsynthese, ondersteund door botafvervangende materialen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In overeenstemming met de Zwitserse wettelijke vereisten is het protocol goedgekeurd door een academisch Comité en onder toezicht van de kantonnale en federale veterinaire agentschappen (autorisaties n ° GE/165/16 en GE/100/18).

1. specifieke inrichtingen en dieren

Cilinders
1. Machine cilinders met laterale stabiliserend tabs uit PEEK hebben een inwendige diameter van 5 mm, een buitendiameter van 8 mm en een hoogte van 5 mm (Figuur 1).
2. Machine PEEK caps met een ontwerp dat precies op de bovenkant van de cilinder kan clippen (dikte 1 mm).
3. Steriliseren PEEK cilinders en caps door autoclaven voor de operatie.
Schroeven
1. Gebruik zelf boren micro schroeven (gemaakt van commercieel zuiver titanium (Grade 5)) om de cilinders te fixeren (1,2 mm in diameter, 4 mm lang). Steriliseren door autoclaven voor de operatie.
Dieren
1. Koop drie maanden oude Nieuw-Zeelandse witte konijnen (mannelijk of vrouwelijk), met een gewicht van ~ 2,5 kg per stuk.
  Let op: we hebben konijnen verkregen door te fokken aan de Universiteit van Genève.

2. chirurgie

Chirurgische lade
1. Houd scalpels, schaar, twee Tang, beenvlies Lift, spuiten (1, 2, 5, 50 ml), chirurgische motor, ronde chirurgische BURS (0,8 mm diameter), naalden, steriele zoutoplossing, vier cilinders, acht schroeven en schroevendraaier klaar.
Preklinische behandeling
1. Acclimate de dieren een week voorafgaand aan de operatie.
2. Zorg voor een profylactische antibioticum dagelijks (5 – 10 mg/kg via de mond (PO)) vanaf 2 h voor de operatie tot 3 dagen na de operatie.
Anesthesie en intubatie
1. Sedate de dieren met intramusculaire (IM) injectie van ketamine (25 mg/kg, 50 mg/mL, 0,5 mL/kg) + xylazin (3 mg/kg, 20 mg/mL, 0,15 mL/kg). Wacht ~ 20 min voor de dieren te slapen
  diep (volledige spier atony).
  Opmerking: deze premedicatie zal een eenvoudig, snel en pijnloos intubatie proces mogelijk maken. Diepe analgesie en anesthesie wordt geïnduceerd zoals beschreven in stap 2.3.8.
2. Plaats een intraveneuze (IV) canule in de marginale ader van het oor en houd deze gesloten totdat de intubatie is voltooid.
  Let op: deze IV lijn zal dienen om te parfuseren fentanyl en propofol voor diepe analgesie en anesthesie, respectievelijk (zie stap 2.3.8).
3. Onderhoud anesthesie door het leveren van 5% Sevofluraan in zuivere zuurstof tot Intubatie wordt uitgevoerd.
  Opmerking: deze stap is alleen nodig als het dier tekenen van ontwaken vertoont (oogbewegingen, spiercontracties).
4. Anesthetiseer de luchtpijp lokaal door 10% lidocaïne te spuiten. Plaats het konijn in de liggende positie en houd het hoofd in verticale uitbreiding.
5. Schuif de eerste endotracheale buis met een kleine diameter (2,5 mm) in de luchtpijp van het konijn totdat het debiet in de buis kan worden gehoord. Dit zal het strottenhoofd openen en het inbrengen van de definitieve buis vergemakkelijken.
6. Plaats een geleider (intubatie katheter) in de buis om de positie van de buis in de luchtpijp vast te zetten. Verwijder de kleine diameter buis en schuif de definitieve endotracheale buis (4,9 mm) op de geleider.
7. Verwijder de geleider en opblazen de ballon aan het uiteinde van de endotracheale buis te verzegelen en blokkeren van het apparaat in de luchtpijp. De buis zal blijven op zijn plaats, maar het kan worden beveiligd met behulp van een kant gebonden rond het voorhoofd. Onmiddellijk ventileren (7 mL/kg, frequentie van 40/min) het dier met 3% Sevofluraan in zuivere zuurstof.
8. Continu parfuseren (oorader) fentanyl (0,01 mg/mL, 2 – 4 mL/h) voor het opwekken van Analgesie, 2 – 4 mg/kg (2%) Propofol (20 mg/mL, 4 – 8 mL/h) voor het opwekken van anesthesie, en 4 mL/kg/h van Ringer acetaat om de ISO-volumetrische condities te behouden.
9. Plaats een rectale temperatuursonde. Controleer ook de hartfunctie, temperatuur en zuurstofverzadiging tijdens het hele proces.
10. Controle van de diepte van de anesthesie door het monitoren van autonome ademhaling; Als het dier tekenen van autonome ademhaling vertoont, Doseer dan een kleine bolus Propofol en fentanyl.
Voorbereiding van de site
1. Plaats het konijn op een verwarmde pad (39 °C) bedekt met een matras kussen (om brandwonden te voorkomen) op de operatietafel. Scheer de hoofdhuid.
2. Breng een smeer gel aan op de ogen om irritatie en droogheid te voorkomen. Desinfecteer de plaats door de huid te schrobben met Povidon jodium (10%). Drapeer vervolgens het konijn met een steriele chirurgische draperen en knip een toegangs gebied voor de schedel.
3. Desinfecteer de operatieplaats met Povidonjodium (10%) voor een tweede keer. Breng een smeer gel aan op de ogen om irritatie en droogheid te voorkomen.
4. Bereid een gedrapeerde tafel (steriele draperen) waarop de volledige chirurgische lade te plaatsen.
Opening van de chirurgische site
1. Anesthetiseer lokaal met een subcutane (SC) injectie van lidocaïne 2% (1 mL) op de schedel.
2. Insnijden door de huid (met een scalpel) langs de calvariale sagittale lijn, van de banen tot de externe occipitale knobbel (~ 4 cm in lengte). Zorg ervoor dat het periosteum wordt ingesneden.
3. Voorzichtig verheffen van het periosteum (met een beenvlies lift) aan beide zijden van de incisie. Spoel de plaats af met een steriele zoutoplossing.
Cilinder plaatsing
1. Zoek de mediaan en coronale hechtingen op de schedel (Figuur 2a, B). Merk op dat deze anatomische lijnen een kruis vormen. De cilinders zullen in elk van de kwadranten worden geplaatst die door het Kruis worden gedefinieerd, zodat de rand van de cilinder niet over de hechtdraad (figuur 2c) komt.
2. Plaats de eerste cilinder op de linker bovenste Kwadrant (linker frontale bot), en probeer het apparaat plat te leggen. Bevestig in de positie met sterke handdruk en schroef een micro-schroef, totdat de weerstand wordt gevoeld. Zorg ervoor dat de schroefkop is uitgelijnd met het oppervlak van de cilinder tab.
3. Herhaal dezelfde procedure op het andere tabblad om de cilinder stevig op de schedel te bevestigen. Zorg ervoor dat de cilinder hermetisch vastzit aan het bot.
4. Herhaal de procedure op de rechterbovenhoek bovenste kwartaal (rechter frontale bot), linker onderste kwart (linker pariëtale bot) en rechterbenedenhoek (rechter pariëtale bot).
Botboringen van 5 intramedullaire gaten in het door de cilinders omkaderd gebied (Figuur 1)
1. Boor een intramedullaire gat onder zoute irrigatie (0,8 mm in diameter, ~ 1 mm diep) met een ronde Bur op het bot, in het midden van het gebied omkaderd door de cilinder. Zorg ervoor dat er bloedingen verschijnen.
2. Boor twee intramedullaire gaten langs de as die door de twee tab-schroeven loopt, aan de binnenranden van de cilinder. Boor langs de loodrechte bijl twee meer intramedullaire gaten aan de binnenranden van de cilinder. Zorg ervoor dat er bloedingen verschijnen.
3. Herhaal de bewerking binnen de drie andere cilinders.
Vulcilinders met materiaalmonsters en capping (figuur 3)
1. Bereid het gewenste materiaal van de botsubstituut volgens de instructies van de fabrikant of de materiaal specificaties.
2. Vul de eerste cilinder tot de rand met het materiaal monster en sluit de cilinder door de dop te monteren. Herhaal het proces in de 3 andere cilinders.
Sluiting van de chirurgische site
1. Sluit de huid boven de cilinders met een intermitterende niet-resorbable hechtdraad.
2. Breng een sprayable dressing aan op de wond.

3. postoperatieve behandeling

Stop analgesie en anesthesie (Propofol en fentanyl perfusie arrestatie) leveren en controleren van het herstel van autonome ademhaling.
Stop de ventilatie zodra het dier de autonome ademhaling heeft hersteld. Houd het dier onder zuivere zuurstof voordat u het volledig ontwaakt.
Injecteer buprenorfine hydrochloride SC (0,02 mg/kg, 0,03 mg/mL, 0,67 mL/kg) en herhaal de injectie elke 6 uur gedurende 3 dagen als postoperatieve analgesie.
Breng het dier in zijn gebruikelijke huisvesting met water en volledige voeding.
Verwijder de hechtingen na ongeveer 10 dagen van de wondgenezing.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het hierin beschreven model is gewijd aan de beoordeling van osteogelei ding in botsubstituten. Osteogenese en-of osteoinductie van botsubstituten ofwel (pre-) cellularized of geladen met bioactieve moleculen kunnen ook worden beoordeeld, evenals vasculogenese¹^,²^,³^,⁴^, ⁵ ^, ⁶ ^,

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het model dat hierin wordt beschreven is eenvoudig en moet vrij gemakkelijk worden ontwikkeld, zolang alle stappen worden gevolgd en de apparatuur geschikt is. Aangezien het beschreven protocol een chirurgische methode is, worden alle stappen kritisch weergegeven en moeten ze goed worden opgevolgd. Het is van cruciaal belang om te worden getraind voor dierproeven, vooral in de behandeling van konijnen en anesthesie. Aarzel niet om professionele anesthesist en veterinaire hulp te vragen. Het is van cruciaal belang om te a...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs zijn dank verschuldigd aan Geistlich AG (Wolhusen, CH) en de osteologie Stichting (Luzern, CH) (Grant n ° 18-049) voor hun steun, evenals Global D (BRIGNAIS, FR) voor het leveren van de schroeven. Een bijzondere dank gaat uit naar Dr. B. Schaefer van Geistlich. We zijn ook Eliane Dubois en Claire Herrmann dankbaar voor hun uitstekende histologische verwerking en hun kostbare adviezen. Ten slotte erkennen we van harte Xavier Belin, Sylvie Roulet en het hele team van PR Walid Habre, "experimentele chirurgie dpt", voor hun opmerkelijke technische assistentie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Geneesmiddelen
Enrofloxacine Baytril 10%	Bayer		Antibioticum
Fentanyl	Bischel		Voor analgesie
Ketalar 50mg/ml	Pfizer		Ketamine voor anesthesie
Lidohex	Bichsel		Smerende gel voor de ogen
Opsite	Smith and Nephew	66004978	Spraybaar verband
Povidonjodium 10%, Betadine	Mundipharma		Anti-infectieus middel
Propofol 2%	Braun	3538710	Voor anesthesie
Rapidocain 2%	sintetica		Lokaal verdovingsmiddel
Ringer-acetaat	Fresenius Kabi		Volumecompensatie
Rompun 2%	Bayer		Xylazin voor anesthesie
Sevofluraan 5%	Abbvie		Voor anesthesie
Steriele zoutoplossing	Sintetica
Temgesic	Reckitt Benckiser		Buprenorfinehydrochloride, analgesie
Thiopental Inresa	Ospediala		Voor anesthesie
Xylocaine 10% spray	Astra Zeneca		Voor intubatie
Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Uitrusting
Fresenius Vial pilot C	Imexmed		Infusiepomp
Verwarmd kussen	Harvard Apparatus
Suction dominant 50	Medela
Suction tubing Optimus	Promedical	80342.2
Chirurgische motor	Schick dental	Qube	Booren van intramedullaire gaten
Ventilatiemaatregel	Maquet Servo1
Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Materiaal
Cilinders en doppen	Boutyplast	Aangepast	samenstelling: PEEK (poly ether ether ketone)
Handmatige zelfhoudende as	GlobalD	ACT1K
Mobiele handgreep voor zelfhoudende as	GlobalD	MTM
Zelfborende schroeven	GlobalD	VA1.2KL4	kruiskopschroeven samengesteld uit Titanium grade5, ISO 5832-3
Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Chirurgische lade
Endotracheale buis Shiley diameter 2,5mm	Covidien	86233	Voor intubatie
Endotracheale buis Shiley diameter 4,9mm	Covidien	107-35G	Voor intubatie
Ethicon prolene 4-0	Ehticon	8581H	Niet-resorbeerbare hechting
Forceps	Marcel Blanc	BD027R	145 mm
Intubatiekatheter	Cook medical		Leidraad voor intubatie
Naaldhouder	Marcel Blanc	BM008R
Naalden BD Microlance3	Becton Dickinson	300300/304622	26G; 18G
Periostale	HU-Friedy	P9X
Ronde chirurgische beursjes	Patterson	78000	0,8 mm in diameter, Booren van intramedullaire gaten
Schaar	Marcel Blanc	00657	180 mm
Spuiten Omnifix	Braun	4616057V	5ml, 10ml en 50ml
Venflon G22	Braun	42690985-01	Vasofix veiligheid voor de oor iv-lijn

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
Cordaro, L., Terheyden, H. ITI Treatment Guide. Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. 7, Quintessence. (2014).
Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
Braun, T. M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. Giannobile, W. V., Nevins, M. , Quintessence publishing. 31-43 (2011).
Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956(2017).
Russel, W., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , Universities Federation for Animal Welfare. (1959).
Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration". Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss--a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Konijn schedelmodel Beoordeling van botgroei Ondersteuning van neovascularisatie Microtomografische analyse Histologische kleuring Evaluatie van osteoconductie Beoordeling van osteoinductie Meting van osteogenese Inductie van vasculogenese

Calvariaal model van bot augmentatie in konijn voor beoordeling van botgroei en neovascularisatie in Botsubstitutie materialen

In dit artikel

Samenvatting

Samenvatting

Inleiding

Protocol

Resultaten

Discussie

Openbaarmakingen

Dankbetuigingen

Materialen

Referenties

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Gerelateerde artikelen