Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Adoptieve immunotherapie van iNKT-cellen in glucose-6-fosfaat-isomerase (G6PI)-Geïnduceerde RA-muizen

6.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60048

⸱

31 januari 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Medical School of Hebei University, 2Key Laboratory of Pathogenesis Mechanism and Control of Inflammatory-Autoimmune Diseases in Hebei Province

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol maakt gebruik van G6PI gemengde peptiden om reumatoïde artritis modellen die dichter bij die van de menselijke reumatoïde artritis in CD4+ T cellen en cytokines construeren. Hoge zuiverheid invariant natuurlijke killer T cellen (voornamelijk iNKT2) met specifieke fenotypes en functies werden verkregen door in vivo inductie en in vitro zuivering voor adoptieve immunotherapie.

Samenvatting

Reumatoïde artritis (RA) is een complexe chronische inflammatoire auto-immuunziekte. De pathogenese van de ziekte is gerelateerd aan invariant natuurlijke killer T (iNKT) cellen. Patiënten met actieve RA presenteren minder iNKT-cellen, een defecte celfunctie en overmatige polarisatie van Th1. In deze studie werd een RA-diermodel opgezet met behulp van een mengsel van hGPI325-339 en hGPI469-483 peptiden. De iNKT-cellen werden verkregen door in vivo inductie en in vitro zuivering, gevolgd door infusie in RA-muizen voor adoptieve immunotherapie. Uit het in vivo imaging systeem (IVIS) bleek dat iNKT-cellen voornamelijk in de milt en lever werden verdeeld. Op dag 12 na de celtherapie vertraagde de progressie van de ziekte aanzienlijk, werden de klinische symptomen verlicht, nam de overvloed aan iNKT-cellen in de thymus toe, nam het aandeel iNKT1 in de thymus af en daalde het niveau van TNF-α, IFN-γ en IL-6 in het serum afnam. Adoptieve immunotherapie van iNKT-cellen herstelde het evenwicht van immuuncellen en corrigeerde de overmatige ontsteking van het lichaam.

Inleiding

Reumatoïde artritis (RA) is een auto-immuunziekte gekenmerkt door chronische, progressieve invasiefheid met 0,5-1% incidentie1,2. De onderliggende pathogenese wordt toegeschreven aan de abnormale proliferatie van autoreactieve CD4+ en CD8+ T cellen, gemanifesteerd door een toename van het aandeel cd4+IFN-γ+ en CD4+IL-17A+ T cellen, en het verminderde aantal CD4+IL-4+ en CD4+CD25+FoxP3+ T cellen. Daarom wordt de afscheiding van ontstekingscytokinen verhoogd en vernietigt een overmatige ontstekingsreactie de inheemse balans en tolerantiefunctie van het immuunsysteem van het lichaam. Bovendien verergeren de helper T-lymfocyten (Th) 1 cellen die het gewricht binnendringen de ontstekingsreactie en gewrichtsschade. Daarom zijn de remming van overmatige ontstekingsrespons en herstel van immuuntolerantie en immuunbalans de sleutel tot de behandeling van RA3,4.

De iNKT cellen hebben zowel NK cel als T cel functies en kenmerken. De iNKT-cellen herbergen een aparte, invariant T-celreceptor (TCR) α-keten met beperkte TCR β-keten repertoires5 en herkennen het glycolipid antigeen gepresenteerd door het grote histocompatibiliteitscomplex (MHC) klasse I molecuul CD1d op het oppervlak van de antigeen-presenterende cellen. Mitsuo et al.6 ontdekte een groot aantal iNKT-cellen en functionele defecten bij veel auto-immuunziekten, waaronder RA. Aurore et al.7 toonden aan dat iNKT-cellen een positief effect hebben op het handhaven van auto-immuuntolerantie en dat wanneer het aantal en de functie van iNKT-cellen worden hersteld, de ziekte wordt verlicht. Bovendien, Miellot-Gafsou et al.8 bleek dat iNKT cellen niet alleen de ziekte ingetrokken, maar ook verhoogde de progressie van de ziekte. Deze tegenstrijdige resultaten suggereren dat iNKT-cellen heterogene T-cellen zijn en dat de functie van verschillende subgroepen kan worden omgekeerd. In een klinische studie van RA correleerde de frequentie van iNKT-cellen met de score van de ziekteactiviteit9. De resultaten bevestigden ook dat de frequentie van iNKT werd verlaagd bij RA-patiënten, het aantal CD4+IFN-γ+ T celsubsets steeg en de secretoire niveaus van ontstekingscytokines IFN-γ en TNF-α stegenmet 10,11. Bovendien onderzochten Sharif et al.12 diabetes type 1 (T1D) en ontdekten dat selectieve infusie van iNKT-cellen de expressie van de inflammatoire cytokine IL-4 uprestelde, immuuntolerantie handhaafde en de ontwikkeling van diabetes type 1 verhinderde. Daarom verhoogt adoptieve infusie van specifieke iNKT-cellen of gerichte activering van iNKT-cellen het niveau van iNKT-cellen bij RA-patiënten, wat een doorbraak kan zijn in ra-behandeling.

Cellulaire immunotherapie is momenteel van groot belang en is op grote schaal gebruikt in kankertherapie. INKT-cellen zijn echter zeldzame, heterogene immunoregulerende cellen (slechts 0,3% van het totale aantal PBMC's)13, wat potentiële klinische toepassingen beperkt. Deze cellen zijn voornamelijk verdeeld in drie subpopulaties: 1) iNKT1 cellen, die een hoge expressie van promyelocytische leukemie zink-vinger eiwit (PLZF) en T-box transcriptie factor (T-bet); 2) iNKT2-cellen met tussenexpressie van PLZF en GATA bindend eiwit 3 (GATA3); 3) iNKT17 cellen met een lage expressie van PLZF en retinoïde-gerelateerde weesnucleaire receptor (ROR)-γt die IFN-γ, IL-4 en IL-1714afscheiden. Geactiveerde iNKT-cellen scheiden Th1, Th2 en Th17-achtige cytokinen af, die de verschillende immunomodulatorische effecten van iNKT-cellenbepalen 15. De immunomodulatorische en immunotherapeutische effecten van specifieke activering van verschillende subpopulaties van iNKT-cellen zijn verschillend. Daarom kan de selectie van specifieke fenotypes van iNKT-cellen (voornamelijk iNKT2) met ontstekingsremmende functies om de immuunrespons van het lichaam te reguleren, de immuunonbalans en immuunaandoeningen in RA corrigeren.

De oprichting van een ideaal diermodel is van groot belang voor de behandeling en studie van RA pathogenese. Momenteel, de meest gebruikte en volwassen dierlijke modellen omvatten collageen-geïnduceerde artritis, adjuvante artritis, zymosan-geïnduceerde artritis, en polysaccharide-geïnduceerde artritis16–17. Er is echter geen model dat alle kenmerken van de menselijke RA volledig kan simuleren. Type II collageen-geïnduceerde artritis (CIA) is een klassiek artritis model. De CIA wordt veroorzaakt door immunisatie van muizen met type II collageen-specifieke monoklonale antilichamen, als gevolg van de afhankelijkheid van het lichaam van dit ziektemodel. Benurs et al. beschreven een model met een systemische immuunrespons op glucose-6-fosfaat-isomerase (G6PI), dat perifere symmetrische polyartritis induceert bij vatbare muizenstammen18,19. In dit model is de ontwikkeling van artritis afhankelijk van T-cellen, B-cellen en aangeboren immuniteit18,19,20. Horikoshi21 vond dat RA-modellen als gevolg van immunisatie van DBA/1 muizen met G6PI polypeptide fragmenten zijn meer vergelijkbaar met de menselijke RA in termen van CD4+ T cellen en cytokinen (dat wil zeggen, IL-6 en TNF-α) dan de CIA-modellen. Om het stimulerende effect op de TCR-herkenningssite te vergroten, werden de gemengde polypeptidefragmenten van G6PI (hGPI325-339 en hGPI469-483) gebruikt om DBA/1 muizen te immuniseren om het RA-muismodel te construeren. Het slagingspercentage van deze aanpak kan hoog zijn omdat hGPI325-339 en hGPI469-483 immunodominant zijn voor I-A q-restricted T-celreacties. Daarom kan dit model de overproliferatie van CD4+ T-cellen en iNKT-celdefecten bij RA-patiëntensimuleren 22. Het basisonderzoek naar RA immunopathologie legde de basis voor ons verder diepgaand onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele muizen (150 in totaal) waren gezonde mannelijke DBA/1 muizen, 6-8 weken oud (20,0 ± 1,5 g), gefokt in een specifieke pathogene vrije (SPF) omgeving. Er is geen speciale behandeling voor het modelleren. Het experiment werd verdeeld in een gezonde controlegroep (15 muizen), een modelcontrolegroep (15 muizen) en een celtherapiegroep (55 muizen). Deze studie werd goedgekeurd door de Animal Welfare and Ethical Committee van de Hebei University.

1. Bouw van het ziektemodel

  1. Dupliceren van het RA-diermodel
    1. Weeg 1,75 mg hG6PI 325-339 en hG6PI 469-483 fragmenten en los ze op in 5,25 mL van 4 °C drievoudig gedestilleerd water.
    2. Los de hulpvanaat (CFA) van Freund op in een waterbad van 50 °C, trek 5,25 mL in een andere centrifugebuis van 10 mL en koel deze af voor gebruik.
    3. Doe het mengsel van hG6PI-oplossing en CFA-oplossing in een kunstmatige emulsificatie-eenheid met twee glazen spuiten aangesloten.
    4. Duw de spuit met een constante snelheid en frequentie van 10-20x per min om de gemengde peptideoplossing en CFA-oplossing volledig te emulgeren. Voer de operatie uit in een ijsbad en houd de emulsiedruppels 10 min in het water na de voltooiing van de emulsificatie zonder te verspreiden.
    5. Injecteer 150 μL emulgeerde hG6P's in de staartwortel van de muis onderhuids.
    6. Injecteer 200 mg Pertussis toxine intraperitoneally in de muis bij 0 h en 48 uur na de hG6PI injectie.
  2. Experimentele verificatie van het RA-model
    1. Meet de dikte van de poot van de muis met een Vernier remklauw (2x per dag).
    2. Observeer en markeer de mate van roodheid en zwelling van de voet. Gebruik de volgende scorecriteria: 1) tenen met een lichte zwelling; 2) dorsum pedis en voetpad met duidelijke rode zwelling; 3) enkel met rode zwelling.
    3. Euthanaseer de muizen onder diepe anesthesie door intraperitoneale injectie van 1% natriumpentobarbital (50 mg/kg lichaamsgewicht) 14 dagen na het modelleren en verwijder de poten HE vlekken.
    4. Bepaal de secretieniveaus van serum IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, TNF-α en IFN-γ met behulp van een commerciële cytometrische kraalarray (CBA) test volgens het protocol van de fabrikant.

2. Het verkrijgen van iNKT cellen met adoptieve cellulaire therapie

  1. Directionele inductie van iNKT-cellen
    1. Injecteer normale muizen intraperitoneally met α-GalCer (0,1 mg/kg lichaamsgewicht).
  2. Isolatie van iNKT-cellen
    1. Drie dagen na het modelleren, injecteren muizen intraperitoneally met 1% natrium pentobarbital (50 mg/kg lichaamsgewicht) voor verdoving. Voldoende verdoofde muizen tonen geen hind paw terugtrekking reactie op een teen knijpen.
    2. Isoleer de milt van een DBA/1 muis na intraperitoneally injecteren met α-GalCer. Bereid een enkele cel suspensie door het snijden en slijpen van de milt in een 200 mesh zeef.
    3. Was de celvering met PBS, centrifuge er bij 200 x g gedurende 5 min en gooi de supernatant weg. Herhaal.
    4. Resuspend de cellen met 1 mL van volbloed en weefsel verdunning oplossing. Voeg 3 mL muislymfocytenscheidingsmedium toe en centrifugeer de cellen vervolgens gedurende 20 min bij 300 x g bij kamertemperatuur.
    5. Verzamel de laag melkwitte lymfocyten (d.w.z. de tweede laag van de bovenkant), was het 2x met PBS en tel met een geautomatiseerde celteller.
  3. Magnetische geactiveerde celsortering (MACS)positieve selectiestrategie voor zuivering van iNKT-cellen
    OPMERKING: Voor de voorbehandeling van CD1d tetramers werd 1 mg/mL α-Galcer verdund tot 200 μg/mL met 0,5% Tween-20 en 0,9% van NaCl, en 5 μL van de resulterende oplossing werd toegevoegd aan 100 μL van de CD1d tetrameroplossing. Het mengsel werd 12 uur bij kamertemperatuur uitgebroed en op 4 °C geplaatst voor gebruik. TCR β werd verdund 80x met gedeïoniseerd water. Alle andere antilichamen werden gebruikt als een voorraad oplossing.
    1. Schors 107 cellen met 100 μL van 4 °C PBS, voeg 10 μL α-GalCer-geladen CD1d Tetramer-PE toe en broed ze uit bij 4 °C gedurende 15 min in het donker.
    2. Was de cellen 2x met PBS en breg ze opnieuw op in 80 μL PBS.
    3. Voeg 20 μL anti-PE-MicroBeads toe en uitbroed ze bij 4 °C gedurende 20 min in het donker.
    4. Was ze 2x met PBS en breg de cellen opnieuw op met 500 μL PBS.
    5. Plaats de sorteerkolom in het magnetisch veld van de MACS sorteerder en spoel met 500 μL PBS.
    6. Voeg de celvering van stap 2.3.4 toe aan de sorteerkolom, verzamel de doorstroom en spoel 3x af met PBS-buffer.
    7. Verwijder het magnetisch veld en verzamel de cellen uit de sorteerkolom. Voeg op dit punt 1 mL PBS-buffer toe aan de sorteerkolom en duw de zuiger snel tegen een constante druk om de gelabelde cellen naar de verzamelbuis te drijven en gezuiverde iNKT-cellen te verkrijgen. Tel met een geautomatiseerde celteller.
  4. Identificatie van het iNKT-celfenotype
    1. Neem respectievelijk 1 x 106 cellen uit de stappen 2.2.5 en 2.3.7 en brep ze opnieuw in 50 μL PBS.
    2. Antilichaam incubatie: Voeg het antilichaam niet toe aan de negatieve controlebuis, voeg 0,5 μL α-GalCer-PE-CD1d Tetramer of 10 μL FITC-TCR β toe aan de enkele positieve controlebuis. Voeg 0,5 μL α-GalCer-PE-CD1d tetramer en 10 μL FITC-TCR β toe aan de monsterbuis. Incubeer ze bij 4 °C gedurende 30 min in het donker.
    3. Was de cellen in PBS en centrifugeer vervolgens op 200 x g gedurende 5 min.
    4. Gooi de supernatant weg, voeg 1 mL Foxp3 Foxation/Permeabilization werkoplossing toe en incubeer de cellen gedurende 45 min bij 4 °C in het donker.
    5. Voeg 1 mL 1x Permeabilization Buffer werkoplossing toe en centrifugeer de cellen bij kamertemperatuur gedurende 500 x g bij kamertemperatuur gedurende 5 min.
    6. Gooi de supernatant weg. Voeg 1 μL Alexa Fluor 647 muis Anti-PLZF en 1 μL PerCP-Cy 5.5 muis anti-T-bet (of 1 μL PerCP-Cy 5.5 muis anti-RORΥt) toe voor 30 min bij kamertemperatuur in het donker.
    7. Voeg toe aan 2 mL permeabilization Buffer werkoplossing voor reiniging.
    8. Gooi de supernatant weg, bretel de cellen in 500 μL PBS en meet de stroomcytometrie.
  5. Functionele identificatie van iNKT-cellen
    1. Neem 3 x 106 iNKT-cellen uit stap 2.3.7 en bredig ze opnieuw op in 12 putplaten met 1,5 mL RPMI-1640 onvolledig medium (d.w.z. zonder serum).
    2. Voeg phorbolester (PMA, 50 ng/mL) en ionomycine calcium (IO, 1 μg/mL) toe en plaats 24 uur in een CO2-incubator.
    3. Verzamel de celsupernatant en detecteer de afscheidingsniveaus van IL-2, IL-17A, TNF-α, IL-6, IL-4, IFN-γ en IL-10 met behulp van een commerciële CBA-test volgens het protocol van de fabrikant.
  6. Experimenteel onderzoek naar het migratietraject van iNKT-cellen bij RA-muizen
    1. Los DiR kleurstof (2,5 mg/mL) op in DMSO.
    2. Resuspend iNKT cellen in 6 put platen met RPMI-1640 onvolledig medium. De dichtheid is 1 × 106 cellen/mL.
    3. Voeg DiR (5 μg/mL) oplossing toe en incubeer gedurende 25 min in een CO 2-incubator.
    4. Was met PBS en breg de cellen opnieuw op (3 x 106/300 μL) om iNKT-cellen met DiR-label (DiR-iNKT) te verkrijgen.
    5. Injecteer 1% natriumpentobarbital (50 mg/kg lichaamsgewicht) intraperitoneally om de muizen te verdoven. Voldoende verdoofde muizen tonen geen achterpoot terugtrekking te teen knijpen. Breng veterinaire zalf aan op de muisogen om droogte te voorkomen terwijl u onder narcose bent.
    6. Injecteer DiR-iNKT-cellen 3 x 106 per muis gedurende 8 dagen in de staartader met het RA-model. Controleer de iNKT-cellen in muizen postinjectie gedurende 0 min, 10 min, 30 min, 60 min en dag 0 (na 3 uur), 1, 3, 6, 12, 26, 34, 38 en 42 dagen met behulp van een klein dier in vivo imaging systeem (IVIS). De gebruikte excitatiegolflengte was 748 nm, de emissiegolflengte was 780 nm en de belichtingstijd was automatisch.
    7. Plaats elke muis in een aparte kooi na elke observatie en handhaven strengrecumbency. Observeer tot herstel van anesthesie.

3. Evaluatie van adoptieve immunotherapie van RA-muizen met iNKT-cellen

  1. iNKT celadoptieve immunotherapie voor RA-muizen
    1. Injecteer 3 x 106 cellen iNKT cellen per muis door de staartader. Selecteer willekeurig 15 muizen die 8 dagen eerder zijn gemodelleerd en verkrijg iNKT-cellen zonder Dat DiR labeling van stap 2.3.7 door de staartaderinfusie.
  2. Evalueer de werkzaamheid van adoptieve immunotherapie voor iNKT-cellen.
    1. Meet de dikte van de poot van de muis, kwantificeer de zwelling van het enkelgewricht en score systematisch na de infusie van iNKT-cellen zoals beschreven in de stappen 1.2.1–1.2.
    2. Let op de inflammatoire celinfiltratie en gewrichtsveranderingen van de muisgewrichten zoals beschreven in stap 1.2.3.
    3. Bepaal de afscheidingsniveaus van IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, TNF-α en IFN-γ zoals beschreven in stap 1.2.4.
  3. Bepaal de frequentie van iNKT-cellen en -subsets.
    1. Isoleer de muisthymus en bereid een enkele cel suspensie voor.
    2. Scheid de lymfocyten met lymfocytenscheidingsvloeistof.
    3. Bepaal de iNKT-celfrequentie en subgroepfrequentie zoals beschreven in stap 2.4.
  4. Statistische analyse
    OPMERKING: Alle gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SD. Waarden van P < 0,05 werden als statistisch significant beschouwd.
    1. Gebruik eenfactoranalyse van variantie (ANOVA). Als de variantie is voldaan, gebruik dan de LSD-test voor verdere vergelijking.
    2. Als de variantie niet uniform is, gebruikt u de niet-parametrische test. Gebruik de Kruskal-Wallis H-test voor verdere vergelijking31.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De artritis index score en poot dikte verhoogd na het modelleren. Vergeleken met de controlegroep, begonnen de tenen van de RA-modelgroep rode zwelling te vertonen op 6 dagen na het modelleren, met geleidelijke verergering. Na 14 dagen piekte de rode zwelling in het enkelgewricht, gevolgd door geleidelijke verlichting. De dikte van de poot veranderde eveneens (P < 0,05) (Figuur 1).

De inflammatoire celinfiltratie nam aanzienlijk toe na het modelleren. De ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

iNKT-cellen zijn speciale T-cellen die aangeboren en adaptieve immuniteit overbruggen en voornamelijk worden ontwikkeld uit CD4++/CD8+ thymocyten. iNKT-cellen hebben uiteenlopende immunoregulerende functies en werken samen met andere immuuncellen door direct contact en afscheiding van verschillende cytokines23, die dendritische cellen (DC's), macrofagen, neutrofielen, B-cellen, T-cellen en NK-celdifferentiatie en -ontwikkeling2<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen financiering of belangenconflicten.

Dankbetuigingen

Onze studie werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (NSFC) (81771755), Hogescholen en wetenschap en technologie van de universiteit belangrijk onderzoeksproject van de provincie Hebei (ZD2017009) en het Animal Lab of Medical Experiment Center, Hebei University. We zijn dankbaar voor hun steun.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alexa Fluor 647 Mouse Anti-PLZFBD563490America
Anti-PE MicroBeadsMiltenyi130-048-801Duitsland
ColumnsMiltenyiMSDuitsland
Cryogenic CentrifugeBeckmanAllegra® X-15RAmerica
DiRThermo Fisher ScientificD12731America
Embedding CenterTianjin Aviation Electromechanical Co., Ltd.BMJ-1China
FITC Hamster Anti-Mouse TCR β ChainBD553170America
Flow cytometerBDAccuri C6America
Freund's complete adjuvantSigmaF5881America
hGPI325-339 (IWYINCFGCETHAML)Karebay Biochem18062202China
hGPI469-483 (EGNRPTNSIVFTKLT)Karebay Biochem18062203China
In Vivo Imaging SystemPerkinElmercaliper IVIS lumina IIAmerica
Ionomycin CalciumCayman10004974America
KRN7000AdipoGenAG-CN2-0013America
Mouse CD1d Tetramer-PEMBLTS-MCD-1Japan
Mouse percollSolarbioP8620China
Optical MicroscopeOlympusOlympus-IIJapan
PerCP-CyTM5.5 Mouse anti-ROR-ϒtBD562683America
PerCP-CyTM5.5 Mouse anti-T-betBD561316America
Pertussis toxinSigmaP7208America
phorbol estersCayman10008014America
Red Blood Cell Lysis BufferBD555899America
RPMI-1640Biological Industries01-100-1ACSIsraël
Th1/Th2/Th17 cytokines kitBD560485America
UltramicrotomeLeicaLeica EM UC6Duitsland

Referenties

  1. Tobón, G. J., Youinou, P., Saraux, A. The environment, geo-epidemiology, and autoimmune disease: Rheumatoid arthritis. Autoimmunity Reviews. 35 (1), 0-14 (2010).
  2. Cross, M., et al. The global burden of rheumatoid arthritis: estimates from the Global Burden of Disease 2010 study. Annals of the Rheumatic Diseases. 73 (7), 1316-1322 (2014).
  3. Kanashiro, A., Bassi, G. S., Queiróz Cunha, F. D., Ulloa, L. From neuroimunomodulation to bioelectronic treatment of rheumatoid arthritis. Bioelectronics in Medicine. 1 (2), 151-165 (2018).
  4. Brennan, P. J., Brigl, M., Brenner, M. B. Invariant natural killer T cells: an innate activation scheme linked to diverse effector functions. Nature Reviews Immunology. 13 (2), 101-117 (2013).
  5. Bianca, B. S. Unraveling Natural Killer T-Cells Development. Frontiers in Immunology. 8, 1950(2018).
  6. Mitsuo, A., et al. Decreased CD161+CD8+ T cells in the peripheral blood of patients suffering from rheumatic diseases. Rheumatology. 45 (12), 1477-1484 (2006).
  7. Miellot, A., et al. Activation of invariant NK T cells protects against experimental rheumatoid arthritis by an IL-10-dependent pathway. European Journal of Immunology. 35 (12), 3704-3713 (2005).
  8. Miellot-Gafsou, A., et al. Early activation of invariant natural killer T cells in a rheumatoid arthritis model and application to disease treatment. Immunology. 130 (2), 296-306 (2010).
  9. Tudhope, S. J., Delwig, A. V., Falconer, J., Pratt, A., Ng, W. F. Profound invariant natural killer t-cell deficiency in inflammatory arthritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 69 (10), 1873-1879 (2010).
  10. Ming, M., et al. Effects on immunoregulation of iNKT cells in RA by novel synthetic immunostimulator CH1b. Chinese Journal of Immunology. 32 (02), 218-222 (2016).
  11. Ming, M., et al. Study of the correlation between the percentage of iNKT cells and the ratio of IFN-γ/IL-4 in patients with rheumatoid arthritis. Chinese Journal of Microbiology Immunology. 35 (3), 213-218 (2015).
  12. Sharif, S., et al. Activation of natural killer T cells by α-galactosylceramide treatment prevents the onset and recurrence of autoimmune Type 1 diabetes. Nature Medicine. 7, 1057-1062 (2010).
  13. Gapin, L. Development of invariant natural killer T cells. Current Opinion in Immunology. 39, 68-74 (2016).
  14. Kwon, D. I., Lee, Y. J. Lineage Differentiation Program of Invariant Natural Killer T Cells. Immune Network. 17 (6), (2017).
  15. Thapa, P., et al. The differentiation of ROR-γt expressing iNKT17 cells is orchestrated by Runx1. Scientific Reports. 7 (1), 7018(2017).
  16. Schurgers, E., Billiau, A., Matthys, P. Collagen-induced arthritis as an animal model for rheumatoid arthritis: focuson interferon-γ. Interferon Cytokine Research. 31 (12), 917-926 (2011).
  17. Van Haalen, H. G. M., Severens, J. L., Tran-Duy, A., Boonen, A. How cost-effectiveness A systematic review and stepwise approach for selecting a transferable health economic evaluation rheumatoid arthritis. Pharmacoeconomics. 32 (5), 429-442 (2014).
  18. Schubert, D., Maier, B., Morawietz, L., Krenn, V., Kamradt, T. Immunization with glucose-6-phosphate isomerase induces T cell-dependent peripheral polyarthritis in genetically unaltered mice. Journal of Immunology. 172, 4503-4509 (2004).
  19. Bockermann, R., Schubert, D., Kamradt, T., Holmdahl, R. Induction of a B-cell-dependent chronic arthritis with glucose-6-phosphate isomerase. Arthritis Research, Therapy. 7, 131613-131624 (2005).
  20. Kamradt, T., Schubert, D. The role and clinical implications of G6PI in experimental models of rheumatoid arthritis. Arthritis Research, Therapy. 7, 20-28 (2005).
  21. Horikoshi, M., et al. Activation of Invariant NKT Cells with Glycolipid Ligand α-Galactosylceramide Ameliorates Glucose-6-Phosphate Isomerase Peptide-Induced Arthritis. PlosOne. 7 (12), 51215(2012).
  22. Zhang, X. J., et al. Immunization with mixed peptides derived from glucose-6-phosphate isomerase induces rheumatoid arthritis in DBA /1 mice. Chinese Journal of Pathophysiology. 32 (3), 569-576 (2016).
  23. Motohashi, S., Nakayama, T. Invariant natural killer T cell-based immunotherapy for cancer. Immunotherapy. 1 (1), 73(2017).
  24. Jung, S., et al. The requirement of natural killer T-cells in tolerogenic APCs-mediated suppression of collagen-induced arthritis. Experimental and Molecular Medicine. 42 (8), 547-554 (2010).
  25. Luc, V. K., Lan, W. Therapeutic Potential of Invariant Natural Killer T Cells in Autoimmunity. Frontiers in Immunology. 9, 519-526 (2018).
  26. Chiba, A., et al. Suppression of collagen-induced arthritis by natural killer T cell activation with OCH, a sphingosine-truncated analog of α-galactosylceramide. Arthritis, Rheumatism. 50 (1), 305-313 (2004).
  27. Tudhope, S. J., Delwig, A. V., Falconer, J., Pratt, A., Ng, W. F. Profound invariant natural killer t-cell deficiency in inflammatory arthritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 69 (10), 1873-1879 (2010).
  28. Bruns, L., et al. Immunization with an immunodominant self-peptide derived from glucose-6-phosphate isomerase induces arthritis in DBA/1 mice. Arthritis Research, Therapy. 11 (4), (2009).
  29. Parietti, V., et al. Rituximab treatment overcomes reduction of regulatory iNKT cells in patients with rheumatoid arthritis. Clinical Immunology. 134 (3), 331-339 (2010).
  30. Yoshida, Y., et al. Functional mechanism(s) of the inhibition of disease progression by combination treatment with fingolimod plus pathogenic antigen in a glucose-6-phosphate isomerase peptide-induced arthritis mouse model. Biological, Pharmaceutical Bulletin. 38 (8), 1120-1125 (2015).
  31. Chen, D., et al. Study of the adoptive immunotherapy on rheumatoid arthritis with Thymus-derived invariant natural killer T cells. International Immunopharmacology. 67, 427-440 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Model voor reumatoïde artritisG6PI-peptidencelzuiveringflowcytometrieMACS-sorteringpertussistoxineIVIS-trackingcytokineaanalyse
Adoptieve immunotherapie van iNKT-cellen in glucose-6-fosfaat-isomerase (G6PI)-Geïnduceerde RA-muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.