Method Article

Een methode voor het kwantificeren van gebladerte geleedpotigen

DOI:

10.3791/60110

October 20th, 2019

In This Article

Summary

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We beschrijven hoe de geleedpotigen van de Leaf-woning worden gekwantificeerde door de bladeren en het einde van de takken in een zak te verzegelen, het zakmateriaal op te knippen en te bevriezen en het eerder bevroren materiaal in water te spoelen om geleedpotigen van het substraat te scheiden voor kwantificering.

Abstract

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terrestrische geleedpotigen spelen een belangrijke rol in ons milieu. Het kwantificeren van geleedpotigen op een manier die een precieze index of schattingen van de dichtheid mogelijk maakt, vereist een methode met een hoge detectie waarschijnlijkheid en een bekend bemonsteringsgebied. Hoewel de meest beschreven methoden een kwalitatieve of semi-kwantitatieve raming bieden die toereikend is om de aanwezigheid, rijkdom en diversiteit van de soorten te beschrijven, bieden weinigen een voldoende consistente detectie waarschijnlijkheid en bekende of consistente bemonsterings gebieden om een index of schatting met voldoende precisie voor het detecteren van verschillen in overvloed over omgevings-, ruimtelijke of temporele variabelen. We beschrijven hoe de blad geleedpotigen moeten worden gekwantificeerde door de bladeren en het einde van de takken in een zak af te dichten, het zakmateriaal op te knippen en te bevriezen, en het eerder bevroren materiaal in water te spoelen om geleedpotigen van het substraat te scheiden en te kwantificeren. Zoals we laten zien, kan deze methode op een landschaps schaal worden gebruikt om geleedpotigen in blad-woning te kwantificeren met voldoende precisie om te testen op en beschrijven hoe ruimtelijke, temporele, ecologische en ecologische variabelen de rijkdom en overvloed van geleedpotigen beïnvloeden. Deze methode stelde ons in staat om verschillen in dichtheid, rijkdom en diversiteit van geleedpotigen te detecteren onder 5 geslachten van bomen die gewoonlijk in Zuidoost-loofbossen worden aangetroffen.

Introduction

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terrestrische geleedpotigen spelen een belangrijke rol in ons ecosysteem. Naast het zijn van wetenschappelijke belangen kunnen geleedpotigen zowel schadelijk als voordelig zijn voor gewassen, tuinbouw planten en natuurlijke vegetatie, en ook een belangrijke trofische functie in voedsel webben bieden. Het begrijpen van de factoren die de gemeenschapsontwikkeling en abundantie van geleedpotige beïnvloeden, is dus van cruciaal belang voor boeren, ongedierte bestrijdings managers, plant biologen, entomologen, natuur ecologen en conservatie biologen die de communautaire dynamiek en beheer van insectiesetende organismen. Het begrijpen van factoren die invloed hebben op geleedpotigen Gemeenschappen en Abundances vaak vereist de inname van individuen. Vang technieken kunnen over het algemeen worden onderverdeeld in kwalitatieve technieken die alleen de aanwezigheid van een soort detecteren voor schattingen van soorten, rijkdom en diversiteit, of semi-kwantitatieve en kwantitatieve technieken die een index of schatting van overvloed en dichtheid van individuen binnen een taxonomische groep.

Kwalitatieve technieken die alleen deductie mogelijk maken met betrekking tot de aanwezigheid van een soort of communautaire structuur hebben een onbekende of intrinsiek lage detectie waarschijnlijkheid of ontbreken in het verstrekken van deductie met betrekking tot detectie waarschijnlijkheid en grootte van de bemonsterde oppervlakte. Omdat detectie waarschijnlijkheid met deze technieken laag is, is de variabiliteit in verband met detectie niet voldoende nauwkeurig om te deduceren hoe verklarende variabelen invloed hebben op geleedpotige populatie statistieken. Kwalitatieve technieken voor het inschatten van de aanwezigheid omvatten zuig bemonstering1, licht vallen2, opkomst vallen3, voedingspatronen op wortels4, pekel buizen5, aas6, feromoon3, Valk vallen 7, malaise vallen8, venster vallen9, zuig vallen10, slaan trays11, Spider webs12, Leaf Mines, Cerovec13, geleedpotigen Gallen14, vegetatie en Wortelschade15 .

Als alternatief kunnen semi-kwantitatieve en kwantitatieve technieken onderzoekers in staat stellen om een bepaald monstergebied te schatten of op zijn minst consistent te monster nemen en de waarschijnlijkheid van detectie te schatten, of de waarschijnlijkheid van detectie niet-directioneel zijn en voldoende zijn om niet obscure het vermogen van de onderzoeker om ruimtelijke of temporele variatie in overvloed te detecteren. Semi-kwantitatieve en kwantitatieve technieken omvatten vegen netten16, zuig-of vacuüm bemonstering17, systematische telling van zichtbare geleedpotigen18, kleverige vallen19, diverse potsoorten vallen20, ingang of emergente holes21, Chemical knockdown22, Sticky en water gevulde kleur vallen23, en tak zakken en knippen24.

Recente antropogene veranderingen in klimaat-en verstoring regimes hebben geleid tot ingrijpende veranderingen in de plantengemeenschappen, waardoor interacties tussen plantaardige soortensamenstelling en geleedpotigen een actief studiegebied zijn. Inzicht in de verschillen tussen geleedpotige Gemeenschappen en de samenstelling van plantensoorten is een essentieel onderdeel om inzicht te krijgen in de potentiële economische en milieueffecten van veranderingen in plantengemeenschappen. Semi-kwantitatieve of kwantitatieve methoden voor het kwantificeren van de overvloed aan geleedpotigen met voldoende nauwkeurigheid om verschillen tussen soorten planten op te sporen zijn nodig. In dit artikel beschrijven we een methode voor het indexeren van geleedpotigen met gebladerte die, met redelijke inspanning, voldoende nauwkeurig zijn om verschillen in individuele overvloed en biomassa, diversiteit en rijkdom te identificeren onder 5 taxa van bomen die gewoonlijk worden aangetroffen in de zuidoostelijke loofbossen van Noord-Amerika25. Deze benadering voorzag in nauwkeurige raming van de overvloed om gevolg te geven aan de wijze waarop veranderingen in de soortensamenstelling van bosplanten gemeenschappen als gevolg van gemodificeerde antropische regimes de samenstelling van geleedpotigen beïnvloeden, mogelijk het beïnvloeden van de overvloed en de distributie van hogere trofische insectiesetende vogels en zoogdieren. Specifieker, met behulp van een gemodificeerde zakken techniek voor het eerst beschreven door Crossley et al.24, we geschatte dichtheid van oppervlak, gebladerte woon geleedpotigen en testte de voorspelling dat we zouden detecteren verschillen in diversiteit, rijkdom, en overvloed van geleedpotigen in het blad van sneller groeiende meer xeric soorten bomen ten opzichte van langzamere groeiende meer Mesic soorten. Het doel van dit artikel is om gedetailleerde instructies van de techniek te geven.

We voerden de studie uit aan het Shawnee National Forest (SNF) in het zuiden van Illinois. De SNF is een 115.738-ha bos gelegen in de centrale Hardwoods regio van de Ozarks en Shawnee Hills Natural divisies26. Het bos bestaat uit een mozaïek van 37% eik/Hickory, 25% gemengd-Upland hardwoods, 16% beuken/esdoorn en 10% bottomland hardwoods. De SNF wordt gedomineerd door tweede groei eik/Hickory in Upland xerische gebieden en suiker esdoorn, Amerikaanse beuken en tulpenboom (Liriodendron tulipifera) in beschutte Mesic valleien27,28.

De site selectie voor deze methode is afhankelijk van de overkoepelende doelstellingen van het onderzoek. Het hoofddoel van onze oorspronkelijke studie was bijvoorbeeld om inzicht te geven in hoe veranderingen in de boom Gemeenschap kunnen beïnvloeden hogere trofische organismen door het vergelijken van loof-woning geleedpotige Gemeenschap metrische gegevens tussen Mesic en xeric aangepaste boom Gemeenschappen. Ons primaire doel was dus om de geleedpotigen Gemeenschap te kwantificeren op individuele bomen die zich in de xeric-of Mesic-boom Gemeenschap bevinden. We selecteerden 22 studie locaties langs een eiken/Hickory (xeric) naar beuken/esdoorn (Mesic) gedomineerd gradiënt met behulp van USFS stand cover Maps (allveg2008. SHP) in ArcGIS 10.1.1. Om mogelijke verstorende effecten te voorkomen, selecteerden we sites aan de hand van de volgende criteria: niet gelegen in oever gebieden, ≥ 12 ha, en gelegen binnen aaneengesloten Upland-bladverliezend boshabitat (d.w.z. hoogte boven 120 m). Alle sites bevatte volwassen bomen > 50 jaar oud in heuvelachtig terrein, dus bestond uit soortgelijke hellingen en aspecten. Terwijl beuken/esdoorn sitegrenzen werden onderscheiden op basis van de overgang van boom Gemeenschappen, eiken/Hickory sitegrenzen werden geïdentificeerd kunstmatig met behulp van SNF cover Maps en ArcGIS 10.1.1. Alle sites waren grote bosblokken binnen un-glaciated terrein; hun verschillen in de samenstelling van de boomsoorten waren niet te wijten aan verschillen in locatie in het landschap, maar waren representatief voor het vroegere landgebruik (bijv. duidelijke bezuinigingen of selectieve oogst). We hebben de kaarten geslepen door discrete veelhoek Shapefiles van elke studie site te uploaden naar een Handheld Global Positioning systeem (GPS) en de samenstelling van de boomsoort te controleren. We willekeurig gekozen bemonsteringspunten (n = 5) op elke site. Op elk punt proefden we drie bomen van 0600-1400 uur tijdens 23 mei tot 25 juni 2014. Om bomen te vinden, hebben we naar buiten gezocht naar een straal van 30 m van vegetatie punten tot volwassen bomen (> 20 cm d.b.h.) met takken die laag genoeg zijn om te proeven werden gevonden. Meestal werden de drie volwassen bomen die drie van de vijf geslachten (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron en Quercus) van belang vertegenwoordigden en die het dichtst bij het middelpunt stonden, bemonsterd.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. het monsternemings apparaat bouwen voordat u naar het veld gaat

  1. Gebruik bout frezen, grote draad Snijders of een elektrische slijpschijf om de onderste 1/3 van de 30 cm draad tomaten kooi te verwijderen, zodat deze ongeveer 55 cm lang is.
  2. Knip twee, 50 cm accolades gemaakt van aluminium of vergelijkbaar semi-stijf materiaal om te gebruiken als bevestigings stangen en beugels aan elke kant van het grootste uiteinde van de tomaten kooi. Op 38 cm van het einde, gebruik een Table-Top vice of grote grijp gereedschap zoals kanaal sloten om de brace te buigen tot een hoek van ongeveer 30 °. Bevestig het langere uiteinde van elk van de twee bevestigings stangen aan de tegenoverliggende zijkanten van de tomaten kooi met een ritssluiting en een buis of elektrisch tape, zodat de tape ten minste 6 cm van de kooi en staaf wordt gewikkeld. Zorg ervoor dat u de tape rond de kooi en staaf meerdere malen omwikkelen om er zeker van te zijn dat de kooi permanent aan de staaf is bevestigd.
  3. Bevestig het andere uiteinde van elk van de twee bevestigings stangen aan de tegenoverliggende zijkanten van het uiteinde van een uitschuifbare paal met ritssluiting en kanaal of elektrische tape. Zoals eerder, wikkel de tape meerdere malen om het permanent te brengen zodat de tape de paal en stangen met ten minste 6 cm overlapt. Zorg ervoor dat de opening van de kooi in contact komt met het uiteinde van de telescoopstang wanneer de kooi is bevestigd.
  4. Bevestig de kooi direct aan het uiteinde van de paal met behulp van zip-banden en elektrische of duct tape. Bevestig haak-en-lus bevestigingstrips op 3 punten aan de opening van de kooi 90 ° van de eerder aangesloten paal.
    Opmerking: deze strips zullen later gebruikt worden om de tas open te houden.

2. omsluiten van de tak

  1. Bevestig 2 stuks klittenbandsluiting aan de buiten opening van de tas zodat ze uitgelijnd zijn met de klittenbandsluiting bevestigd aan de opening van de kooi. Deze zullen worden gebruikt om de opening van de zak op zijn plaats te houden terwijl deze over een monster tak wordt gebracht. Wees er zeker van dat de klittenbandsluiting is uitgelijnd, dus wanneer de tas wordt ingebracht en bevestigd, loopt de opening naar de trekkoorden van de zak parallel aan de telescoopstang.
  2. Plaats een ~ 49 L keuken vuilniszak in de draad tomaten kooi. Plaats één Gator-clip aan elke kant van de onderkant van de tas en bevestig de clips aan de zak en de draad kooi om de tas tegen de kooi te houden. Herhaal dezelfde procedure voor de bovenkant van de tas met één Gator clip bevestigd aan de pull-snaar en de draad kooi tegenover de paal.
  3. Bevestig de para snoer aan de trekkoord van de zak die het dichtst bij de paal zit. Snijd vier stukken plastic of harde rubberen buizen in 4 cm secties en bevestig met duct of elektrische tape op vier locaties. De eerste moet worden geplaatst op het Uitschuif gedeelte van de paal ongeveer 0,5 m van het uiteinde van de pool dichtstbijzijnde de tomaten kooi.  De resterende 3 moet worden geplaatst équidistant langs het onderste gedeelte van de uitschuifbare pool beginnend ongeveer 5 cm vanaf de bovenkant van de onderste sectie (dat wil zeggen, een elk langs de bovenkant, Midden en onderkant). Rijg het uiteinde van het para snoer dat niet aan de zak is bevestigd door de plastic slang.
  4. Gebruik voor elke voorbeeld structuur een willekeurige nummer generator om een monster hoogte te selecteren die zich binnen de hoogte van de Verleng paal bevindt wanneer de maximale lengte wordt verlengd. Gebruik een willekeurige nummer generator om een sample afstand van de boomstam te selecteren. Identificeer een tak die zal passen in de zak met minimale verstoring van het loof en is de hoogte en afstand van de romp op basis van de nummers gegenereerd door de random nummer generator.
  5. Til de bemonsterings paal naar een hoogte parallel met de gewenste tak. Schuif de zak snel over de tak en trek vervolgens snel de para snoer snaren aan de trekkoorden op de zak om de zak af te dichten. Oefen dit een paar keer voorafgaand aan de eerste poging om efficiënt te worden met het opnemen van het blad met minimale verstoring van de bladeren.
  6. Laat een tweede persoon de tak clippen op de plaats grenzend aan de opening van de zak met de verlengstang pruner. Breng de monsterzak voorzichtig op de grond en bind de trekkoorden van de zak snel dicht. Probeer zo snel mogelijk de stappen voor het afzakken, snijden en zakken te voltooien om te voorkomen dat insecten ontsnappen.
  7. Bewaar de zakken tak in een vriezer totdat de laboratorium-geleedpotige-analyse is verricht.

3. arthropod-analyse

  1. Houd de bevroren zak en de tak rechtop en schud de monster tak in de zak om geleedpotigen in de zak te verteren. Verwijder voorzichtig de tak en spoel in grote verzamelpan om overgebleven geleedpotigen te verwijderen. Leeg resterend materiaal van de zak in de verzamelpan. Verwijder alle resten van niet-geleedpotigen.
  2. Afzonderlijke geleedpotigen in de gewenste taxonomische groepen. Opmerking verschillen tussen larven en volwassenen.
  3. Kwantiseer geleedpotigen zoals gewenst. Als biomassa van belang is, meetlengte van geleedpotigen en gebruik de gepubliceerde lengte massa tabel om de biomassa te schatten, of plaats geleedpotigen in kleine droog pannen, droog in droogoven voor 24 uur bij 45 °C, en weeg op een elektronische balans.

4. schatting van de dichtheid

  1. Een schatting van de dichtheid en de controle van de variatie in de blad structuur en de blad dichtheid tussen de monsters binnen boomsoorten en tussen boomsoorten:
  2. Tel en meet de oppervlakte van de bladeren van elk monster.
  3. Droog de bladeren in een droogoven voor 48 uur bij 45 °C en weeg de bladeren af op een elektronische balans.
  4. Meet de lengte van alle houtachtige tak in het monster.
    Opmerking: Diel-verschillen vinden plaats in geleedpotigen Gemeenschappen, dus bemonstering moet worden uitgevoerd gedurende de gehele periode van deductie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We hebben 626 samples verzameld van 323 individuele bomen die 5 boomgroepen componeren. Voor schattingen van de totale hoeveelheid geleedpotigen per meter van de gesamplede tak varieerde de standaardfout van 12% tot 18% van het gemiddelde voor de 5 boomgroepen (tabel 1). Dit niveau van precisie was voldoende om variatie tussen boomgroepen en een kwadratische verandering in biomassa met datum25te detecteren. Deze techniek verschafte meer precisie bi...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Twee benodigdheden voor het nauwkeurig kwantificeren van geleedpotige Gemeenschappen zijn relatief hoge detectie waarschijnlijkheden en bekende of consistente bemonsterings gebieden. Bij bemonstering voor geleedpotigen kan een detectie kans van minder dan 100% worden toegeschreven aan afzonderlijke geleedpotigen die vallen vermijden of sommige individuen die tijdens de verwerking niet zijn gedetecteerd. Interceptor vallen die vliegende geleedpotigen onderscheppen (malaise/venster vallen, kleverige vallen, enz.) lijken de...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen het Amerikaanse ministerie van landbouw Forest Service bedanken voor de financiering van dit project via USFS Agreement 13-CS-11090800-022. We willen J. Suda, W. Holland en anderen bedanken voor laboratorium assistentie en R. Richards voor veld assistentie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
13 gallon vuilniszakkenGlad78374
Aluminium staafGrainger48ku20
SnoeischaarBartlet arborist bevoorradingpp-125b-2stick
Telescopische stangBESTPF620
TomatenkooiGilbert en Bennet42 inch gegalvaniseerd

References

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arnold, A. J. Insect sampling without nets, bags, or filters. Crop Protection. 13, 73-76 (1994).
  2. Roberts, R. J., Campbell, A. J., Porter, M. R., Sawtell, N. L. Funturations in the abundance of pasture scarbs in relation to Eucalyptus trees. Proceeding of the 3rd Australian Conference on Grassland Invertebrate Ecology. Lee, K. E. , SA Government Printer. Adelaide. 75-79 (1982).
  3. Southwood, T. R. E., Henderson, P. A. Ecological Methods. , Blackwell Science. Oxford. (2000).
  4. Masters, G. J. Insect herbivory above- and belowground: individual and joint effect on plant fitness. Ecology. 79, 1281-1293 (1995).
  5. Stewart, R. M., Kozicki, K. R. DIY assessment of leatherjacket numbers in grassland. Proceedings of the crop protection in North Britain Conference. , Scottish Crop Research Institute. Dundee. 349-353 (1987).
  6. Ward, R. H., Keaster, A. J. Wireworm baiting: use of solar energy to enhance early detection of Melanotus depressus, M. verberans, and M. mellillus in Midwest cornfields. Journal of Economic Entomology. 70, 403-406 (1977).
  7. Barber, H. S. Traps for cave inhabiting insects. Journal of the Elisha Michell Scientific Society. 46, 259-266 (1931).
  8. Malaise, R. A new insect trap. Entomologisk Tidskrift. 58, 148-160 (1937).
  9. Peck, S. B., Davis, A. E. Collecting small beetles with large-area "window traps". Coleopterists Bulletin. 34, 237-239 (1980).
  10. Taylor, L. R. An improved suction trap for insects. Annals of Applied Biology. 38, 582-591 (1951).
  11. White, T. C. R. A quantitative method of beating for sampling larvae of Selidosema suavis (Lepidoptera: Geometridae) in plantations in New Zealand. Canadian Entomologist. 107, 403-412 (1975).
  12. Ozanne, C. M. Techniques and methods for sampling canopy insects. Insect Sampling in Forest Ecosystems. Leather, S. R. , Blackwell Publishing. Malden, MA. 146-167 (2005).
  13. Sterling, P. H., Hambler, C. Coppicing for conservation: do hazel communities benefit?. Woodland conservation and research in the Clay Veil of Oxfordshire and Buckinghamshire. Kirby, K., Wright, F. J. , NCC. Peterborough. 69-80 (1988).
  14. Fidgen, J. G., Teerling, C. R., McKinnon, M. L. Intra- and inter-crown distribution of eastern spruce gall adelgid, Adelges abietis (L.), on young white spruce. Canadian Entomologist. 126, 1105-1110 (1994).
  15. Prueitt, S. C., Ross, D. W. Effect of environment and host genetics on Eucosma sonomana (Lepidopter; Tortricidae) infestation levels. Environmental Entomology. 27, 1469-1472 (1998).
  16. Gray, H., Treloar, A. On the enumeration of insect populations by the method of net collection. Ecology. 14, 356-367 (1933).
  17. Dietrick, E. J. An improved backpack motor fan for suction sampling of insect populations. Journal of Economic Entomology. 54, 394-395 (1961).
  18. Speight, M. R. Reproductive capacity of the horse chestnut scale insect, Pulvinaria regalis Canard (Hom., Coccidae). Journal of Applied Entomology. 118, 59-67 (1994).
  19. Webb, R. E., White, G. B., Thorpe, K. W. Response of gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) larvae to sticky barrier bands on simulated trees. Proceeding of the Entomological Society of Washington. 97, 695-700 (1995).
  20. Agassiz, D., Gradwell, G. A trap for wingless moths. Proceedings and Transactions of the British Entomological and Natural History Society. 10, 69-70 (1977).
  21. Lozano, C., Kidd, N. A. C., Jervis, M. A., Campos, M. Effects of parasitoid spatial hererogeneity, sex ratio and mutual interaction between the olive bark beetle Phloeotribus scarabaeoides (Col. Scolytidae) and the pteromalid parasitoid Cheiropachus quardrum (Hum. Pteromalidae). Journal of Applied Entomology. 121, 521-528 (1997).
  22. Roberts, H. R. Arboreal Orthoptera in the rain forest of Costa Rica collected with insecticide: a report on grasshoppers (Acrididae) including new species. Proceedings of the Academy of Natural Sciences, Philadelphia. 125, 46-66 (1973).
  23. Disney, R. H. L., et al. Collecting methods and the adequacy of attempted fauna surveys, with reference to the Diptera. Field Studies. 5, 607-621 (1982).
  24. Crossley, D. A. Jr, Callahan, J. T., Gist, C. S., Maudsley, J. R., Waide, J. B. Compartmentalization of arthropod communities in forest canopies at Coweeta. Journal of the Georgia Entomological Society. 11, 44-49 (1976).
  25. Sierzega, K. P., Eichholz, M. W. Understanding the potential biological impacts of modifying disturbance regimes in deciduous forests. Oecologia. 189, 267-277 (2019).
  26. Schwegman, J. The natural divisions of Illinois. Guide to the vascular flora of Illinois. Mohlenbrock, R. H. , Southern Illinois University Press. Carbondale, IL. 1-47 (1975).
  27. Fralish, J. S., McArdle, T. G. Forest dynamics across three century-length disturbance regimes in the Illinois Ozark hills. American Midland Naturalist. 162, 418-449 (2009).
  28. Thompson, F. R. The Hoosier-Shawnee Ecological Assessment. General Technical Report. NC-244. , 3rd Edition, U.S. Department of Agriculture, Forest Service, North Central Research Station. St. Paul, MN. (2004).
  29. Townes, H. A light-weight Malaise trap. Entomological News. 83, 239-247 (1972).
  30. Wilkening, J., Foltz, J. L., Atkonson, T. H., Connor, M. D. An omnidirectional flight trap for ascending and descending insects. Canadian Entomologist. 113, 453-455 (1981).
  31. Basset, Y. A composite interception trap for sampling arthropods in tree canopies. Australian Journal of Entomology. 27, 213-219 (1988).
  32. Bowden, J. An analysis of factors affecting catches of insects in light traps. Bulletin of Entomological Research. 72, 535-556 (1982).
  33. Müller, J., et al. Airborne LiDAR reveals context dependence in the effects of canopy architecture on arthropod diversity. Forest Ecology and Management. 312, 129-137 (2014).
  34. Mound, L. A., Waloff, N. The components of diversity. Diversity of Insect Faunas. , Symposia of the Royal Entomological Society of London No. 9. 19-40 (1978).
  35. Southwood, T. R. E., Moran, V. C., Kennedy, C. E. J. The assessment of arboreal insect fauna-comparisons of knockdown sampling and faunal lists. Ecological Entomology. 7, 331-340 (1982).
  36. Majer, J. D., Recher, H. F. Invertebrate communities on Western Australian eucalypts: a comparison of branch clipping and chemical knockdown. Australian Journal of Ecology. 13, 269-278 (1988).
  37. Basset, Y. The arboreal fauna of the rainforest tree Argyrodendron actinophyllum as sampled with restricted canopy fogging: composition of the fauna. Entomologist. 109, 173-183 (1990).
  38. Majer, J. D., Recher, H., Keals, N. Branchlet shaking: a method for sampling tree canopy arthropods under windy conditions. Australian Journal of Ecology. 21, 229-234 (1996).
  39. Moir, M. L., Brennan, K. E. C., Majer, J. D., Fletcher, M. J., Koch, J. M. Toward an optimal sampling protocol for Hemiptera on understorey plants. Journal of Insect Conservation. 9, 3-20 (2005).
  40. Johnson, M. D. Evaluation of arthropod sampling technique for measuring food availability for forest insectivorous birds. Journal of Field Ornithology. 71, 88-109 (2000).
  41. Cooper, R. J., Whitmore, R. C. Arthropod sampling methods in ornithology. Studies in Avian Biology. 13, 29-37 (1990).
  42. Cooper, N. W., Thomas, M. A., Garfinkel, M. B., Schneider, K. L., Marra, P. P. Comparing the precision, accuracy, and efficiency of branch clipping and sweep netting for sampling arthropods in two Jamaican forest types. Journal of Field Ornithology. 83, 381-390 (2012).
  43. Schowalter, T. D., Webb, J. W., Crossley, D. A. Jr Community structure and nutrient content of canopy arthropod in clearcut and uncut forest ecosystems. Ecology. 62, 1010-1019 (1981).
  44. Majer, J. D., Recher, H. F., Perriman, W. S., Achuthan, N. Spatial variation of invertebrate abundance within the canopies of two Australian eucalypt forests. Studies in Avian Biology. 13, 65-72 (1990).
  45. Beltran, W., Wunderle, J. M. Jr Temporal dynamics of arthropods on six tree species in dry woodlands on the Caribbean Island of Puerto Rico. Journal of Insect Science. 14, 1-14 (2014).
  46. Schowalter, T. D., Crossley, D. A. Jr, Hargrove, W. Herbivory in forest ecosystems. Annual Review of Entomology. 31, 177-196 (1986).
  47. Summerville, K. S., Crist, T. O. Effects of timber harvest on Lepidoptera: community, guild, and species responses. Ecological Applications. 12, 820-835 (2002).
  48. Barbosa, P., et al. Associational resistance and associational susceptibility: having right or wrong neighbors. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 40, 1-20 (2009).
  49. Burns, R. M., Honkala, B. H. Silvics of North America: Vol 2. Hardwoods. Agriculture Handbook 654. , U.S. Department of Agriculture Forest Service. Washington, D.C. (1990).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Foliage Arthropod QuantificationLeaf Dwelling ArthropodsBagging TechniqueBranch Sampling MethodArthropod Separation ProtocolFreezing Sample PreservationWater Rinsing ExtractionTaxonomic Group SeparationBiomass Estimation MethodPrecision Density Measurement

Related Articles