De methode beschrijft ontsteking-gesensibiliseerde Hypoxic-ischemische en hyperoxische hersenletsel in de P17 Ferret om de complexe interactie te modelleren tussen langdurige ontsteking en oxidatieve hersenletsel ervaren in een aantal late premature zuigelingen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een Ferret model van ontsteking-gesensibiliseerde late preterm Hypoxic-ischemische hersenletsel
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Er is een voortdurende behoefte aan klinisch relevante modellen van perinatale infectie en hypoxie-ischemie (HI) om therapeutische interventies voor zuigelingen met de neurologische sequela van prematuriteit te testen. Fretten zijn ideaal kandidaten voor het modelleren van de premature menselijk brein, omdat ze zijn geboren lissencephalic en ontwikkelen gyrencephalic hersenen postnatally. Bij de geboorte, Ferret hersenen ontwikkeling is vergelijkbaar met een 13 week menselijke foetus, met postnatale-dag (P) 17 kits beschouwd als gelijkwaardig zijn aan een zuigeling op 32 – 36 weken ' dracht. We beschrijven een blessure model in de P17 Ferret, waar de toediening van lipopolysaccharide wordt gevolgd door bilaterale cerebrale ischemie, hypoxie en hyperoxie. Dit simuleert de complexe interactie van langdurige ontsteking, ischemie, hypoxie, en oxidatieve stress ervaren in een aantal neonaten die hersenletsel ontwikkelen. Gewonde dieren vertonen een bereik van ernst van het bruto letsel, met morfologische veranderingen in de hersenen, waaronder vernauwing van meervoudige corticale Gyri en geassocieerde sulci. Gewonde dieren tonen ook vertraagde reflex ontwikkeling, langzamer en meer variabele snelheid van motoriek in een geautomatiseerde catwalk, en verminderde verkenning in een open veld. Dit model biedt een platform voor het testen van putatieve therapieën voor zuigelingen met neonatale encefalopathie geassocieerd met ontsteking en HI, studie mechanismen van letsel die de corticale ontwikkeling beïnvloeden en onderzoeken trajecten die veerkracht bieden in niet-beïnvloedde dieren.
Inleiding
Er is een voortdurende behoefte aan grote diermodellen die de pathofysiologie van prematuriteit en perinatale hypoxie-ischemie weerspiegelen, waarbij therapeutische interventies voor zuigelingen kunnen worden getest. In 2017 werd 9,93% van de in de Verenigde Staten geboren 382.726 zuigelingen geboren en 84% van deze zuigelingen werd geboren tussen 32 en 36 weken van de dracht1. Bij premature zuigelingen is perinatale blootstelling aan infectie of ontsteking gebruikelijk, waarbij maternale immuunactivering als gevolg van virale of bacteriële pathogenen premature arbeid kan initiëren. Postnataal, premature zuigelingen lopen een hoog risico op vroege of late aanvang sepsis2. Premature zuigelingen ervaren ook vaak perioden van hypoxie, hypotensie en hyperoxie als gevolg van hun onrijpe cardiorespiratoire systeem, verhoogde zuurstofspanning in de atmosfeer ten opzichte van die ervaren in utero, en iatrogene blootstellingen. Bovendien, bij premature zuigelingen, antioxidant verdediging zijn onvolgroeid3 en pro-apoptotic factoren zijn natuurlijk upregulated4. Oxidatieve stress en celdood leiden tot de activering van het immuunsysteem en de neuro ontsteking. Deze gecombineerde factoren worden verondersteld om bij te dragen aan de ontwikkeling en de fysiologische kwetsbaarheid van de hersenen, en resulteren in of verergeren de encefalopathie geassocieerd met slechte ontwikkelingsresultaten bij premature zuigelingen5,6,7.
Als gevolg van de fysieke en ontwikkelingsovereenkomsten die het fret-brein deelt met het menselijk brein, is de fret een aantrekkelijke soort om hersenletsel te modelleren8,9,10,11,12. Fretten zijn ook ideaal kandidaten om het premature menselijk brein te modelleren, omdat ze zijn geboren lissencephalic en ontwikkelen gyrencephalic hersenen postnatally, die voorziet in een venster waarin de ontwikkelende hersenen te beledigingen die nabootsen die ervaren door zuigelingen geboren premature. Bij de geboorte, Ferret hersenen ontwikkeling is vergelijkbaar met een 13 week menselijke foetus, met postnatale-dag (P) 17 kits beschouwd als gelijkwaardig zijn aan een zuigeling op 32 – 36 weken van de dracht13.
Onze groep heeft onlangs een model van zeer premature (< 28 weken dracht) hersenletsel in de P10 Ferret gepubliceerd door het combineren van inflammatoire sensibilisatie met Escherichia coli lipopolysaccharide (LPS) met daaropvolgende blootstelling aan hypoxie en hyperoxia12. In het volgende protocol beschrijven we nu een laat premature model in de P17 Ferret, waar LPS sensibilisatie wordt gevolgd door bilaterale cerebrale ischemie, hypoxie en hyperoxie. Dit resulteert in meer ernstige verwondingen in een subgroep van dieren, en meer nauwkeurig modellen de complexe interactie van langdurige ontsteking, ischemie, hypoxie, en oxidatieve stress ervaren in een aantal premature zuigelingen die hersenletsel ontwikkelen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de NIH-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en als onderdeel van een goedgekeurd protocol door de Universiteit van Washington institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité.
1. voorbereiding en LPS administratie
Opmerking: Zie afbeelding 1 voor een tijdlijn van de procedures.
- Voordat u begint met de procedure, Seal, steriliseren en autoclaaf alle chirurgische instrumenten en chirurgische gordijnen. Bereid pre-operatieve medicatie in steriele flesjes. Bereken de stroomsnelheid die nodig is om de lucht in de hypoxie/hyperoxia kamer te vervangen door het experimentele gas in 8 – 10 min.
- Bereid de lipopolysaccharide (LP'S van E. coli 055: B5) in steriele zoutoplossing om een concentratie van 1 mg/ml te produceren. Verwijder P17 Ferret kits uit hun Jills. Weeg en nummerze. Randomiseren van dieren per nest en geslacht aan de controle of geblesseerde (of behandel) groepen.
- Gebruik een 300 μL insulinespuit en dien 3 mg/kg LPS intraperitoneaal toe aan kits in de letsel groep en een equivalent volume steriel zout voertuig (3 μL/g) om de dieren te controleren.
- Plaats dieren in een kamer in een waterbad van 37 – 40 °C om een streef temperatuur van 36 – 37 °C te behouden gedurende de chirurgische ingrepen.
2. anesthesie
- Tijdens de procedure, voortdurend bewaken temperatuur, respiratie snelheid, en hartslag van het dier.
- Toediening van buprenorfine (0,05 mg/kg) subcutaan 30 min voor de chirurgische ingreep. Induceren van anesthesie in een mengsel van 3% Isofluraan gebalanceerd met 100% zuurstof. Verwijder de kit uit de inductie kamer en plaats deze op een gedrapeerde chirurgische water deken ingesteld op 37 °C. Breng anesthesie over naar de neuskegel en reduceer het Isofluraan niveau tot 2 – 3%.
3. chirurgische voorbereiding
- Gebruik kleine dieren Tondeuses om al het haar op het ventrale nekgebied te verwijderen. Scheer in een rechthoekig patroon met zorg om te voorkomen dat de huid wordt verkaand of Scheer uitslag genereert. Dien lokale anesthesie toe aan het geschoren gebied met behulp van intradermale lidocaïne (4 mg/kg) en de (2,5 mg/kg).
- Bereid de nek voor door afwisselende toepassing van Povidon-jodium en 70% ethanol scrub met steriele wattenstaafjes. Herhaal de scrub zodanig dat Povidon-jodium en 70% ethanol elk 3x op afwisselende wijze worden toegepast.
- Bevestig de diepte van de anesthesie via afwezigheid van Teen-pinch reflex. Houd het niveau van Isofluraan bij het minimumpercentage dat nodig is voor een chirurgische verdoving. Met behulp van steriele wegwerp gordijnen die het nekgebied blootstellen, draperen het dier.
4. Ligatie van de bilaterale halsslagader
- Met een eenmalig te gebruiken #11 scalpel blad, maak een 1,5 cm middenlijn incisie in het midden van de nek. Met behulp van fijne hemostatica en gebogen Tang, deuntly ontleden naar de linker halsslagader. Ontleden de slagader weg van de geassocieerde neurovasculaire bundel.
- Met behulp van een paar gebogen fijne Tang, passeren een lus 10 cm lengte van steriele 5-0 zijde hechtmiddel onder de slagader. Snijd de hechting in tweeën. Ligaat de slagader door het veilig binden van beide lengtes van hecht, waardoor ten minste 2 mm tussen de knopen. Transect de linker halsslagader tussen de hechtingen, het verzorgen van de zenuw intact te laten.
- Herhaal de dissectie aan de rechterkant. Reversibel de rechter halsslagader met een enkele steriele 1/8 inch navelstreng binden. Sluit de wond met chirurgische huid clips.
- Laat het dier gedurende ten minste 30 minuten voor hypoxie in een waterbad met temperatuurregeling herstellen.
Opmerking: Als de slagaders niet volledig geïsoleerd zijn van de rest van de neurovasculaire bundel, kan een verhoogde sterfte voor of tijdens latere hypoxie worden gezien.
5. sequentiële hypoxie, hyperoxie en hypoxie
- Tijdens hypoxie en hyperoxia, de waterbad temperatuur wijzigen indien nodig om de rectale temperatuur te behouden tijdens hypoxie bij 37 °C in het verklikker dier (en).
- Plaats dieren in de letsel groep in een luchtdichte kamer in een waterbad. Bewaak continu de zuurstofconcentratie in de kamer, evenals de rectale temperatuur in ten minste één verklikker dier. Spoel de kamer met bevoficeerd 9% zuurstof (91% stikstof) en houd vervolgens een debiet van 3 – 5 L/min, afhankelijk van de kamergrootte. Zodra de zuurstofconcentratie in de kamer 9% heeft bereikt, gaat u 30 minuten door.
- Na 30 min, Switch gastoevoer naar 80% bevoficeerde zuurstof (20% stikstof), en laat de kamer te bereiken van de doelconcentratie op basis van debiet en kamergrootte. Blijven voor 30 min van hyperoxia. Open de kamer om normoxia sneller te bereiken door te equilibreren met kamerlucht.
- Sluit de kamer af en spoel met 9% bevochten zuurstof. Bewaak voortdurend alle dieren visueel en noteer de dieren die bradypnea weergeven. Zodra de zuurstofconcentratie in de kamer 9% heeft bereikt, gaat u 30 minuten door. Als intra-hypoxische sterfte (ademhalingsstilstand) bij een van de dieren wordt gezien vóór het einde van de periode van 30 minuten, beëindig dan onmiddellijk hypoxie.
6. omkering van de Ligatie van de Rechterhalsslagader
- Terugkeer van dieren naar het chirurgische gebied, en induceren van anesthesie in een mengsel van 3% Isofluraan evenwichtig met 100% zuurstof. Breng anesthesie over naar de neuskegel en reduceer het Isofluraan niveau tot 2 – 3%. Verwijder de chirurgische wond clips en bereid het wondgebied opnieuw voor met Povidon-jodium. Bevestig de diepte van de anesthesie via afwezigheid van Teen-pinch reflex. Houd het niveau van Isofluraan bij het minimumpercentage dat nodig is voor een chirurgische verdoving. Met behulp van steriele wegwerp gordijnen die het nekgebied blootstellen, draperen het dier.
- Met behulp van gebogen Tang, identificeren en losmaken van de navelstreng tape van de juiste halsslagader. Sluit de wond met chirurgische huid clips.
7. herstel en temperatuurbeheer
- Retourneer alle kits naar hun Jills voor 60 min, voor verpleegkunde en herstel. Na 60 min, teruggewonde dieren aan de waterbaden bij 37 – 40 °C gedurende 6 uur, de watertemperatuur aanpassen om de rectale temperatuur bij 36 – 37 °C te behouden. Retour kits naar hun Jills.
- Verwijder chirurgische clips 10 – 14 dagen na de operatie (P27 – P31).
8. reflex testen
- Voer alle reflex tests dagelijks van P21 – P28, en ten minste 3x per week van P28 – P42, terwijl de resterende verblind voor blootstelling (of behandeling) groep. Plaats, voorafgaand aan reflex tests, kits in een kamer met warmte assistentie (37 °C waterbad, Heat pad, enz.) voor 1 uur. Voltooi voor elke test alle proefversies per kit voordat u de volgende kit test.
- Negatieve geotaxis (25 °)
- Plaats een vlakke plank (16 1/2 in. x 12 in.) gewikkeld in een absorberende tafel beschermer tegen een object zodat het bord een hoek van 25 ° met de tafel vormt. Plaats een kit op het bord liggend en naar beneden gericht, ongeveer 75% van de weg omhoog van het bord.
- Zorg dat de carrosserie van de Kit recht is en dat alle vier de poten tegen het bord zijn gegript voordat je hem vrijgeeft. Zodra de kit is geplaatst, start u de tijd beoordeling.
- Noteer de tijd waarop de kit erin slaagt om zijn lichaam 90 ° te roteren ten opzichte van zijn startpositie. Noteer de tijd waarop de kit zijn lichaam draait 180 ° en neemt een volledige stap naar de bovenkant van het bord. Voer 3 proeven uit op de helling van 25 ° voordat u naar de volgende test gaat.
- Negatieve geotaxis (45 °)
- Voer 3 proeven van de eerder beschreven negatieve geotaxis-test opnieuw uit, deze keer met het bord ingesteld op een hoek van 45 °.
- Cliff aversie
- Plaats een gewatteerd platform rond 1 voet onder de richel om letsel aan kits te minimaliseren als ze vallen.
- Plaats een kit gericht en loodrecht op de rand van de labbank. Zorg dat de carrosserie van de Kit recht is, met de voorste poten met de rand. Begin tijd beoordeling vanaf het moment dat de kit wordt geplaatst. Wees voorzichtig om onderscheid te maken tussen bewuste beweging weg van de klif en andere spontane bewegingen die geen gecoördineerd wandelen inhouden.
- Noteer de tijd waarop de kit zijn lichaam verplaatst van de rand (gedefinieerd als de kit back-up, draaien van de carrosserie, of het verplaatsen van de voorste ledematen weg van de rand). Noteer de tijd dat de kit zijn eerste stap voltooit in de tegenovergestelde richting van de rand (gedefinieerd als elke richting of hoek voorbij een rotatie van 90 ° vanaf de startpositie tegenover de rand).
- Voer 3 Cliff aversie-proefversies per kit uit voordat u naar de volgende test gaat.
- Rechtse reflex
- Plaats een kit rugligging op de Bank en houd deze voorzichtig in die positie voordat u deze vrijgeeft en tegelijkertijd de stopwatch start. Noteer de tijd dat de kit zichzelf tot rust brengt met de vier poten tegelijk plat tegen de Bank in gewichtdragende posities. Noteer de tijd waarop de kit een volledige stap in elke richting neemt (gedefinieerd als de plaatsing van alle vier de poten om vooruitgang te boeken in een bepaalde richting zonder te draaien of te slepen).
- Voer 5 proeven uit van de rechtse reflex test per dier.
- Nadat elke kit de 5 rechtse reflex proeven heeft voltooid, keert het nest terug naar de Jill.
9. catwalk testen
- Op P42, verwijder kits van de Jill. Plaats kits in plastic kooien ongeveer 10 minuten voor het testen, zodat ze kunnen acclimeren aan het milieu. Schakel de lampjes uit in de testruimte om ervoor te zorgen dat omgevingslicht geen invloed heeft op de catwalk-functie.
- Maak een nieuw experiment in de relevante software. Pas de experimentele instellingen aan zodat de maximale uitvoeringsduur niet meer dan 10,00 s bedraagt en de minimale uitvoeringsduur niet lager is dan 1,50 s. Stel de maximale snelheids variatie zo in dat deze niet meer dan 60% bedraagt. Stel een minimumvereiste in voor drie conforme uitvoeringen voor elk dier.
- Pas de breedte van de loopbrug aan ten opzichte van de grootte van het dier, zodat het vrij kan locomote zonder de muren aan te raken, terwijl het smal genoeg blijft om het draaien te ontmoedigen. Voeg een nieuwe detectie-instelling toe op het tabblad profielen voor detectie-instellingen met automatische detectie. Gebruik dezelfde detectie-instellingen voor alle nestjes en dieren op een bepaalde leeftijd.
- Reinig de loopbrug grondig met een laag-pluis papier weefsel en 70% ethanol voor en na elk dier. Reinig de poten van de fret regelmatig om de nauwkeurigheid van de detectie en classificatie te verbeteren. Zodra de loopbrug en het dier zijn voorbereid, beginnen trial acquisitie.
- Onderbreek acquisitie om de catwalk schoon te maken als voetafdrukken zich ophopen op het glas, of als dieren plassen of ontlasting passeren. Stop de acquisitie zodra de catwalk-software drie compatibele uitvoeringen heeft herkend op basis van de vooraf bepaalde experiment instellingen.
10. open veld testen (P42)
- Gebruik een niet-poreuze acryl doos (55 cm x 55 cm x 40 cm hoog) gelakt mat-wit. Plaats de camera zodanig dat deze direct boven het vak wordt gecentreerd en alle vier de wanden worden vastgelegd. Reinig de test arena met 70% ethanol voor het eerste gebruik en tussen dieren.
- Selecteer in de betreffende software de optie Nieuw van sjabloon en pas een vooraf gedefinieerde sjabloon toe. Doorgaan met de set-up procedure door achtereenvolgens het onderwerptypete selecteren: Overig; Arena template: open veld, vierkant; Zone sjabloon: centrum, rand, hoeken; Functies om te traceren: middelpunt.
- Open Arena-instellingen en pak de achtergrondafbeelding van de camera-ingang en zorg ervoor dat de toppen van de Arena-wanden zichtbaar zijn. Kalibreer de afmetingen van de arena met het gereedschap Schalen.
- Pas de vooraf gedefinieerde Arena zones aan door het formaat van de contouren aan te passen aan de muur zones (NW, NE, SW, SE) en vloer zones (links boven, middelste boven, rechter bovenkant, linker midden, midden, rechter midden, linker onderkant, middelste bodem, rechter onderkant). Valideer de set-up om te bevestigen dat er geen zones overlappen.
- Open het verwervings venster en druk op acquisitie starten. Plaats de fret in het midden van de test arena georiënteerd op een manier die consistent is voor elk test onderwerp. Laat de fret gedurende een periode van 5 minuten vrij door de hele Arena bewegen. Druk aan het einde van de testperiode op acquisitie stoppen. Herhaal de procedure met de volgende fret.
Opmerking: Alle onderzoekers in de kamer moeten zich positioneren om onwaarneembaar te zijn door de fret en stil te blijven tijdens de testperiode.
11. fixatie-perfusie
- Op P42, diep anesthetiseren kits met 5% isoflurane. Dien een overdosis pentobarbital toe (120 – 150 mg/kg i.p.). Zorg voor diepe anesthesie door gebrek aan reactie op Teen knijpen en verlies van respiratoire bewegingen.
- Breng het dier over naar een rook afzuigkap. Open de thorax en klem de aflopend aorta met behulp van fijne hemostatica. Snijd het juiste Atrium. Met behulp van een perfusie pomp, parfumeer de linker ventrikel met 60 mL steriele zoutoplossing met een snelheid van 30 mL/min. Parfuseren met 60 mL formaline (10% formaldehyde) met een snelheid van 30 mL/min.
- Onthooi het karkas en verwijder de hersenen van de schedel met behulp van een schaar, een tang, een Rongeurs en een spatel. Neem hoge-resolutie foto's van de rugklachten, ventrale en laterale aspecten van elke hersenen. Post-Fix de hersenen in formaline voor ten minste 48 h.
12. ex vivo hersen meting
- Verwijder de hersenen van formaline (stap 11,3) en plaats op een papieren handdoek om overtollige vloeistof te absorberen.
- Met behulp van een elektronische remklauw, meet de hoogte van de hersenen door het plaatsen van de uiteinden van de remklauw op de dorsale en ventrale aspecten van de hersenen. Meet de lengte van de hersenen door het plaatsen van de uiteinden van de remklauw bij de olfactorische gloeilamp en de meest posterieure grens van de Occipitale kwab. Meet de breedte van de hersenen door het plaatsen van de uiteinden van de remklauw op de meest laterale delen van de temporale lobben. Weeg de hersenen.
- Meet de longitudinale fissuren (anterior en posterieure van de cruciaatsulcus), laterale sulci, suprasylvian sulci, coronale sulci, pseudosylvian sulci, ansinaatsulci, cruciaatsulci, presylvian sulci, laterale Gyri, suprasylvian Gyri, sigmoid Gyri ( voorste en posterior), coronale Gyri, ectosylvian Gyri (voorste en posterior), en orbitale Gyri. Meet alle sulci vanaf het begin en het einde van het meest opvallende deel van de corresponderende Sulcus. Meet alle Gyri van het breedste aspect van elke corresponderende gyrus.
- Meet de hoeveelheid cerebellum die wordt blootgesteld door een punt van de remklauw te plaatsen op het achterste punt van de longitudinale spleet en plaats de andere punt van de remklauw op het achterste deel van het cerebellum.
Opmerking: De Ferret Brain Atlas, zoals gevonden in de biologie en ziekten van de Ferret14, werd gebruikt voor de ontwikkeling van de ex vivo Ferret hersen metingen.
13. bruto schade Score
- Gebruik de Foto's gemaakt in stap 11,3., pas de scoringscriteria toe in stappen 13.2 – 13.4 om bruto hersenletsel (0 – 9 schaal) te beoordelen, terwijl het blind blijft voor blootstelling (of behandel) groepen.
- De longitudinale Fissure beoordelen. Als het normaal lijkt, wijst u een Score van 0 toe. Als het licht verbreed is (ongeveer 2x de normale breedte), maar de toename van de breedte is onvolledig langs de lengte van de Fissure, wijs een Score van 1 toe. Als het matig vergroter is (ongeveer 2 – 3x normaal), wijs dan een Score van 2 toe. Als het aanzienlijk verbreed is, met een zichtbare opening > 3x normale breedte langs het grootste deel van de lengte van de spleet, past u een Score van 3 toe.
- De laterale sulci te beoordelen. Als ze normale definitie tonen, met scheiding van de laterale Gyri en suprasylvian Gyri, wijs dan een Score van 0 toe. Als een milde unilaterale of bilaterale gereduceerde definitie van Sulcus wordt gezien, met name in het caudale gedeelte, met minimale vernauwing van frontale en temporale lobben ten opzichte van de occipitale lobben, wijst u een Score van 1 toe.
- Als matig gereduceerde definitie van de sulci wordt gezien, met depressie van de suprasylvian Gyri, vernauwing van de coronale en ectosylvian Gyri, en milde vernauwing van frontale en temporale lobben ten opzichte van occipitale lobben, wijs een Score van 2. Als unilaterale cystische degeneratie wordt gezien, met een minimale verandering van de contralaterale hemisfeer, wijs dan een Score van 3 toe. Als een slechte definitie van de laterale sulci aanwezig is, met bilaterale Cystic of ernstige degeneratie van de occipitale en temporale lobben, wijs dan een Score van 4 toe.
- Beoordeel het zichtbare gedeelte van het cerebellum. Als het normaal lijkt, met (< 75% van de cerebellaire en < 66% van de halfronden zichtbaar, wijs een Score van 0. Als 75 – 90% van de cerebellaire en ≥ 66% van de hemisferen zichtbaar zijn, wijs dan een Score van 1 toe. Als het grootste deel van het cerebellum zichtbaar is, waarbij alle cerebellaire en ≥ 66% van de hemisferen worden weergegeven, wijst u een Score van 2 toe.
14. gegevensanalyse
- Voor reflex testgegevens, toewijzen mislukkingen een Score van 61 s zodat ze kunnen worden vergeleken met successen aan het einde van de tijd (60 s), maar met een slechter ranking in de statistische analyse. Bereken een gebied onder de curve voor elk dier in de loop van de tijd in elk van de reflex tests.
- Pas de catwalk-gegevens aan met het gewicht van het dier om de druk te verkleinen.
- Analyseer gegevens met behulp van niet-parametrische statistische methoden, die gegevens beschrijven met behulp van het mediaan-en interkwartielbereik (IQR).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Van 34 (n = 18 mannetjes, n = 16 vrouwtjes) dieren van zes nesten blootgesteld aan de belediging, acht dieren (24%; n = 4 mannetjes, n = 4 vrouwtjes) in de gewonde groep stierf tijdens de tweede hypoxie periode (n = 5), tijdens temperatuur Management (n = 2), of 's nachts na de belediging (n = 1). In de gewonde groep waren negen van de 26 overlevenden (35%) had zichtbare Grove schade. Vijf dieren (n = 5 mannetjes) hadden matig letsel, en vier dieren (n = 2 mannetjes, n = 2 vrouwtjes) hadden een ernstig letsel, gedefiniee...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Vanwege de fysieke en ontwikkelingsovereenkomsten die tussen het brein van de fret en het menselijk brein worden gedeeld, wordt de Ferret steeds vaker gebruikt om zowel volwassen als ontwikkelings hersenletsel te modelleren. 8,9,10,11,12. Echter, onderzoek tot op heden suggereert dat het Ferret brein is zowel resistent tegen initiële letsel als zeer plastic, m...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De ontwikkeling van het model werd gefinancierd Bill en Melinda Gates Foundation, evenals door NIH Grant 5R21NS093154-02 (NICHD).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 80% Oxygen | Praxair | ||
| 9% Oxygen | Praxair | ||
| Absorbent benchtop protector | Kimtech | 7546 | |
| Automated catwalk | Noldus | ||
| Betadine surgical scrub | |||
| Bupivacaine | Patterson Veterinary | 07-888-9382 | |
| Buprenorphine | |||
| Calipers | SRA Measurement Products | ME-CAL-FP-200 | 200 mm bereik, 0,01 mm resolutie |
| Cotton Gauze Sponge | Fisher Scientific | 22028556 | |
| Curved fine hemostat | Roboz | RS-7101 | |
| Curved forceps | World Precision Instruments | 501215 | |
| Curved suture-tying hemostat | Roboz | RS-7111 | |
| Ethovision tracking software | Noldus | ||
| Eye Lubricant | Rugby | NDC 0536-1970-72 | |
| Ferrets (Mustela putorius furo) | Marshall Biosciences | Outbred (geen specifiek ras) | |
| Formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | 10% (fosfaatbuffer/gecertificeerd) |
| Hair Clippers | Conair | GMT175N | |
| Insulin Syringes | BD | 329461 | 0,3 cc 3 mm 31 G |
| Isoflurane | Piramal | 66794-017-25 | |
| Lidocaine | Patterson Veterinary | 07-808-8202 | |
| LPS | List Biological | LPS Ultrapure #423 | |
| Oxygen sensor | BW Gas Alert | GAXT-X-DL-2 | |
| Pentobarbital | |||
| Plastic chamber | Tellfresh | 1960 | 10 L; 373 x 270 x 135 mm3 |
| Saline Solution, 0.9% | Hospira | RL-4492 | |
| Scalpel blade | Integra Miltex | 297 | |
| Scalpel handle | World Precision Instruments | 500236 | #3, 13 cm |
| Sterile suture | Fine Science Tools | 18020-50 | Gevlocht zijde, 5/0 |
| Surgical clip applicator | Fine Science Tools | 12020-09 | |
| Surgical clip remover | Fine Science Tools | 12023-00 | |
| Surgical drapes | Medline Unidrape | VET3000 | |
| Surgical gloves | Ansell Perry Inc | 5785004 | |
| Surgical clips | Fine Science Tools | 12022-09 | |
| Thermometer (rectal) | YSI | Precision 4000A | |
| Thermometer (water) | Fisher Scientific | 14-648-26 | |
| Umbilical tape | Grafco | 3031 | Steriele |
| Water bath | Thermo Scientific | TSCOL19 | 19 L |
Referenties
- Martin, J. A., Hamilton, B. E., Osterman, M. J. K., Driscoll, A. K., Drake, P. Births: Final Data for 2017. National Vital Statistics Report. 67 (8), 1-49 (2018).
- Vanhaesebrouck, P., et al. The EPIBEL study: outcomes to discharge from hospital for extremely preterm infants in Belgium. Pediatrics. 114 (3), 663-675 (2004).
- Raju, T. N., et al. Long-Term Healthcare Outcomes of Preterm Birth: An Executive Summary of a Conference Sponsored by the National Institutes of Health. Journal of Pediatrics. , (2016).
- Raju, T. N. K., Buist, A. S., Blaisdell, C. J., Moxey-Mims, M., Saigal, S. Adults born preterm: a review of general health and system-specific outcomes. Acta Paediatrica. 106 (9), 1409-1437 (2017).
- Bennet, L., et al. Chronic inflammation and impaired development of the preterm brain. Journal of Reproductive Immunology. 125, 45-55 (2018).
- Reich, B., Hoeber, D., Bendix, I., Felderhoff-Mueser, U. Hyperoxia and the Immature Brain. Developmental Neuroscience. 38 (5), 311-330 (2016).
- Galinsky, R., et al. Complex interactions between hypoxia-ischemia and inflammation in preterm brain injury. Developmental Medicine & Child Neurology. 60 (2), 126-133 (2018).
- Empie, K., Rangarajan, V., Juul, S. E. Is the ferret a suitable species for studying perinatal brain injury. International Journal of Developlemental Neuroscience. 45, 2-10 (2015).
- Snyder, J. M., et al. Ontogeny of white matter, toll-like receptor expression, and motor skills in the neonatal ferret. International Journal of Developlemental Neuroscience. , (2018).
- Schwerin, S. C., et al. Progression of histopathological and behavioral abnormalities following mild traumatic brain injury in the male ferret. Journal of Neuroscience Research. 96 (4), 556-572 (2018).
- Rafaels, K. A., et al. Brain injury risk from primary blast. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 73 (4), 895-901 (2012).
- Wood, T., et al. A Ferret Model of Encephalopathy of Prematurity. Developlemental Neuroscience. , (2019).
- Barnette, A. R., et al. Characterization of Brain Development in the Ferret via Magnetic Resonance Imaging. Pediatric Research. 66 (1), 80-84 (2009).
- Kroenke, C. D., Mills, B. D., Olavarria, J. F., Neil, J. J. Biology and Diseases of the Ferret. , WIley. (2014).
- Eklind, S., et al. Bacterial endotoxin sensitizes the immature brain to hypoxic--ischaemic injury. European Journal of Neuroscience. 13 (6), 1101-1106 (2001).
- Falck, M., et al. Neonatal Systemic Inflammation Induces Inflammatory Reactions and Brain Apoptosis in a Pathogen-Specific Manner. Neonatology. 113 (3), 212-220 (2018).
- Osredkar, D., et al. Hypothermia Does Not Reverse Cellular Responses Caused by Lipopolysaccharide in Neonatal Hypoxic-Ischaemic Brain Injury. Developmental Neuroscience. 37 (4-5), 390-397 (2015).
- Nakata, M., Itou, T., Sakai, T. Quantitative analysis of inflammatory cytokines expression in peripheral blood mononuclear cells of the ferret (Mustela putorius furo) using real-time PCR. Veterinary Immunology and Immunopathology. 130 (1-2), 88-91 (2009).
- Christensson, M., Garwicz, M. Time course of postnatal motor development in ferrets: ontogenetic and comparative perspectives. Behavioral Brain Research. 158 (2), 231-242 (2005).
- Li, Y., Dugyala, S. R., Ptacek, T. S., Gilmore, J. H., Frohlich, F. Maternal Immune Activation Alters Adult Behavior, Gut Microbiome and Juvenile Brain Oscillations in Ferrets. eNeuro. 5 (5), (2018).
- Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals of Neurolology. 9 (2), 131-141 (1981).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
