Dit werk presenteert een protocol voor het uitvoeren van een stereotaxic, neurochirurgische implantatie van micro-elektrode arrays in de common marmoset. Deze methode maakt het specifiek mogelijk elektrofysiologische opnames in vrij gedragen dieren, maar kan gemakkelijk worden aangepast aan elke andere soortgelijke neurochirurgische ingreep in deze soort (bv, canule voor Drug Administration of elektroden voor hersenstimulatie).
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Stereotaxic chirurgie voor implantatie van micro-elektrode arrays in de gewone marmoset (Callithrix jacchus)
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Marmosets (Callithrix jacchus) zijn kleine niet-menselijke primaten die aan populariteit winnen in biomedisch en preklinisch onderzoek, waaronder de neurowetenschappen. Fylogenetisch, deze dieren zijn veel dichter bij de mens dan knaagdieren. Ze vertonen ook complexe gedragingen, waaronder een breed scala aan vocaliisaties en sociale interacties. Hier wordt een effectieve stereotaxic neurochirurgische ingreep voor implantatie van opname elektrode arrays in de common Hapalomys beschreven. Dit protocol geeft ook informatie over de pre-en postoperatieve stappen van dierenverzorging die nodig zijn om een dergelijke operatie succesvol uit te voeren. Tot slot toont dit protocol een voorbeeld van lokaal veld potentieel en Spike activiteit opnames in een vrijelijk gedragen Hapalomys 1 week na de chirurgische ingreep. Over het algemeen biedt deze methode de mogelijkheid om de hersenfunctie te bestuderen in wakker en vrij het gedragen van marmosets. Hetzelfde protocol kan gemakkelijk worden gebruikt door onderzoekers die met andere kleine primaten werken. Daarnaast kan het gemakkelijk worden aangepast om andere studies die implantaten vereisen, zoals stimulerende elektroden, micro injecties, implantatie van optroden of begeleiden cannulas, of ablatie van discrete weefsel regio's.
Inleiding
Gewone zijdeaapjes (Callithrix jacchus) krijgen erkenning als een belangrijk modelorganisme in veel onderzoeksgebieden, waaronder neurowetenschappen. Deze primaten van de nieuwe wereld vormen een belangrijk aanvullend diermodel voor zowel knaagdieren als andere niet-menselijke primaten (Nhp's), zoals de rhesus macaque. Net als knaagdieren zijn deze dieren klein, gemakkelijk te manipuleren en relatief zuinig om te verzorgen en te fokken1,2,3,4, in vergelijking met grotere nhp's. Bovendien hebben deze dieren een neiging tot jumelage en hoge feconiteit ten opzichte van andere nhp's1,2,3. Een ander voordeel dat de Hapalomys heeft over vele andere primaten is dat moderne moleculaire biologie tools3,4,5,6,7 en een gesequenced genoom2 ,3,4,5,8 zijn gebruikt om ze genetisch te wijzigen. Zowel knock-in dieren met lentivirus5, en knock-out dieren met behulp van zink-vinger nucleasen (ZFNs) en transcriptie Activator-achtige Effector NUCLEASEN (Talens)7, hebben opgeleverd levensvatbare oprichter dieren.
Een voordeel ten opzichte van knaagdieren is dat marmosets, als primaten, phylogenetisch dichter bij de mens zijn3,5,6,9,10,11. Net als mensen, zijn zijdeaapjes diurnale dieren die afhankelijk zijn van een sterk ontwikkeld visueel systeem om veel van hun gedrag10te begeleiden. Verder vertonen zijdeaapjes gedrags complexiteit, waaronder een breed scala aan sociaal gedrag, zoals het gebruik van verschillende vocaliisaties3, waardoor onderzoekers vragen kunnen beantwoorden die niet mogelijk zijn in andere soorten. Vanuit een neurowetenschappelijk perspectief hebben marmotten lissencefalie hersenen, in tegenstelling tot de meer gebruikte rhesus makaak9. Bovendien, zijdeaapjes hebben een centraal zenuwstelsel vergelijkbaar met de mens, met inbegrip van een meer sterk ontwikkelde prefrontale cortex9. Samen positioneren al deze kenmerken zijdeaapjes als een waardevol model om de hersenfunctie in gezondheid en ziekte te bestuderen.
Een gemeenschappelijke methode voor het bestuderen van hersenfunctie impliceert het implanteren van elektroden in anatomisch specifieke locaties door middel van stereotaxic neurochirurgie. Dit zorgt voor een chronische registratie van de neurale activiteit in verschillende doelgebieden in wakker en vrij gedragen dieren12,13. Stereotaxic Neurochirurgie is een onmisbare techniek die wordt gebruikt in veel onderzoekslijnen, omdat het precieze targeting van neuroanatomische regio's mogelijk maakt. In vergelijking met makaak en knaagdieren literatuur, er zijn minder gepubliceerde studies beschrijven de stereotaxic Neurochirurgie specifiek voor de marmoset, en ze hebben de neiging om sparse detail van de stappen die betrokken zijn bij de operatie te bieden. Bovendien richten de mensen met meer detail zich voornamelijk op procedures voor de opname van elektrofysiologie in hoofd-ingetogen dieren14,15,16,17.
Om de bredere adoptie van zijdeaapjes als modelorganisme in neurowetenschappelijk onderzoek te vergemakkelijken, definieert de huidige methode specifieke stappen die nodig zijn voor een succesvolle stereotaxic Neurochirurgie in deze soort. Naast de implantatie van opname arrays, zoals beschreven in de huidige methode, kan dezelfde techniek worden aangepast voor vele andere experimentele uiteinden, waaronder implantatie van stimulerende elektroden voor de behandeling van ziekten18 of causaal rijden circuit gedrag19; implantatie van geleidings canules voor extractie en kwantificering van neurotransmitters20, injecties van reagentia, met inbegrip van die voor het inducerende ziekte modellen12 of voor circuit tracing studies15; ablatie van discrete weefsel gebieden21; implantatie van optroden voor optogenetische studies22; implantatie van optische Vensters voor corticale microscopische analyse23; en implantatie van electrocorticografische (ECoG) arrays24. Het algemene doel van deze procedure is dus het beschrijven van de chirurgische stappen die betrokken zijn bij de implantatie van micro-elektrode arrays voor chronische elektrofysiologische opnames in het vrijelijk gedragen van marmosets.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en goedgekeurd door het ethisch comité van het Santos Dumont Institute (protocol 02/2015AAS).
1. chirurgie voorbereiding
- Bevestig elke elektrode-array aan een elektrodehouder die compatibel is met het stereotaxic frame dat moet worden gebruikt.
- Sluit één elektrodehouder aan op de stereotaxic micromanipulator en stel één micro draad in op de interaurale coördinaten. Herhaal dit voor de extra elektrode arrays en houders, indien nodig.
Opmerking: de interaurale coördinaat van elke verwarmings kan worden gebruikt om de implantatie coördinaten voor de gehele array te berekenen, omdat de relatieve afstand tussen de micro draden constant is. Wanneer de array bundels heeft met verschillende lengtes, is de interaurale coördinaat van de langste draad het handigste om te gebruiken voor het instellen van de interaurale Zero. - Maak de elektrode houders los van de stereotaxic micromanipulator en Steriliseer de assemblages (elektrode bevestigd aan de elektrodehouder) in een ultraviolette licht (UV) kast gedurende ten minste 2 uur.
- Bevestig een 24 G naald aan een stereotaxic sonde houder, sluit deze aan op de micro manipulator en stel de interaurale coördinaten in voor de punt van de naald.
Opmerking: voorafgaand aan de operatie moeten de coördinaten van alle craniotomieën vooraf worden gedefinieerd als een omtrek 200 μm2 groter dan de anteroposterieure (AP) en Mediolaterale (ml) positie van de doel implantatie locatie van de array. Gebruik de 24 G naald sonde houder om de positie van de craniotomieën in de schedel te bepalen op basis van de nulinteraurale coördinaten. - Maak de sonde houder los van de micro manipulator en Steriliseer de montage in een UV-kast gedurende ten minste 2 uur.
- Verzamel 6 − 8 Titanium of roestvrijstalen schroeven. Soldeer een massadraad tot de helft van hen.
- Organiseer en steriliseer alle overgebleven instrumenten, apparatuur en Disposables die nodig zijn voor de operatie.
2. preoperatieve procedures
Opmerking: in deze studie werden twee volwassen mannelijke zijdeaapjes (Callithrix jacchus) met een gewicht van 320 – 370 g gebruikt. Zorg ervoor dat het dier niet heeft gegeten voor 6 h voorafgaand aan de inductie van anesthesie.
- Anesthetiseer het dier met een intramusculaire injectie van atropine (0,05 mg/kg) om de speekselvloed en bronchiale afscheidingen te verminderen. Controleer het gebrek aan pedaal responsen.
- Na 5 min. Breng ketamine (10 − 20 mg/kg) intramusculair aan.
- Scheer het hoofd van het dier met een elektrische kapper.
- Dien tramadol (2 mg/kg) intramusculair toe als een algemene pijnstiller.
- Het dier te intuberen.
- Met behulp van een masker, bloot de Hapalomys aan Isofluraan in 1 − 2% zuurstof met een debiet van 1 − 5 L/min voor het opwekken van diepe anesthesie. Wanneer het dier diep anesthetized, verminderen en handhaven van Isofluraan tot 1 − 3 L/min.
- Bevestig een elastische band aan de chirurgische tafel met tape.
- Positioneer de Hapalomys in een liggende positie met het hoofd naar de technicus en plaats de elastische band in de mond van de Hapalomys achter zijn kannen.
Opmerking: het is het beste om het hoofd zodanig te positioneren dat het rugoppervlak naar de vloer wordt gericht en het gezicht naar de technicus gaat. - Veeg met een sonde met wattenstaafje de tong van de marmoset droog en pak hem in één hand om de mond open te houden.
- Spray 10% lidocaïne op het uiteinde van de endotracheale buis.
- Plaats de ongeboeid, 2,0 mm diameter endotracheale buis in de luchtpijp tot de 4,0 cm Mark is bij de ingang van de luchtpijp.
- Bevestig de buis aan de anesthesie-eenheid met de kunstmatige ventilator ingesteld op 40 Adems/min en bevestig de juiste expansie en contractie van de borst.
Opmerking: op dit moment moeten de Isofluraan en zuurstof worden geleverd via de endotracheale buis, niet het masker. - Verwijder de elastische band uit de mond van de marmoset zodat de endotracheale buis aan de kaak kan worden geplakt.
- Plaats de Hapalomys in een gevoelige positie in lijn met het stereotaxic frame en bevestig het hoofd van het dier in het stereotaxic frame.
- Plaats eerst de punt van de rechteroor balk in de rechter gehoorgang van het dier.
- Plaats vervolgens de punt van de linkeroor balk in de linker gehoorgang.
- Plaats het hoofd van het dier in het midden van het stereotaxsche frame en bevestig de oorstangen op hun plek.
- Plaats het mondstuk in de mond van het dier en pas de hoogte aan zodat het de smaak van het dier raakt. Op hetzelfde moment, plaats de orbitale staven op het onderste oppervlak van het orbitale bot.
- Zorg ervoor dat het onderste oppervlak van de orbitale bot horizontaal is uitgelijnd met het midden van de oor staven.
- Sluit een draagbare Pulse Oximeter aan op de hand van de marmoset. Zorg ervoor dat de hartslag binnen 154 − 180 klopt/min (BPM) voor de duur van de operatie; vaak een hartslag boven 200 BPM impliceert dat het dier wakker wordt. Zorg ervoor dat de zuurstofverzadiging hoger is dan 95%. Het kan af en toe dalen tot 90% zonder schade.
Opmerking: als de hartslagmeter onder de 154 BPM daalt, verlaagt u de Isofluraan. - Positioneer de rectale temperatuursonde aangesloten op een homeothermische verwarmingspad in de anus, met de gewenste temperatuur ingesteld voor 37 °C. Plak deze sensor op de tail om deze vast te zetten.
- Breng steriel oftalmisch smeermiddel aan op de ogen.
- Reinig en Desinfecteer het hoofd van het dier met chloorhexidine en Povidon jodium alvorens het dier met een chirurgische veld te bedekken.
Opmerking: Voer alle volgende chirurgische ingrepen uit onder aseptische omstandigheden.
3. chirurgische ingrepen
- Breng lokaal analgeticum subcutaan (bijvoorbeeld lidocaïne 20 mg/mL, 0,1 mL) op de plaats van de beoogde incisie. Maak een incisie in de middenlijn van de hoofdhuid.
- Blootstellen en voorbereiden van het oppervlak van de schedel.
- Verwijder voorzichtig de temporale spier van de schedel. Gebruik eerst een scalpel om de fascia bij het inbrengen in de schedel te snijden. Vervolgens, voorzichtig scheiden de temporale spier van de cranium met behulp van een beenvlies raspatory.
- Verwijder het periosteum van alle blootgestelde cranium met behulp van een beenvlies raspatory.
- Regel het bloeden met een steriel wattenstaafje, indien nodig.
- Reinig het botoppervlak met waterstofperoxide.
- De locatie van de craniotomie afbakenen door de hoeken te markeren met ondiepe Braam gaten in het botoppervlak. Vervolgens, boor de omtrek van de craniotomie met behulp van een tandheelkundige boor op maximale snelheid (d.w.z. 350.000 rpm). Voeg een paar druppels steriele zoutoplossing over de schedel toe tijdens het boren om oververhitting te voorkomen. Meet de positie van de craniotomie en de coördinaten van het elektrode implantaat met betrekking tot de interaurale coördinaten.
- Implantaat schroeven in de schedel.
- Boor 6 − 8 schroefgaten in de cranium.
- Implantaat de schroeven zodanig dat elke grond draad gesmolten schroef grenst aan en in de nabijheid van een ongewijzigde schroef (dat wil zeggen, zonder een aarddraad aangesloten).
- Wind elke aardedraad rond de aangrenzende, ongewijzigde schroef.
- Voeg een druppel zilverkleurige verf toe tussen de grond draad en elke schroef.
- Verwijder het bot in het midden van de craniotomie met behulp van een tang met een gebogen punt (bijv. McPherson-Tang). Houd de dura mater gehydrateerd met een steriele zoutoplossing.
- Verwijder de dura mater. Gebruik een steriele hypodermische naald (25 of 26 G) met de schuine kant gebogen bij ongeveer 90 ° om het oppervlak van de dura mater weg van het hersen oppervlak te prikken en op te tillen. Snijd vervolgens de dura mater met micro schaar. Houd de blootgestelde hersenen gehydrateerd met zoutoplossing.
Opmerking: als significante durale bloedingen worden waargenomen, gebruik dan causale of steriele absorberende gelatine sponzen gedrenkt in thrombine25. - Implantaat micro elektrode arrays.
- Bevestig de gesteriliseerde elektrodehouder en elektrode-array aan de stereotaxic micromanipulator.
- Positioneer de micromanipulator zodanig dat de elektrode op de gewenste anteroposterieure en Mediolaterale coördinaten staat.
- Verlaag de elektrode-array tot de punt van de langste bundel het oppervlak van de hersenen raakt.
- Steek de array langzaam in het hersenweefsel totdat de dorsoventral coördinaten bereikt zijn.
- Bedek de blootgestelde cortex met kleine stukjes steriele, absorberende gelatine sponzen.
- Bevestig de elektrode aan de schedel door het toepassen van tandheelkundige acryl op de blootgestelde schedel, een schroef, en de elektrode.
- Maak de elektrodehouder los en verwijder deze uit de micro manipulator.
- Herhaal de implantatie procedure van stap 3,7 met de extra arrays, indien nodig.
- Wind samen en las de grond draden van de afzonderlijke arrays en schroeven. Gebruik zilver verf om een brug rond de Las te vormen om ervoor te zorgen dat een elektrische verbinding is bereikt.
- Met behulp van tandheelkundige acryl, maak een stevige headcap rond de laterale omvang van de arrays, en volledig bij de grond draden en elke blootgestelde schedel en schroeven.
- Plaats indien nodig een ondersteunings balk in de headcap. Dit kan een stevige plastic cilinder zijn zoals die van een wattenstaafje. Sluit het op zijn plaats met de tandheelkundige acryl.
Opmerking: dit kan nuttig zijn bij het beveiligen van de elektrofysiologie kabel connectors op zijn plaats, maar kan onnodig zijn, afhankelijk van de gebruikte apparatuur. In de huidige methode, een soortgelijke steun staaf wordt aangebracht op het hoofdpodium zodanig dat een elastische band kan robuust houden de hoofd stadia op zijn plaats op de connectors. - Hecht de huid rond de dop.
4. postoperatieve herstel
- Breng antiseptische oplossing (bijv. chloorhexidine) rond de wond aan.
- Schakel de Isofluraan toevoer uit, maar niet de zuurstof en verwijder het dier uit het stereotaxic frame.
- Plaats het dier op het verwarmingskussen met de zuurstof die door de endotracheale buis wordt onderhouden.
- Verwijder de endotracheale buis wanneer de eerste tekenen van neurogene reflexen, zoals Laryngospasmen, worden waargenomen.
- Blijf de zuurstof met een masker leveren totdat het dier duidelijke tekenen van verdoving herstel presenteert, zoals beschermende reflexen, houdings Toon, en pogingen om te ambulëren.
- Plaats het dier in een schone kooi in een herstel ruimte voor 24 − 48 uur voordat het dier naar zijn huis kooi wordt verplaatst. Huis elk geïmplanteerd dier individueel.
Opmerking: omdat zijdeaapjes geneigd zijn om de kooi wanden te beklimmen, gebruik je een kooi met gladde wanden of Bedek je de kooi wanden met een glad oppervlak om te voorkomen dat het dier valt. - In het eerste uur na de operatie, observeer het dier om te letten op tekenen van nood of ongecoördineerd hoofdcontact tegen de zijkant van de kooi.
- Antibiotica toedienen (bijv. enrofloxacine 5 mg/kg, subcutaan, eenmaal daags 5 − 7 dagen), analgetica (bijv. oraal tramadol 1 mg/kg, elke 8 h gedurende 3 − 5 dagen) en ontstekingsremmende geneesmiddelen (bijv. dexamethason 0,5 − 1,5 mg/kg, subcutaan, eenmaal daags 1 − 3 dagen) .
NB: na een geslaagde operatie zullen de dieren binnen 3 − 5 dagen volledig hersteld worden.
5. chronische elektrofysiologische opnames in vrij gedragen zijdeaapjes
- Start de elektrofysiologische opnamesessies ten minste 1 week na de operatie.
Opmerking: gewend de dieren aan de onderzoeker en experimentele omgevingen voordat u begint met alle experimentele procedures voor ten minste 1 maand. - Aan het begin van elke sessie, zachtjes anesthetiseren het dier met behulp van Isofluraan (1 − 5 L/min, 1% O2).
Opmerking: Volg de richtlijnen van de relevante instelling met betrekking tot de sedatie van kleine primaten. Als het opnemen van sessies zijn zeer frequent, wennen aan de dieren moeten worden behandeld, zodat de kabels kunnen worden aangesloten zonder anesthesie. - Verbind de elektrode arrays met een commercieel neurale opnamesysteem.
- Plaats het dier in de experimentele kamer.
Opmerking: de experimentele kamer die hier wordt gebruikt is een kubieke acryl doos (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) ontworpen om de hoeveelheid en het patroon van spontane motorische activiteit26,27te evalueren. - Wacht 30 minuten voordat u begint met de opnames om ervoor te zorgen dat het dier volledig is hersteld van anesthesie.
Opmerking: Isoflurane heeft een snelle begin-en offset actie waardoor snelle sedatie mogelijk is en28wordt wakker. Zodra de Isofluraan toevoer is uitgeschakeld, begint het dier wakker te worden. Het dier is wakker wanneer het in de rechtopstaande positie blijft en kan in de experimentele kamer zonder te vallen kunnen ambuleren. Dit duurt minder dan 15 minuten. Om de afwezigheid van sedatieve effecten te garanderen, begint u de opnames 30 min nadat de Isofluraan is stopgezet. - Bevestig de positie van de micro-elektrodenarray implantaten postmortem door NISSL-kleuring na bevestiging en het snijden van het weefsel29.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Het doel van deze studie was het beschrijven van een stereotaxic neurochirurgische ingreep voor implantatie van micro-elektrode arrays voor elektrofysiologische opnames in de gewone marmoset. Een typische operatie (van anesthesie inductie tot anesthesie herstel) zal duren ongeveer 5 − 7 h, afhankelijk van het aantal arrays geïmplanteerd. Hier werden twee arrays symmetrisch geïmplanteerd, één in elk hersen halfrond. Elke array bevatte 32 roestvrijstalen micro draden, gerangschikt in zeven bundels die gericht zijn op versc...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit werk geeft een gedetailleerde beschrijving van de procedures die betrokken zijn bij de implantatie van micro elektrode-opname arrays in de hersenen van de Hapalomys. Dit zelfde protocol kan gemakkelijk worden gebruikt bij het implanteren van elektroden, of het nu zelfgemaakte of commercieel beschikbaar is, in andere kleine primaten. Bovendien kan het gemakkelijk worden aangepast voor andere experimentele uiteinden die precieze targeting van hersenstructuren vereisen. Daarom is dit protocol doelgericht vaag met betrek...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs willen Bernardo Luiz graag bedanken voor technische assistentie bij het filmen en bewerken. Dit werk werd gesteund door het Santos Dumont Institute (ISD), het Braziliaanse Ministerie van onderwijs (MEC) en Coordenação de Aperfeiçoamento de pessoal de nível Superior (CAPES).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Utrusting | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesiegebruiksset | BRASMED | COLIBRI | |
| Kapperschaar | Mundial | HC-SERIES | |
| Tandartsboor | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeotherme verwarmingspad en monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Stereotactische frame voor marmoset | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patiëntmonitor en pulsoximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotactische micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Chirurgisch microscoop | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instrumenten | |||
| Allis weefseltang | Sklar | 36-2275 | |
| Alm retractor, afgeronde punt, 4x4 tanden | Rhosse | RH11078 | |
| Geboogde McPherson-tang | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Geboogde chirurgische schaar | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Geboogde weefseltang | Sklar | 47-1186 | |
| Fijne dissectietang | WPI | WP5015 | |
| Tandartsboorkop | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring weefseltang | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 tandartsboorkop | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey naaldhouder | WPI | 15926-G | |
| Halstead muggentang | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatische tang, recht | Sklar | 17-1260 | |
| Juweeltang | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas oofthalmische microschaartjes, 3 mm punt | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Periostale rasp | Golgran | 38-1 | |
| Scalpelgreep | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Schroevendraaiers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Loodbouter | Hikari | 21K006 | |
| Chirurgische schaar | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Tang met tanden | WPI | 501266-G | |
| Voor eenmalig gebruik | |||
| 1 ml steriele spuit met 26 G naald | Descarpack | 7898283812785 | |
| Chirurgisch veld 130 cm x 140 cm, voorgesteriliseerde | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G naald, voorgesteriliseerde | Descarpack | 7898283812846 | |
| Chirurgisch veld 50 cm x 50 cm, voorgesteriliseerde | Esterili-med | 110100236 | |
| Wattenstaafjes met katoenen punt, voorgesteriliseerde | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Wattenstaafjes met katoenen punt | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Elektrodenarray | Zelf gemaakt | ||
| Endotracheale buis zonder cuff, binnendiameter 2,0 mm, buitendiameter 2,9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Vertind koperdraad, 0,15 mm diameter | |||
| M1.4x3 roestvrijstalen schroeven | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medische tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon chirurgische hechtdraad | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpelmes, voorgesteriliseerde | AdvantiVe | 1037 | |
| Soldeertin | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile zoutoplossing 0,9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Steriele chirurgische handschoenen | Maxitex | 7898949349051 | |
| Steriele chirurgische kleding | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Chirurgisch gaas, 15 cm x 26 cm voorgesteriliseerde | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Geneesmiddelen/Chemische stoffen | |||
| 0,25 mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2,5% Enrofloxacino veterinair antibioticum | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona veterinair ontstekingsremmer | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Waterstofperoxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isofluraan | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet acrylpolymerisatieoplossing | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet autopolymeriserende acryl | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine en fenylefrine 1,8 ml lokaal verdovingsmiddel | SS White | 7892525041049 | |
| Povidon-jodiumoplossing | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% chirurgische zeep | Rioquímica | 78977802 |
Referenties
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894(2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
